Name: 从人外周T细胞无饲养条件下，使用仙台病毒诱导多能干细胞的生成 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-11-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 32 s
Description: 了解利用仙台病毒在无饲养层条件下将人外周血T细胞重编程为诱导多能干细胞的技术流程。该方法通过消除病原体污染风险，为再生医学和疾病建模提供安全高效的iPSC制备方案。

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感谢庆应义塾大学医学院的Yoshiko Miyake、Sayaka Kanaami、Chihana Fujita、Miho Yamaguchi、Natsuko Henmi和Rei Ohno提供的技术支持。本工作部分由加速健康研究成果转化的R&amp;#38;D Systems支持项目以及再生医学实现高速公路计划资助。

1. 准备活化的人类T细胞
<ol>
	<li>通过静脉穿刺从供体采集 10 ml 肝素抗凝全血。
	<ol>
		<li>在静脉穿刺前须事先获得供体的知情同意。静脉穿刺必须由具备资质且经过培训的专业人员操作。</li>
		<li>使用无菌设备处理所采集的血液样本，并遵循适当的生物安全指南。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>用 10 ml D-PBS(–) 稀释 10 ml 肝素抗凝全血。</li>
	<li>将 15 ml Ficoll 溶液（Ficoll-Paque PREMIUM）加入一个新的 50 ml 锥形管中。</li>
	<li>将步骤 1.2 中制备的 20 ml 血液溶液小心地铺加到步骤 1.3 中的 Ficoll 溶液上层。使用电动移液器，使步骤 1.2 中制备的血液溶液沿管内壁缓慢流下。注意避免血液溶液与 Ficoll 溶液混合。</li>
	<li>在室温下以 400 × g 离心 30 分钟。将离心机的减速速度设置为“慢速”。 
	注意：离心后，在上层乳白色血浆层与下层透明 Ficoll 层之间会出现一层白色薄层。该白色薄层含有单个核细胞。</li>
	<li>用 1 ml 移液器将单个核细胞层转移至一个新的 50 ml 锥形管中。注意不要混入 Ficoll 溶液。</li>
	<li>向单个核细胞中加入 D-PBS(–)，使总体积达到 10 ml，然后在室温下以 200 × g 离心 5 分钟。</li>
	<li>弃去上清液。向单个核细胞中加入 10 ml D-PBS(–)，在室温下以 200 × g 离心 5 分钟。</li>
	<li>弃去上清液，向收集的单个核细胞中加入 1 ml KBM502 培养基，使用血细胞计数板进行细胞计数。通过适当的 Ficoll 分离方法，从 10 ml 肝素抗凝全血中可获得超过 5 × 106 个单个核细胞。</li>
	<li>用 D-PBS(–) 配制浓度为 10 µg/ml 的抗人 CD3 抗体溶液。将抗人 CD3 抗体溶液加入 6 孔板中，润湿每孔表面，并在 37 °C、5% CO2 培养箱中孵育至少 30 分钟。</li>
	<li>在接种细胞前，从各孔中移除抗人 CD3 抗体溶液，并用 D-PBS(–) 洗涤一次。</li>
	<li>将步骤 1.9 中制备的单个核细胞以 2.5 × 105 个细胞/cm2 的密度接种于涂有抗人 CD3 抗体的 6 孔板中，使用 KBM502 培养基。在 37 °C、5% CO2 培养箱中孵育 3–7 天，期间不更换培养基，直至 T 细胞达到汇合状态。此阶段的 T 细胞既有悬浮细胞，也有贴壁细胞。</li>
</ol>
2. 使用 SeV 载体感染人 T 细胞
<ol>
	<li>培养3–7天后，用移液管吸取含有活化T细胞的培养基，转移至15 ml锥形离心管中，在室温下以200 × g离心5分钟。</li>
	<li>弃去上清液，加入1 ml新鲜KBM502培养基。计数细胞后，将1.5 × 106个细胞（溶于2 ml新鲜KBM502培养基中）接种至已包被抗CD3抗体的6孔板的每个孔中。</li>
	<li>将含有OCT3/4-SeV/TSΔF、SOX2-SeV/TSΔF、KLF4-SeV/TSΔF和c-MYC (HNL)-SeV/TS15ΔF的SeV溶液置于冰上解冻。</li>
