Name: 大鼠异位心脏腹部/在卷装配置单肺移植 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 16 s
Description: 学习大鼠异位心脏腹部单肺移植技术，通过动态容量负荷实现移植物实时功能评估。该方法利用压力-容积导管监测血流动力学，为移植生物学和心血管生理学研究提供新型实验模型。

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Mark J. Kearns 获得不列颠哥伦比亚大学临床研究员项目（由加拿大皇家内科和外科医师学院颁发）以及不列颠哥伦比亚大学4YF博士奖学金的支持。
John H. Boyd 是国家疗养院协会和 Michael Smith 健康研究基金会学者。本研究获得加拿大卫生研究院（CIHR）资助。作者谨此感谢 M. Allard 博士和 Richard Wamboldt 在灌注设备的安装与维护方面提供的帮助。

所有动物的饲养和护理均遵循国家和机构关于实验动物护理与使用的指南。本方案已获得不列颠哥伦比亚大学动物护理委员会的伦理批准。本方案使用雄性Sprague-Dawley大鼠，体重介于300 - 450 g之间。
1. 供体手术
<ol>
	<li>将约 100 ml&#160;的停跳液（室温）置于一个圆底烧瓶中，并通过三通阀连接至较长的静脉（IV）导管管路。使用支架将烧瓶抬高至手术平面以上约 80 cm 处，以利用重力输送停跳液。</li>
	<li>为充分观察解剖结构，使用手术放大镜或解剖显微镜。 
	注：目前我们使用放大倍数为 3.4 – 21.3X 的双目手术显微镜。</li>
	<li>将供体置于麻醉室中，使用 4 – 5% 异氟烷诱导麻醉。</li>
	<li>将大鼠转移至手术平台，通过鼻罩以 1 – 2% 异氟烷维持麻醉。在动物眼部涂抹兽用眼膏以防止干燥。使用 25 G 针头经腹腔注射咪达唑仑（2 mg/kg）。</li>
	<li>使用手术剪刀，从剑突至下颌对供体进行剃毛。同时剃除左侧腹股沟的小片区域（用于后续静脉通路建立）。在手术区域涂抹脱毛剂，等待约 5 分钟后，用纱布擦除毛发。</li>
	<li>使用聚维酮碘或氯己定为基础的溶液对术区进行消毒（我们仅使用氯己定）。在切口部位皮下浸润 0.1 – 0.5% 利多卡因。</li>
	<li>用胶带将前肢及左后肢固定于手术平台上，右后肢保持自由，以便监测麻醉深度和生命体征。</li>
	<li>通过脚掌夹捏确认麻醉深度适当后，使用 22 号刀片在左侧腹股沟皱褶处做切口。通过钝性分离暴露左侧股总静脉，并按如下方式建立静脉通路：
	<ol>
		<li>轻柔牵开覆盖股静脉的组织，使用 24 G 静脉导管穿刺静脉。将导管连接至一段短的生理盐水预充导管，并用胶带固定导管位置。 
		注：大鼠股静脉插管操作已在 Jespersen 及同事的研究中另有描述14。</li>
		<li>将一个装有生理盐水的 10 ml&#160;注射器连接至静脉导管，轻柔回抽血液以确认导管位置正确。</li>
		<li>通过静脉导管注入 300 – 500 IU 的未分馏肝素，随后用 3 – 5 ml&#160;生理盐水冲洗导管。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>接下来，按如下步骤对供体进行气管切开：
	<ol>
		<li>使用 22 号刀片在胸骨上切迹与下颌之间的软组织正中线处做切口。使用梅岑鲍姆剪刀在正中线处切开甲状腺囊膜，并通过钝性分离将其两叶分开。</li>
		<li>通过钝性分离，在正中线处分开颈部的带状肌，暴露气管前表面。</li>
		<li>使用弯头镊子在气管周围进行钝性分离，形成环形分离平面。用 4-0 丝线环绕气管并打结固定。</li>
		<li>使用虹膜剪在甲状腺软骨下方约 5 mm 处横向切开气管前壁。轻柔插入气管插管（14 G 静脉导管），并用 4-0 丝线固定。</li>
		<li>将气管插管连接至机械呼吸机。将氧气和异氟烷气流转向呼吸机回路，并根据动物体重设定的呼吸频率和潮气量进行通气13。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用 22 号刀片在胸部正中线处做切口，切口从胸骨上切迹向下延伸至剑突下方。</li>
	<li>保持正中线位置，使用骨剪进行胸骨正中劈开。使用自动牵开器牵开胸骨边缘。进入心包腔和胸膜腔。</li>
	<li>进行胸腺切除术。首先在正中线处钝性分离胸腺，然后结合钝性与锐性分离将其从周围结构分离。 
	注：在将胸腺从胸骨上缘分离时，可能损伤胸廓内动脉的起始部。为防止出血，可在切除胸腺前于这些位置使用止血夹。</li>
