Name: 蛛网膜下腔出血急性和后遗症的研究兔血分流型号：技术问题 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min
Description: 了解兔蛛网膜下腔出血血分流模型的建立方法，通过锁骨下动脉插管和颅内压控制技术模拟人类病理生理条件。该模型可用于研究早期脑损伤和脑血管痉挛机制。

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作者感谢瑞士伯尔尼大学医院神经外科的Laurie von Melchner对稿件进行校对和编辑，以及波士顿儿童医院（波士顿，马萨诸塞州）的Paskus Jeremiah对初稿进行校对。我们感谢伯尔尼大学临床研究系实验外科研究所的Daniel Mettler（兽医学博士）、Max Müller（兽医学博士）、Daniel Zalokar和Olgica Beslac在动物护理、麻醉及手术协助方面的娴熟技术支持。感谢伯尔尼大学医院和伯尔尼大学重症医学科首席研究护士Michael Lensch，协助生理参数的实时数据监测与后期处理。感谢Edin Nevzati、Carl Muroi和Salome Erhardt在实验室技术与手术操作方面的出色协助。
本工作得到了瑞士伯尔尼伯尔尼大学医院和伯尔尼大学重症医学系、瑞士伯尔尼伯尔尼大学临床研究系，以及瑞士阿劳州立医院研究基金的资助。我们感谢Elsevier授予图1和图2的转载许可。