	<li>使用梅岑鲍姆剪刀和/或锐性拉钩，将下腔静脉（IVC）周围的脂肪组织分离。确保下腔静脉从上腔静脉-心房连接处至膈肌下缘的范围内基本无脂肪和结缔组织附着。</li>
	<li>使用锐性拉钩，环形游离上腔静脉（SVC），并用 4-0 丝线环绕固定。</li>
	<li>接下来，将左无名静脉从周围结构中游离，并在其近端和远端用 4-0 丝线结扎。切除中间的静脉段以暴露左锁骨下动脉。</li>
	<li>使用锐性拉钩环形游离主动脉弓分支血管。在无名动脉近端和远端施加外科夹，并在两夹之间切断该动脉。保留左颈总动脉和左锁骨下动脉不夹闭。</li>
	<li>接下来，使用 24 G 静脉导管对上腔静脉进行插管。用先前放置的 4-0 丝线固定导管。</li>
	<li>准备快速而轻柔地获取移植物。</li>
	<li>使用锐性剪刀在膈肌表面稍上方切断下腔静脉。在插管位置上方切断上腔静脉，注意避免损伤邻近的气道结构。</li>
	<li>关闭呼吸机并断开气管插管。在近端横断气管。</li>
	<li>用镊子夹住已切断的气管，整块取出心脏和肺。在取出心肺移植物时需轻柔牵拉并辅以锐性分离。将气管与下方的食管分离。避免损伤降主动脉，以确保获取后保留较长的完整降主动脉段。</li>
</ol>
2. 心肺移植物的制备
注意：在完成该步骤的过程中，应由助手对受体啮齿类动物进行麻醉，并准备移植移植物。
<ol>
	<li>将心肺移植物置于手术纱布上，心脏前表面朝下。使用锐性分离技术去除残留的食管，注意避免损伤后部气道。</li>
	<li>定位胸主动脉降部，插入一根16 G钝头灌注导管，并用4-0丝线固定导管。</li>
	<li>找到主动脉弓分支血管，对左锁骨下动脉应用外科夹夹闭。左颈总动脉保持开放，以便后续排气操作。</li>
	<li>将停跳液管路连接至16 G主动脉导管，给予首剂停跳液。必须用镊子暂时夹闭颈动脉，以确保停跳液充分灌注。 
	注意：使用主动脉导管的优势在于可根据需要连续或间歇性地给予停跳液。对于间歇性给药，我们通常每10–15分钟以5 ml&#160;为一次剂量，持续30–45秒进行灌注。</li>
	<li>使用梅兹南鲍姆剪刀和/或锐性拉尔剪，剥离主动脉周围的脂肪组织。确保从左锁骨下动脉（远端主动脉弓）至插管部位之间的主动脉基本无脂肪和结缔组织附着。</li>
	<li>接着使用锐性拉尔剪暴露左主支气管，并用4-0丝线在其近端结扎。使用虹膜剪在结扎线远端切断左支气管。通过用4-0丝线结扎左肺动脉和肺静脉完成左肺切除术，在结扎线远端切断并移除左肺。</li>
	<li>同法处理，切除其余所有肺叶，仅保留右上叶和右中叶。在进行肺叶切除时注意避免损伤下腔静脉（IVC）。</li>
	<li>将停跳液管路连接至主动脉导管，在受体准备期间持续灌注停跳液。将心肺移植物置于无菌容器中（e.g., 烧杯）。</li>
</ol>
3. 受体操作
<ol>
	<li>按照上述供体手术的方法麻醉受体动物。使用兽用眼膏保护动物眼睛，防止干燥。通过足底夹捏法频繁确认麻醉深度。</li>
	<li>将动物按供体手术方式摆放体位，但此次保留右侧前肢自由，以便监测生命体征和麻醉深度。</li>
	<li>从剑突至阴茎区域剃除腹部毛发，并在左侧腹股沟区域剃除一小块毛发（用于后续静脉通路）。在手术区域涂抹脱毛剂，等待约5分钟，然后用纱布清除毛发。</li>
	<li>使用聚维酮碘或氯己定溶液准备手术部位。在切口部位皮下浸润0.1 - 0.5%利多卡因。</li>
	<li>按照上述指导对受体进行气管切开并通气。或者，也可通过鼻罩维持麻醉。</li>
	<li>按照上述方法将导管插入股静脉。通过静脉输液管注入300 - 500 IU未分馏肝素，随后用3 - 5 ml&#160;生理盐水冲洗管路。</li>
	<li>使用22号手术刀从剑突至阴茎做腹正中切口，行剖腹术。使用自持式拉钩牵开腹壁。随后将肠管向上并向大鼠左侧牵开，用温热的生理盐水浸湿纱布包裹。</li>
	<li>锐性分离覆盖的后腹膜脂肪，暴露下腔静脉（IVC）和腹主动脉。</li>
	<li>准备好弯曲血管钳并置于备用状态。</li>
	<li>在近端和远端完整游离下腔静脉和主动脉，并用4-0丝线分别环绕结扎。两结扎点之间应保留约2 - 3 cm的距离。</li>
	<li>小心应用弯曲血管钳，确保下腔静脉和主动脉有足够部分暴露于钳口上方。</li>
	<li>使用连接盛有生理盐水的1 ml&#160;注射器的25 G针头，在下腔静脉前壁做切口。用Potts剪刀将切口延长至与供体下腔静脉开口长度相匹配。</li>
	<li>将心肺移植物从容器中取出，并断开停跳液连接。将移植物置于受体腹腔内，调整至适合进行静脉吻合的最佳位置。 