选用体重为 2.5 – 3.5 kg 的 3 月龄雌性新西兰兔进行本实验。本研究遵循美国国立卫生研究院关于实验动物护理和使用的指南，并获得瑞士伯尔尼州动物护理委员会的批准（批准号 #105/13）。所有外科手术均在瑞士伯尔尼伯尔尼大学医院临床研究部实验外科研究所的无菌条件下进行。手术期间及术后恢复全程由兽医麻醉师对动物进行监测。
1. 动物准备、体位固定与锁骨下动脉插管
<ol>
	<li>通过肌肉注射氯胺酮（30 mg/kg；Ketalar，50 mg/ml）和赛拉嗪（6 mg/kg；Xylapan 20 mg/ml）对兔诱导全身麻醉，并通过检测兔对有害刺激的反应来控制麻醉深度例如， 脚趾挤压）。若出现阳性反应，请参见1.7。</li>
	<li>下拉双眼的下眼睑，并在眼睑内涂抹少量眼膏，以防止干燥和进一步刺激。</li>
	<li>用20 G蝶形静脉留置针（20 G血管导管）穿刺耳侧静脉，胶带固定后连接重力输液袋，袋内含0.9%氯化钠溶液（500 ml/24 hr）及氯胺酮（40 mg/kg/hr）/赛拉嗪（4 mg/kg/hr），以实现持续静脉（i.v.）麻醉。每15分钟静脉追加镇痛药物（芬太尼，1 mcg/kg）。注意：避免使用挥发性气体麻醉剂，因其可导致脑灌注压（CPP）降低、脑血流量（CBF）增加，并降低脑氧代谢率。11 静脉麻醉药通过维持脑血流量和脑血管收缩，为神经麻醉提供了更理想的特性。12 在研究脑血管痉挛时，这一点至关重要。此外，尽管自主呼吸动物的死亡率有所升高，但其可能更接近人类急性蛛网膜下腔出血的真实情况。</li>
	<li>通过可监测呼气末二氧化碳（EtCO₂）的呼吸面罩提供氧气（1 - 2 L/min）2监测。</li>
	<li>安装三通道心电图（ECG）。将三个皮下电极以三角形排列置于兔腹侧；具体而言，一个电极置于右侧中胸部（与用于锁骨下动脉插管的无菌剃毛区域保持一定距离），另两个电极分别置于下腹部两侧肢体分布区域。</li>
	<li>手术期间每15分钟监测一次麻醉深度，通过观察呼吸频率、心电图信号监测的心率（HR）以及对有害刺激的反应来进行评估。</li>
	<li>若对有害刺激（脚趾挤压）出现阳性反应，可通过静脉注射氯胺酮推注（6 mg/kg）和赛拉嗪推注（0.05 mg/kg）和/或芬太尼推注（1 μg/kg）静脉注射，调整麻醉深度。</li>
	<li>将兔子仰卧位固定于体表加温板上，头部向下倾斜20°，并轻微转向对侧，以便暴露将要操作的锁骨下动脉侧。</li>
	<li>涂抹眼药膏，并对手术区域进行备皮：剃除右侧胸大肌区域（锁骨中三分之一段周围）、额骨、顶骨和枕骨部位的颅骨区域、颈部以及右侧股总动脉区域的毛发。</li>
	<li>用广谱消毒剂对皮肤消毒 3 分钟， 例如聚维酮碘</li>
	<li>用无菌巾覆盖兔子。所有后续操作均需在无菌条件下进行，并频繁局部应用4%盐酸罂粟碱和抗生素溶液（硫酸新霉素5 mg/ml），以防止血管操作引起的动脉痉挛和局部感染。</li>
	<li>用局部麻醉剂（1% 利多卡因，最大剂量6 mg/kg）浸润胸肌。做胸骨旁皮肤切口，分离并准备胸肌。在显微镜下解剖锁骨下动脉，于暴露的血管断端近端和远端分别放置结扎线（4-0 多股缝合线）。保留一条结扎线靠近近端控制位置，用于固定导管，并在远端结扎血管。</li>
	<li>在锁骨下动脉壁上做动脉切开术，使用弯头显微剪刀切开动脉，并逆行插入一根小型血管内三通接头导管。用双结结扎将导管固定于远端结扎处，以防止动脉扭曲或近端血管弯曲，同时避免导管滑脱或大出血。</li>
</ol>
2. 血压与动脉血气监测
<ol>
	<li>将三通旋塞连接至：i) 用于动脉血气（ABG）分析、pH、PaCO2、PaO2、碳酸氢盐、碱剩余和SO2检测的血管内插管，ii) 有创动脉血压监测装置，以及iii) 分流装置。</li>
	<li>采集血液样本进行ABG状态检测（PaCO2、PaO2），并持续监测标准的心血管和呼吸参数（血压、心率、心电图、呼吸频率及呼气末CO2），通过模拟输出接口将数据传输至模数转换器/数据记录仪并进行存储。 
	注意：每次实验前后均需在心脏水平对压力进行归零校准，且在系列实验开始前对模数转换器及数据记录系统进行一次压力校准。</li>
</ol>
3. 基线数字减影血管造影
<ol>
	<li>将一个外部定标装置（小球体）放置于下颌角两侧，以校准血管造影图像。 
	注意：这可实现对基线与随访血管直径进行事后测量的精确比较。</li>
	<li>通过插管动脉逆行动脉内团注非离子型碘帕醇（0.6 ml/kg，5 ml/sec，持续2秒），并立即用生理盐水冲洗导管，以防导管阻塞，从而完成数字减影血管造影（DSA）。</li>
	<li>采用快速连续血管造影记录，在5°左前斜位获取椎基底动脉系统图像（14秒内获取7幅图像）。</li>
	<li>用局部麻醉药（1%利多卡因，最大剂量6 mg/kg）浸润右侧股总动脉周围区域。做一小的腹股沟皮肤切口。在显微镜下进行可视化操作，分离股总动脉，并在暴露的血管两端分别结扎（使用4-0聚丝缝线）。</li>
	<li>完成动脉切开后，通过5-F导鞘插入股动脉。用生理盐水冲洗导鞘的侧管。</li>
	<li>在透视引导下，经导鞘将5-F导管推进至锁骨下动脉。建立路径图后，将导丝送至椎基底动脉系统。按步骤3.2所述，注射非离子型碘帕醇团注（0.6 ml/kg，5 ml/sec，持续2秒）进行DSA。</li>
</ol>
4. 转至俯卧位
<ol>
	<li>完成基线 DSA 后，将兔子从仰卧位重新置于俯卧位。注意不要移动或改变动脉内导管的位置。</li>
	<li>将头部置于头架中，保持 30° 角度，头朝下。</li>
</ol>
5. 小脑延髓池穿刺
<ol>
	<li>用聚维酮碘对头部和颈部皮肤消毒3次，每次1分钟，并用无菌巾覆盖手术区域。</li>
	<li>经皮插入一根22 G × 40 mm的儿科脊髓穿刺针至小脑延髓池，无需预先做皮肤切口或分离肌肉。</li>
	<li>在推进穿刺针沿枕外隆突骨性结构向下移动前，应确认动物已完全麻醉，方法是确保其无足趾夹捏反应；当感觉到阻力消失时即停止进针，切勿继续推进。</li>
	<li>将兔子头部向下倾斜约20°角，持续数分钟，观察到脑脊液自发滴出，即可确认穿刺针位置正确。</li>
</ol>
6. 颅内压与脑血流监测装置的安装
<ol>
	<li>沿中线切开皮肤和帽状腱膜后，置入小型手术拉钩。</li>
	<li>使用高速微型钻头，根据颅骨外部解剖标志，在颅骨额部进行三个圆形截骨（直径2 mm）图1)9, 即， 在必要时，于嗅球及双侧额部上方放置神经监测装置。使用毫米刻度尺确定钻孔位置的坐标，具体如下：颅内压（ICP）监测位于中瞳孔线，距中矢状线1至2 mm处；脑实质内激光多普勒探头位于冠状缝前4至5 mm，并向外侧偏移4至5 mm。图1).</li>
	<li>观察硬脑膜，并进行细致的止血：利用骨蜡的填塞作用对骨面止血，同时使用双极电凝对硬脑膜进行局部止血。</li>
	<li>将脑实质内颅内压（ICP）监测探头尖端置入右侧嗅球，深度为2 mm，然后进行校准。</li>
	<li>使用外部夹持系统放置两个激光多普勒血流测定细针探头，并将其分别插入右侧和左侧额叶半球对应钻孔中，位置位于脑室系统外侧， 即，置于中线位置以避免干扰脑脊液。将针式探头插入深度达2.5 mm。</li>
	<li>放置神经监测探头后，用大块骨蜡严密封闭所有颅骨钻孔，以确保颅腔的液体密闭性。</li>
	<li>使用多参数监护仪和四通道激光多普勒组织血流灌注监测仪，测量平均动脉血压（MAP）、颅内压（ICP）和脑血流量（CBF）的基础值参数。</li>
</ol>
7. 分流诱导
<ol>
	<li>通过充满血液的压力监测管，将枕大池的脊髓穿刺针连接至先前已插管的锁骨下动脉。使用三通阀进行血压测量，并作为采血口。 
	注意：蛛网膜下腔出血（SAH）的严重程度取决于出血量，可通过脑组织取材时蛛网膜下腔血凝块的分布范围进行粗略估计5,11。</li>
	<li>从SAH发生前6分钟起，持续监测平均动脉压（MAP）、心率（HR）、心电图（ECG）、呼吸频率和呼气末二氧化碳（CO2），采样频率为1 Hz，至少持续至SAH发生后20分钟。</li>
	<li>在打开锁骨下动脉与枕大池之间的分流通道以通过压力梯度诱导SAH之前，需确认动物已完全麻醉，方法是确保其对足趾夹捏无反应。 
	注意：可通过在任意时间点关闭分流通道（例如，当颅内压达到预期水平时）来实现对SAH的控制。</li>
	<li>记录约15分钟时间内的稳态数值。</li>
	<li>当颅内压（ICP）达到峰值后，保持脊髓穿刺针位置不变，直至ICP恢复至接近基线水平的稳态。若ICP平台期持续超过10秒，或ICP出现自发性下降，则关闭分流通道。</li>
	<li>移除脑血流（CBF）细针探头和ICP探头，用骨蜡封闭颅骨钻孔，拔除所有导管（包括锁骨下导管，因为导管操作伴随的连续出血与较高的发病率和死亡率相关，并会增加感染风险），使用硫酸新霉素彻底冲洗伤口，并缝合皮肤。</li>
</ol>
8. 术后管理
<ol>
	<li>该操作过程持续约2小时。由于氯胺酮和赛拉嗪的半衰期较短，动物恢复时间也相对较短——大约为1小时。在恢复期间，动物应置于加热灯下。无需额外补充液体。在此术后初期恢复阶段，每8小时皮下注射一次丁丙诺啡0.02 mg/kg，持续24小时。</li>
	<li>为实现术后72小时内的有效镇痛，将释放速率为12.5 μg/hr的透皮芬太尼贴剂贴于动物颈部已剃毛区域。</li>
	<li>在动物恢复至能够维持胸卧位意识水平之前，不得使其无人看护。</li>
	<li>接受手术的动物，在完全恢复前不得与其他动物同笼饲养。</li>
</ol>
9. 第3天随访数字减影血管造影以评估DCVS
<ol>
	<li>按照上述方法执行步骤 1.1 至 3.6。</li>
	<li>通过动脉内推注硫喷妥钠（40 mg/kg）（Pentothal，Ospedalia AG，Hünenberg，瑞士）处死动物。如需进行组织学和免疫组织化学分析，应在室温下以 100 cm H2O 的灌注压力进行心脏灌注固定。</li>
</ol>