	注：心肺移植物最终应呈轻度斜向定位，心尖指向腹腔左下象限。</li>
	<li>使用9-0尼龙缝线固定吻合口的足端和跟端。在两端打结固定，保留缝针连接在较长的缝线端，短端留待后续打结。给予一次停跳液剂量。</li>
	<li>连续缝合方式完成一半缝线，并与对侧短端缝线打结。给予一次停跳液剂量。</li>
	<li>完成另一半缝线并打结固定。静脉吻合完成。给予一次停跳液剂量。</li>
	<li>调整心肺移植物方向，使心尖指向腹腔左下象限。确保静脉吻合口无扭曲或成角。</li>
	<li>评估供体主动脉所需长度，以确保在无张力且无扭曲状态下完成下腔静脉和主动脉的吻合。</li>
	<li>使用虹膜剪在左锁骨下动脉远端切断降主动脉。</li>
	<li>使用连接盛有生理盐水的1 ml&#160;注射器的25 G针头，在受体主动脉前壁做切口。用Potts剪刀将切口延长至与供体主动脉开口长度相匹配。</li>
	<li>使用9-0尼龙缝线将供体主动脉的足端（上部）固定于受体主动脉。然后将针穿至主动脉内侧，以连续缝合方式完成一半吻合。</li>
	<li>在主动脉吻合口的跟端反转缝合方向（缝合方向的过渡），以连续缝合方式完成外侧一半的吻合。</li>
	<li>缓慢拔出上腔静脉（SVC）内的静脉导管，并用外科夹结扎SVC。</li>
	<li>通过定位未夹闭的左侧颈总动脉排除主动脉内气体。保持动脉开放并竖直向上，以便气体自由排出。</li>
	<li>短暂打开弯曲血管钳的钳口，使颈总动脉出血2 - 3秒以排气，然后重新夹闭血管钳。</li>
	<li>对颈总动脉施加外科夹，随后移除弯曲血管钳。</li>
	<li>检查缝合线处是否有出血。如有出血，根据出血严重程度使用外科纱布轻压止血，或用一段9-0尼龙缝线进行修补。</li>
	<li>供体心脏应在数分钟内恢复搏动。</li>
	<li>密切监测受体的生命体征、麻醉深度，并根据需要给予容量复苏。</li>
	<li>根据实验终点，可选择关闭动物腹腔并让其从麻醉中恢复，或准备进行心血管功能评估。 
	注：移植物功能评估示例包括体内负荷依赖性和非负荷依赖性血流动力学指标、体外Langendorff和工作心脏模式下的功能测定，以及（在存活手术中）超声心动图或磁共振成像检查。</li>
	<li>在急性终末实验结束时，通过放血法对动物实施安乐死。</li>
</ol>

<ol><li>Abbott, C. P., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+heart+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Surg%22%5BJournal%5D)">A technique for heart transplantation in the rat.</a> Arch Surg. 89 (1964), 649-652 (1964).</li>
<li>Ma, Y., Wang, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+2+heterotopic+heart+transplant+techniques+in+rats%3A+cervical+and+abdominal+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">Comparison of 2 heterotopic heart transplant techniques in rats: cervical and abdominal heart.</a> Exp Clin Transplant. 9 (2), 128-133 (2011).</li>
<li>Wiedemann, D., Boesch, F., Schneeberger, S., Kocher, A., Laufer, G., Semsroth, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft+function+after+heterotopic+rat+heart+transplant+with+an+isolated+reperfused+working+heart%3A+a+methodic+consideration%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">Graft function after heterotopic rat heart transplant with an isolated reperfused working heart: a methodic consideration.</a> Exp Clin Transplant. 10 (2), 154-157 (2012).</li>
<li>Chen, Z. H., Xia, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+of+heterotopic+heart-lung+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22J+Tongji+Med+Univ%22%5BJournal%5D)">The technique of heterotopic heart-lung transplantation in the rat.</a> J Tongji Med Univ. 6 (2), 67-70 (1986).</li>
<li>Ibrahim, M., Navaratnarajah, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+abdominal+heart+transplantation+in+rats+for+functional+studies+of+ventricular+unloading%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Heterotopic abdominal heart transplantation in rats for functional studies of ventricular unloading.</a> J Surg Res. 179 (1), e31-e39 (2013).</li>
<li>Asfour, B., Hare, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+new+model+of+physiologically+working+heterotopic+rat+heart+transplantation+provides+hemodynamic+performance+equivalent+to+that+of+an+orthotopic+heart%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">A simple new model of physiologically working heterotopic rat heart transplantation provides hemodynamic performance equivalent to that of an orthotopic heart.</a> J Heart Lung Transplant. 18 (10), 927-936 (1999).</li>
<li>Figueiredo, J. -L., Nahrendorf, M., Sosnovik, D. E., Weissleder, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((MRI+of+a+novel+murine+working+heart+transplant+model%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">MRI of a novel murine working heart transplant model.</a> Circ Heart Fail. 2 (3), 272-274 (2009).</li>
<li>Wen, P., Wang, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+technique+for+a+new+working+heterotopic+heart+transplantation+model+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">A simple technique for a new working heterotopic heart transplantation model in rats.</a> Transplant Proc. 45 (6), 2522-2526 (2013).</li>