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</ol>

无。作者对本研究中使用的任何药物、材料或设备均无财务或商业利益。本工作未获得特定资助。作者对所呈现研究的设计和实施负全部责任，并声明在本研究所用材料和方法或论文中所述结果方面不存在利益冲突。他们确认遵守了伦理标准。本研究遵循美国国立卫生研究院关于实验动物护理和使用的指南，并获得瑞士伯尔尼州动物护理委员会的批准（批准编号 #109/07 和 #107/09）。

分流模型产生的病理变化与人类急性蛛网膜下腔出血后所观察到的相似3,8,10有研究指出，EBI 可能会加剧、维持甚至诱发 DCVS12，因此该模型可能有助于研究SAH后DCVS的早期和晚期阶段，包括EBI以及DCVS的相互作用。特别是，可重复的 体内 DCVS 监测技术，包括 DSA13，计算机断层扫描血管造影14，以及经颅多普勒超声15 在兔子中的应用比在更小的实验动物中更为便捷。该模型不仅能实现无需检查者干预的自发性蛛网膜下腔出血（SAH），还允许使用者控制出血严重程度的不同水平（如出血量或颅内压，以及随之发生的脑灌注压变化）。
最重要的是，该模型在急性蛛网膜下腔出血（SAH）后能够产生高度一致、可重复且符合病理生理学特征的病程。与其他急性SAH模型相比，再出血几乎不会发生，死亡率也相对较低16,17。在分流系统中置入血流探头可进一步实现出血期间SAH体积的实时评估10。然而，大型动物实验的相关成本显著高于更常...

动脉瘤性蛛网膜下腔出血（SAH）是最具生命威胁的神经病理状况之一，常导致永久性神经功能损伤或死亡1。既往研究主要关注延迟性脑血管痉挛（DCVS）作为SAH相关神经功能缺损的主要病因2。然而，SAH患者在治疗血管痉挛后临床预后普遍不佳，促使研究重点扩展至SAH后早期脑损伤（EBI）的影响3。深入理解EBI和DCVS在SAH后不良临床预后中的作用，对于开发更有效的治疗策略至关重要。
迄今为止，向小脑延髓池内单次或双次自体血注射一直是研究蛛网膜下腔出血（SAH）诱导迟发性脑血管痉挛（DCVS）的标准造模方法2-6。尽管该模型在以往研究中被广泛使用，但它很可能无法再现与SAH诱导的早期脑损伤（EBI）相关的关键神经病理学改变7。相比之下，血管内穿刺法已被证实可引发严重的急性病理生理变化，部分模拟了EBI的临床表现7。
本报告描述了一种新型的蛛网膜下腔出血（SAH）兔模型，该模型旨在同时研究早期脑损伤（EBI）和延迟性脑血管痉挛（DCVS），从而更准确地表征SAH诱导的病理变化8-10。 通过所述技术，对标准的枕大池模型进行改良，即通过体外分流装置将锁骨下动脉与枕大池相连。血流由此与兔的生理状态相耦合，并由动脉血压与颅内压之间的压力梯度驱动。当脑内压（ICP）等于舒张压且分流系统中的血液发生凝固时，出血自行停止。利用宿主自身的生理机制可减少操作者依赖性的SAH诱导过程，从而建立一种更为稳定一致的SAH模型，能够可靠地产生EBI和DCVS两种表型3,8-10。