<li>Didié, M., Biermann, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preservation+of+left+ventricular+function+and+morphology+in+volume-loaded+versus+volume-unloaded+heterotopic+heart+transplants%5BTitle%5D)+AND+%22A.Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Preservation of left ventricular function and morphology in volume-loaded versus volume-unloaded heterotopic heart transplants.</a> A.Am J Physiol Heart Circ Physiol. 305 (4), H533-H541 (2013).</li>
<li>Galiñanes, M., Zhai, X., Hearse, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+load+on+atrophy%2C+myosin+isoform+shifts+and+contractile+function%3A+studies+in+a+novel+rat+heart+transplant+preparation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">The effect of load on atrophy, myosin isoform shifts and contractile function: studies in a novel rat heart transplant preparation.</a> J Mol Cell Cardiol. 27 (1), 407-417 (1995).</li>
<li>Yokoyama, H., Ohmi, M., Murata, S., Nakame, T., Tabayashi, K., Mohri, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Proposal+of+a+working+left+heart+model+with+a+heterotopic+transplantation+technique+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Proposal of a working left heart model with a heterotopic transplantation technique in rats.</a> J Heart Lung Transplant. 14 (4), 706-712 (1995).</li>
<li>Maruyama, T., Swartz, M. T., McBride, L. R., Pennington, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Working+heart+model+of+heterotopic+heart-lung+transplantation+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Working heart model of heterotopic heart-lung transplantation in rats.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 107 (1), 210-215 (1994).</li>
<li>Pacher, P., Nagayama, T., Mukhopadhyay, P., Bátkai, S., Kass, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measurement+of+cardiac+function+using+pressure-volume+conductance+catheter+technique+in+mice+and+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Protoc%22%5BJournal%5D)">Measurement of cardiac function using pressure-volume conductance catheter technique in mice and rats.</a> Nat Protoc. 3 (9), 1422-1434 (2008).</li>
<li>Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Femoral+arterial+and+venous+catheterization+for+blood+sampling%2C+drug+administration+and+conscious+blood+pressure+and+heart+rate+measurements%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements.</a> J Vis Exp. (59), 3496-3410 (2012).</li>
<li>Habertheuer, A., Kocher, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innovative%2C+simplified+orthotopic+lung+transplantation+in+rats%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Innovative, simplified orthotopic lung transplantation in rats).</a> J Surg Res. 185 (1), 419-425 (2013).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

成功实施此处所述技术取决于多个因素。其中关键因素包括确保供体和受体动物的稳定性，采用细致且安全的手术技术以尽量减少失血，确保心脏停搏完全且移植物冷却均匀，尽量缩短总缺血时间，以及充分排除移植物内的空气。如上所述，该技术的主要局限性在于其技术上的复杂性。
我们在多个方面改进了既往的HAHLT技术。供体和受体手术中所述的改良方法为以可控且高效的方式完成必要的手术步骤提供了途径。所描述的心肌保护方案是尽量减少缺血期间损伤的理想手段。最终结果是获得一个几何结构已优化、损伤已最小化、且内在移植物功能尽可能得以保留的HAHLT移植物。
上述技术可获得具有动态且接近生理状态心室负荷条件的HAHLT移植模型。一旦掌握该技术，移植构型即可实现对移植物功能的完整in vivo表征。如前所述，可急性或慢性改变前负荷和后负荷条件，也可对供体肺进行急性再通气。研究人员可广泛地将此模型应用于多种疾病状态的研究，同时保留对移植物结构与功能进行评估的能力。

1964年，Abbott 及其同事首次描述了异位腹部心脏移植（HAHT）的啮齿动物模型1。该技术及其后续改良方法已被广泛应用于评估移植移植物功能及免疫状态。目前已报道的大多数 HAHT 技术均涉及非容量负荷的心脏2,3。尽管已有涉及容量负荷心室的 HAHT 模型报道，但这些模型常在一项或多项方面存在局限性。
既往已有报道采用左心室（LV）容量负荷的异位腹腔心肺移植术（HAHLT）。Chen 及其同事4，以及随后 Ibrahim 及其同事5 描述了仅通过单一主动脉-主动脉吻合（供体升主动脉至受体腹主动脉）的 HAHLT 术式。在此循环中，心室所承受的唯一容量负荷来自冠状静脉回流。Asfour 及其同事描述了一种 HAHT 技术，通过将供体肺动脉（PA）与供体左心房（LA）吻合，从而消除肺循环回路6。在此循环中，右心室（RV）的静脉流入通过供体上腔静脉（SVC）与受体下腔静脉（IVC）的吻合实现，随后左心室的负荷通过主动脉-主动脉吻合口射出。该模型的心脏功能曾通过体内（in vivo）实验以及使用 Langendorff 装置进行体外（in vitro）评估。Figueiredo 及其同事描述了一种与我们类似的小鼠 HAHLT 模型7。右心室的静脉流入通过供体上腔静脉与受体下腔静脉的吻合实现，血液随后流经单一肺循环，左心室负荷通过主动脉-主动脉吻合口射出。在该研究中，心脏功能通过磁共振成像（MRI）进行评估。Wen 及其同事描述了一种独特的 HAHT 技术，其中左心室通过受体主动脉与供体左心房的吻合实现负荷8。因此，左心室在体循环压力下充盈。然而，该模型中并未评估心脏功能，也未确定左心室每搏输出量是否为前向射血。
上述提及的许多技术涉及非生理性的左心室负荷条件，包括仅通过冠状静脉回流来部分模拟左心室负荷的技术。另一方面，许多技术更接近生理性的左心室负荷状态。其中大多数技术，例如 Asfour 及其同事所采用的方法，省略了肺循环，通过供体肺动脉至供体左心房的吻合来实现循环6,9。Galinanes 及其同事描述的循环方式10采用受体腔静脉直接与供体左心房吻合，从而绕过了肺循环和右心系统。Yokoyama 及其同事则通过结扎供体肺动脉并在供体心脏中建立房间交通来实现类似效果（从而排除了供体肺组织和右心循环）11。Maruyama 及其同事提出的循环方式12涉及供体左肺动脉与受体主动脉之间的吻合，使左心室可通过肺循环作为通路进行充盈，但实质上仍排除了右心系统的参与。