<table><tbody><tr><td>设备</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>手术显微镜</td><td>Zeiss，耶拿，德国</td><td></td><td>Zeiss OPMI-MD 外科显微镜</td></tr><tr><td>外科器械</td><td>B. Braun，德国</td><td></td><td>5 号医用镊子；8 cm 血管剪；4 mm 微夹</td></tr><tr><td>呼吸机</td><td>Hugo Sachs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>毛发剪刀</td><td>3M Surgical Clipper&amp;nbsp;</td><td></td><td>Starter Kit 9667A</td></tr><tr><td>体温加热板</td><td>FHC</td><td></td><td></td></tr><tr><td>血气分析仪</td><td>Radiometer，哥本哈根，丹麦</td><td>ABL 725</td><td></td></tr><tr><td>心脏监护仪</td><td>Camino 多参数监护仪，Integra，美国新泽西州普莱恩斯伯勒</td><td>AP-05</td><td></td></tr><tr><td>软件分析</td><td>BIOPAC Systems, Inc.，美国加利福尼亚州戈莱塔</td><td></td><td>Biopac MP100 及 acqKnowledge 软件，版本 3.8.1</td></tr><tr><td>软件分析</td><td>ImagePro Discovery，MediaCybernetics，美国马里兰州银泉</td><td></td><td>Image-Pro Plus 版本&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>血管造影设备</td><td>DFP 2000 A-Toshiba</td><td>MIIXR0001EAA</td><td></td></tr><tr><td>颅内压监测仪</td><td>Camino Laboratories，美国加利福尼亚州圣地亚哥</td><td></td><td>ICP 监测仪，型号 110-4B</td></tr><tr><td>血流监测仪</td><td>Oxford Optronix Ltd.，英国牛津</td><td></td><td>CAL KIT 微球溶液</td></tr><tr><td>激光多普勒血流测定细针探头</td><td>Oxford Optronix Ltd.，英国牛津</td><td></td><td>MNP110XP，直径 0.48 mm</td></tr><tr><td>压力导管</td><td>B. Braun，德国</td><td></td><td>PE 1.0 mm &amp;times; 2.0 mm</td></tr><tr><td>麻醉监护仪</td><td>GE Medical Systems，瑞士&amp;nbsp;</td><td></td><td>Datex S5 监护仪</td></tr><tr><td>材料</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>20 G 血管导管</td><td>Smiths Medical</td><td></td><td>Jelco 静脉导管，货号 REF 4057</td></tr><tr><td>5.5 F 三腔中心静脉导管&amp;nbsp;</td><td>Connectors，塔格尔施万根，瑞士</td><td></td><td>硅胶导管 STH-C040</td></tr><tr><td>22 G × 40 mm 针头&amp;nbsp;</td><td>Emergo Group Inc.，荷兰</td><td></td><td></td></tr><tr><td>高速微型钻</td><td>Stryker，索洛图恩，瑞士</td><td>5400-15&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>骨蜡</td><td>Ethicon, Johnson &amp; Johnson，美国新泽西州</td><td>ETHW31G</td><td></td></tr><tr><td>双极电凝镊</td><td>Aesculap, Inc.，美国宾夕法尼亚州</td><td>US349SP&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>氯胺酮</td><td></td><td></td><td>任意通用产品</td></tr><tr><td>赛拉嗪</td><td></td><td></td><td>任意通用产品</td></tr><tr><td>丁丙诺啡</td><td></td><td></td><td>任意通用产品</td></tr><tr><td>芬太尼</td><td></td><td></td><td>任意通用产品</td></tr><tr><td>透皮芬太尼基质贴片&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>任意通用产品</td></tr><tr><td>1% 利多卡因&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>任意通用产品</td></tr><tr><td>4% 盐酸罂粟碱&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>任意通用产品</td></tr><tr><td>硫酸新霉素&amp;nbsp;</td><td>Research Organics Inc.，美国俄亥俄州</td><td></td><td>任意通用产品</td></tr><tr><td>聚维酮碘&amp;nbsp;</td><td></td><td></td><td>任意通用产品</td></tr><tr><td>0.9% 氯化钠</td><td></td><td></td><td>任意通用产品</td></tr><tr><td>碘帕醇&amp;nbsp;</td><td>Abott Laboratories，美国伊利诺伊州</td><td></td><td>任意通用产品</td></tr><tr><td>3-0 可吸收缝线</td><td>Ethicon Inc.，美国</td><td>VCP824G</td><td></td></tr><tr><td>5-0 不可吸收缝线</td><td>Ethicon Inc.，美国</td><td>8618G</td><td></td></tr><tr><td>4-0 多股缝线</td><td>Ethicon Inc.，美国</td><td>VCP284G</td><td></td></tr></tbody></table>

用于研究蛛网膜下腔出血急性期与远期后遗症的兔血液分流模型：技术要点

The Rabbit Blood-shunt Model for the Study of Acute and Late Sequelae of Subarachnoid Hemorrhage: Technical Aspects