在接近生理负荷条件的情况下，我们在两个主要方面改进了HAHLT技术。首先，据我们所知，本研究报道的精确配置在大鼠中尚未见描述，这可能是研究移植心肺移植物生理学、结构及免疫学特性最为灵活的循环模式。其次，我们阐述了如何直接评估移植移植物的功能。 在体内 对于该应用，可将压力-容积导纳导管直接插入移植心脏的左心室心尖部位，从而实现完整的心脏功能表征。 
本文所述技术可应用于移植移植物功能的急性和慢性研究，其功能评估既可在体内（in vivo）也可在体外（in vitro）进行。我们介绍一种模型，其负荷条件可接近生理状态，但也可通过将静脉回流引导至移植物或远离移植物，对心室负荷程度进行急性和慢性调控。后负荷条件同样可被调节。由于在此移植构型中保留了肺脏及其气道，研究者可对供体肺进行急性再通气。独特之处在于，肺再通气会改变灌注移植冠状动脉的血液成分。在非通气状态下，从供体主动脉射出的血液为去氧血，与受体主动脉中的氧合血混合；而在急性通气状态下，射出的血液则变为氧合血。因此，可在通气与非通气状态以及不同负荷条件下比较移植移植物的功能。
以下方案描述了对先前所述的HAHLT供体和受体操作的重要改进。同时介绍了一种在缺血期间（供体器官摘取至受体植入之间的时间）保护移植移植物的优化技术。该技术的优点包括可能接近原位移植移植物的生理条件，以及广泛的研究应用前景。其重要局限性在于技术复杂性。在充分的指导和练习下，该技术的优势很可能超过其应用中的挑战。

<table><tbody><tr><td>西尔西奥心脏停搏液</td><td>Genzyme</td><td></td><td>该溶液在整个操作过程中保持冰上保存。我们自行配制该溶液，并进行了轻微修改。</td></tr><tr><td>啮齿类动物呼吸机</td><td>Harvard Apparatus</td><td>Model 683</td><td></td></tr><tr><td>生命体征监护仪</td><td>Nonin</td><td>Model 9847V</td><td>显示 SpO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 和心率。</td></tr><tr><td>静脉套管针</td><td>Jelco</td><td>3063</td><td>24–26 G × 3/4&quot; 套管针。</td></tr><tr><td>静脉输液管路</td><td>CareFusion</td><td>MP9259-C</td><td>短长度连接管路（18 cm）。</td></tr><tr><td>外科夹钳</td><td>Teleflex Medical</td><td>001204</td><td>Horizon 钛夹结扎夹。</td></tr><tr><td>缝合线</td><td>Ethicon, Sharpoint</td><td>LA54G, AK-0107</td><td>3-0 丝线卷线，以及 9-0 Prolene 缝线（单臂，DR5 针头）。</td></tr><tr><td>外科器械</td><td>不适用</td><td>不适用</td><td>所使用的器械为通用型，可从任意外科耗材公司购买。</td></tr></tbody></table>

大鼠异位腹部心脏/单肺联合移植在容量负荷配置下的手术方法

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

本文介绍了一种大鼠异位腹部心脏-肺联合移植（HAHLT）的新技术。移植器官的血管吻合方式包括将供体下腔静脉（IVC）与受体下腔静脉（IVC）吻合，以及将供体升主动脉（Ao）与受体腹主动脉（Ao）吻合。保留供体右侧上叶和中叶肺组织，作为血液从右心流向左心的通路。
采用该技术具有多项优势，并适用于广泛的应用场景。由于移植物以允许动态容积负荷的构型进行移植，因此可直接在活体（in vivo）条件下评估心脏功能。使用压力-容积导纳导管可对负荷依赖性和非负荷依赖性血流动力学参数进行表征。通过在受体动物下腔静脉肝下段施加夹闭，可将移植物转换为负荷状态。本文描述了供体和受体手术的改良外科技术，以及理想的心肌保护策略。根据实验目的，该模型可适用于对移植物功能、免疫状态及不同心室负荷条件进行急性和慢性研究。移植肺的传导气道得以保留，可实现肺组织的急性再通气。这有助于分析混合静脉血和动脉血为移植物提供冠状动脉灌注所产生的影响。
该模型的一个局限性在于其技术复杂性。新操作者需要经历显著的学习曲线，理想情况下应在技术上得到指导。对于希望应用该模型的研究人员而言，具备外科培训背景将具有优势。尽管该模型较为复杂，我们仍力求以清晰且易于应用的形式呈现。由于该模型在生理学上与原位移植具有高度相似性，并且适用的研究领域广泛，投入精力学习该技术很可能是值得的。

上述描述的HAHLT技术具有较高的技术难度，需要密切关注细节。表1强调了与成功和失败操作相关的一些关键因素，可作为解决技术难题的参考指南。
当受体主动脉解除钳夹后，应可见移植物冠状动脉充盈富氧血液。相应地，心肌应变为粉红色并得到良好灌注。在技术成功的实验中，心脏通常在移植物再灌注后不久即开始搏动。应使移植物保持在无负荷状态（受体下腔静脉仍钳夹）至少20至30分钟，以允许其功能恢复。此后，可根据实验目的调整移植物的负荷条件。可根据需要采用更定量的移植物功能评估指标（以及判断成功结局的指标）。如方案所述，体内和体外功能研究，以及超声心动图和磁共振成像检查均可提供此类信息。图1和图2即为此方法可急性获得的体外基线及前负荷阻断条件下的压力-容积数据示例。这些研究中的血流动力学数据可为研究者提供心输出量、每搏输出量、心腔容积、心率、射血分数、收缩末期弹性以及前负荷可募集的每搏功等参数。其他多个参数亦可根据需要进行量化。
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我们介绍了一种大鼠异位腹部心肺联合移植（HAHLT）的新技术。该移植构型可实现移植物循环的部分负荷，从而允许对功能进行直接评估。此模型可用于研究移植移植物的急性或慢性功能及免疫状态。

本文介绍了一种大鼠异位腹腔心脏-肺移植（HAHLT）的新技术。移植器官的构建方式……

本实验的总体目标是以一种允许容量负荷的配置，进行心脏和单肺移植物的异位移植。首先获取供体的心肺移植物，随后准备受体，然后将供体组织植入受体体内。最后，对供体移植物组织进行除气并重新灌注。最终，可使用压力-容量导管实时评估移植物功能。该技术相较于现有的异位腹部心脏移植等方法的主要优势在于，加入肺移植物后可实现通过原生循环的前向血流，从而促进心肺移植物的动态容量负荷，并有利于移植后的心血管功能评估。为准备供体动物的下腔静脉（IVC）以进行后续吻合，首先从腔静脉-心房连接处开始，向下至膈肌，剥离下腔静脉周围的腔静脉周围脂肪组织。接着，使用锐性器械向下作环形分离，游离上腔静脉（SVC），并用4-0丝线环绕结扎。将左静脉从周围结构中游离，并在其近端和远端分别进行结扎。然后切除下腔静脉之间的部分，完整暴露左锁骨下动脉，游离无名动脉和左颈总动脉，并在无名动脉近端和远端分别应用血管夹。接着使用26号静脉导管剪断两血管夹之间的动脉段，对上腔静脉进行插管，并用预先准备好的4-0丝线结扎固定。随后，为获取心肺移植供体，在膈肌上方紧邻处切断下腔静脉，在插管部位上方切断上腔静脉，操作时需注意避免损伤气管。然后在气管近端进行横断。用镊子夹住气管，施加轻柔牵引并结合锐性分离，将气管与下方的食管分离。整块切除心脏和肺组织。然后将心脏的前表面朝下放置。用一个钝头的16号套管插管降主动脉，使用锐利的器械下方注入5至10毫升停跳液。接着暴露左主支气管，用4-0丝线结扎，并在结扎远端切断支气管。然后仅保留右上叶和右中叶肺组织，将其余部分切除，并将移植物置于适当的容器中，直至移植时使用。游离受体的下腔静脉和主动脉，分别在近端和远端进行环周分离。随后在每个部位用4根0号丝线环绕结扎，夹闭部位之间保留约2至3厘米的间距。当血管清晰可见时，使用一把弯钳夹住下腔静脉（IVC）和主动脉，确保每条血管均有足够长度的游离段用于吻合。接下来，使用连接在盛有生理盐水的1毫升注射器上的25号针头，在下腔静脉前壁做一切口。然后用眼科剪将切口延长至与供体下腔静脉开口长度相匹配，并用9-0尼龙缝线固定吻合口两端，每个锚定点处留出较短的线头，或以连续缝合方式打结固定吻合口。完成缝合线的一半，并将其与对侧的短缝合端打结固定。然后完成并打结固定缝合线的另一半。开始主动脉吻合时，使用9-0尼龙缝线将主动脉横断的上部固定锚定。然后以连续缝合方式，从吻合口内侧开始缝合，至外侧结束。将缝线与剩余的短端缝线打结，并使用外科夹结扎上腔静脉（SVC）。随后缓慢而谨慎地松开弯曲的血管钳，使主动脉通过颈动脉端出血。数秒后，使用血管夹结扎颈动脉，并观察移植物是否止血成功、再灌注成功以及自主心脏活动是否恢复。此处展示了异位腹腔心脏和肺移植后，离体工作心脏功能评估中具有代表性的离体基础压力-容积数据，如图所示为前负荷阻断情况。通过该方法也可急性获取压力-

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