早期脑损伤和迟发性脑血管痉挛均会导致蛛网膜下腔出血（SAH）后的不良预后。目前，能够模拟这两种情况的可重复且可控的动物模型尚不常见。因此，需要建立新的模型以模拟SAH引起的人体病理生理状况。
本报告介绍了兔血液分流性蛛网膜下腔出血（SAH）模型的技术细节，该模型可实现对颅内压（ICP）的控制。通过在动脉系统与蛛网膜下腔之间建立体外分流，可在闭合颅腔内实现不受操作者影响的SAH。文中详细描述了分步操作流程和所需设备，以及为获得较低死亡率和并发症率而需注意的技术要点。同时阐述了成功建立这一稳定、简便且可重复的、可控制ICP的兔SAH模型所必需的关键手术细节。

本报告中描述的SAH兔血液分流模型在损伤后24小时即可在海马（图2A，B）、基底皮层（图2A，B）和脑血管系统（图2C）中诱导早期脑损伤（EBI），并表现出特征性的血液分布模式（图2D）8。此外，该模型在SAH诱导后第3天可引发中至重度的迟发性脑血管痉挛（DCVS）（图3）10。由于急性SAH时发生呼吸骤停或严重心动过缓，死亡率为20 - 30%。几乎所有兔子在第1至第3天均表现出神经功能缺损的进行性加重10。在该时间点，动物处于完全麻醉状态。从技术角度来看，该血液分流模型可实现不受操作者主观影响且可控的SAH诱导（图4）。
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兔实验性颅内压控制的血液分流蛛网膜下腔出血（SAH）模型结合了标准操作步骤——锁骨下动脉插管和经皮小脑延髓池穿刺，可高度模拟人类SAH后的病理生理状态。本文提供了详细的分步操作说明，并讨论了成功建立实验性SAH模型的关键手术要点。

早期脑损伤和迟发性脑血管痉挛均是导致蛛网膜下腔出血（SAH）后不良预后的重要因素。可重复且……

本实验的总体目标是在兔体内建立一种不受检查者影响的、由颅内压（ICP）控制的血液分流急性蛛网膜下腔出血（SAH）模型。该模型的建立分为三个步骤：首先，对锁骨下动脉进行插管；其次，进行数字减影血管造影；最后一步，放置神经监测探头和脊髓穿刺针。将脊髓穿刺针和锁骨下动脉连接至分流装置，以诱导产生与操作者无关的、由颅内压（ICP）控制的急性蛛网膜下腔出血（SAH），最终可监测动物在急性SAH期间的颅内压、脑血流量（CBF）以及心肺呼吸反应。该方法有助于回答神经血管领域的关键问题，例如早期脑损伤和迟发性脑血管痉挛如何影响预后及死亡率。在动脉瘤性蛛网膜下腔出血模型建立过程中，首先将已镇静的家兔仰卧位固定，前后肢均固定于手术台面。以如下方式安装三通道心电图仪：将三个皮下电极以三角形排列方式置于兔腹部腹侧。接着，使用聚维酮碘或类似消毒剂对右侧胸肌区域、锁骨中段约三分之一处的皮肤进行消毒，并用无菌单覆盖动物。用局部麻醉药浸润胸肌后，做一条外侧近中线的皮肤切口，并暴露胸肌。通过钝性分离上下方向的肌纤维，直至可见锁骨下动脉。然后在显微镜下，使用两把直显微镊子游离锁骨下动脉，并在其远端进行结扎，再用四号聚丝缝线和一把弯显微镊子在暴露的近端周围放置结扎线。接下来，使用弯头显微剪刀切开锁骨下动脉壁，并逆行插管进入动脉。然后，朝向近端结扎处用双结结扎固定导管；此外，再朝向远端结扎处用双结结扎进一步固定导管，以防止动脉扭曲或近端血管弯曲，并避免导管滑脱或大出血。随后采集血样进行动脉血气分析，并持续监测标准的心血管和呼吸参数。将外部测量装置置于下颌角处，以校准血管造影图像，并实现对基线及随访血管直径进行事后测量的精确比较。随后通过插管动脉逆行注入非离子型碘油造影剂（IOP IOL），并立即用生理盐水冲洗导管，以防导管堵塞。完成基线数字减影血管造影后，将兔重新置于俯卧位，操作时需注意避免移动或重新定位动脉内导管。连接动脉血压监测装置，开始持续监测标准的心血管和呼吸参数，包括心电图、动脉血压、外周血氧饱和度、呼气末二氧化碳以及核心体温。通过模拟输出接口将数据传输至模拟-数字转换数据记录仪并进行存储。将头部置于固定架中，使其呈30度角向下倾斜，随后用聚维酮碘对头颈部皮肤消毒三次，每次持续一分钟。用无菌手术单覆盖新的手术区域后，做一条正中皮肤切口。插入小型手术拉钩，根据颅骨外标志进行三处环形截骨，并校准神经监测探头。放置颅内压和脑实质内激光多普勒血流神经监测探针，并用骨蜡封闭骨孔，以确保颅腔液体密闭，维持闭合颅腔状态，从而保持颅内脑灌注压（ICPCPP）和平均动脉压（MAP）的稳态。接下来，将一根22号40毫米的儿科脊髓穿刺针经皮插入小脑延髓池。然后沿骨性枕外隆凸滑动穿刺针，直至探测到间隙。将兔子头部向下倾斜20至30度角，持续数分钟，观察脑脊液是否自发滴出，以确认穿刺针位置正确。现在，使用充满血液

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蛛网膜下腔出血急性和后遗症的研究兔血分流型号：技术问题

本文介绍了一种优化的显微外科技术，用于构建模拟人类脑动脉分叉部动脉瘤的动脉分叉部动脉瘤模型。将静脉囊缝合至两侧颈总动脉人工创建的真实分叉处。借助改进的显微外科操作技术，以及积极的术后抗凝和镇痛措施，可显著降低动物手术并发症发生率，并实现较高的动脉瘤通畅率。...

兔模型中静脉 pouch 动脉分叉动脉瘤的显微外科技术：技术要点

动脉瘤性蛛网膜下腔出血（SAH）是指动脉瘤破裂后血液流入蛛网膜下腔所引起的出血。尽管由于治疗手段的不断改进，该疾病的发病率和死亡率已呈下降趋势，但蛛网膜下腔出血后脑血管痉挛的风险仍与数年前持平。自1979年Barry et al. 首次在实验性脑血管痉挛模型中使用大鼠以来，建立一种全面且可重复的动物模型以识别脑血管痉挛的启动事件，一直是研究的重点。早期在大鼠中的研究表明，向小脑延髓池单次注射自体血可导致急性（数分钟内发生）但不会引起迟发性脑血管痉挛3, 6,...

一种低死亡率的大鼠模型用于评估实验性蛛网膜下腔出血后迟发性脑血管痉挛

本视频演示了建立蛛网膜下腔出血大鼠模型的操作步骤。对麻醉后的大鼠植入探针，用于测量颅内压和脑血流量。确定目标位置后，将针头插入视交叉前位置。随后将自体血注入蛛网膜下腔，导致颅内压升高、脑血流量下降，从而成功建立模型。...

建立自体血注射诱导的蛛网膜下腔出血大鼠模型

一种蛛网膜下腔出血的小鼠模型

开发和测试用于颅内动脉瘤治疗的血管内装置仍然具有重要意义。目前大多数动脉瘤模型要么缺乏动脉退化管壁的重要特征，要么无法模拟真实分叉处的血流动力学。因此，我们旨在设计一种新型的兔动脉囊状分叉模型。...

兔动脉囊微血管吻合分叉动脉瘤模型

本方案中，我们描述了一种通过向小脑延髓池两次注射自体全血来建立标准化的蛛网膜下腔出血（SAH）小鼠模型的方法。这种双次注射操作具有高度的标准化，属于一种中度至急性SAH模型，且在死亡率方面相对安全。...

经大池双次直接注射血液作为蛛网膜下腔出血模型

蛛网膜下腔出血在人类中仍具有较高的死亡率和致残率。为了促进对该疾病及其病理生理机制的进一步研究，本文介绍了一种视交叉前单次注射模型。...

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蛛网膜下腔出血的血管内穿孔模型结合磁共振成像（MRI）

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用于揭示创伤后应激障碍神经、血液学及行为相关性的动物模型中的生物标志物

了解兔蛛网膜下腔出血血分流模型的建立方法，通过锁骨下动脉插管和颅内压控制技术模拟人类病理生理条件。该模型可用于研究早期脑损伤和脑血管痉挛机制。

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