	<li>分别将含有OCT3/4-SeV/TSΔF、SOX2-SeV/TSΔF、KLF4-SeV/TSΔF和c-MYC (HNL)-SeV/TS15ΔF的SeV溶液加入各孔，每种病毒的感染复数（MOI）为10。在37 °C、5% CO2培养箱中继续孵育24小时。</li>
</ol>
3. 从人T细胞中去除SeV载体
<ol>
	<li>感染后24小时，用移液器收集感染的细胞。如果有贴壁细胞，可通过反复吹打轻松解离。将细胞转移至15 ml锥形管中，在室温下以200 × g离心5分钟。</li>
	<li>弃去含有SeV载体的上清液，加入2 ml新鲜的KBM502培养基。将细胞重新接种至各孔中，在37 °C、5% CO2培养箱中继续孵育24小时。</li>
</ol>
4. 在 Matrigel 层上重新接种细胞
<ol>
	<li>通过在 4 °C 下解冻基底膜基质凝胶（具体品牌请参见材料列表），并将 0.2 ml 溶解于 10 ml DMEM/F12 培养基中，制备基底膜基质溶液。 
	注意：基质凝胶（具体品牌请参见材料列表）需在 4 °C 下过夜解冻以确保完全融化。使用前应始终保持在冰上。</li>
	<li>每皿加入 5 ml 基底膜基质溶液至 100-mm 培养皿中，在接种细胞前于室温放置至少 30 分钟。每个实验至少需要两个 100-mm 培养皿。</li>
	<li>用移液器收集 SeV 感染的细胞，转移至 15-ml 圆锥形离心管中，在室温下以 200 × g 离心 5 分钟。</li>
	<li>弃去上清液，加入 1 ml 新鲜的 KBM502 培养基。使用血细胞计数板计数细胞数量，移除步骤 4.2 中准备好的 100-mm 培养皿中的基底膜基质溶液，并将 1 × 105 和 1 × 106 个细胞（溶于 10 ml 新鲜 mTeSR 培养基中）接种到涂有基底膜基质的 100-mm 培养皿上。最后，选择克隆易于挑取的培养皿进行后续操作。</li>
	<li>将培养皿置于 37 °C、含 5% CO2 的培养箱中过夜培养。</li>
	<li>每隔一天更换一次 10 ml 新鲜 mTeSR 培养基。 
	注意：感染后约 20–30 天，将出现形态上与胚胎干细胞（ESCs）非常相似的克隆。</li>
</ol>
5. 扩增T细胞来源的iPSCs
<ol>
	<li>通过在 4 °C 下解冻基底膜基质凝胶（有关本研究中使用的具体品牌，请参见材料列表），并将其 0.2 ml 溶解于 10 ml DMEM/F12 培养基中，制备基底膜基质溶液。</li>
	<li>在 6 孔板中每孔加入 1 ml 基底膜基质溶液，在室温下放置至少 30 分钟，然后进行克隆挑选。</li>
	<li>在 96 孔板中每孔加入 20 µl mTeSR 培养基。</li>
	<li>在体视显微镜下使用 20 µl 移液器挑选形态类似于胚胎干细胞（ESC）的克隆。 
	注意：胚胎干细胞（ESC）和诱导多能干细胞（iPSC）的克隆呈圆形且扁平，如图 1B所示。</li>
	<li>将挑选出的克隆转移至第 5.3 步中已加入 mTeSR 培养基的 96 孔板中。</li>
	<li>每孔加入 200 µl mTeSR 培养基，使用 200 µl 移液器在体视显微镜下轻柔地上下吹打，使克隆分散成小团块。吸去第 5.2 步中准备好的孔内的基底膜基质溶液，将每个克隆分别放入经基底膜基质包被的 6 孔板的一个孔中，每孔加入 2 ml mTeSR 培养基。</li>
	<li>每隔一天更换为 2 ml 新鲜的 mTeSR 培养基。</li>
</ol>
6. 维持T细胞来源的iPSCs
T细胞来源的诱导多能干细胞可以采用与人类诱导多能干细胞和人类胚胎干细胞相同的技术进行维持和保存。一旦诱导多能干细胞集落生长至足够大小，可通过重复相同操作步骤将其扩增至更大的培养皿中。
<ol>
	<li>每1–2天更换一次mTeSR培养基。</li>
	<li>当细胞集落生长至融合状态时，每5–7天根据生产商说明书，使用人iPSC和hESC解离溶液对细胞进行传代。</li>
</ol>

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</ol>

作者声明无任何竞争性或利益冲突需要披露。

我们描述了一种在无血清且无饲养层的条件下，利用基质胶（matrigel）、mTeSR培养基和SeV载体组合，从人外周血T细胞生成诱导多能干细胞（iPSCs）的实验方案。对于iPSCs的临床应用而言，建立一种能够稳定生成iPSCs的方案以及采用创伤更小的细胞取样方法至关重要。尽管使用基质胶与mTeSR培养基组合生成iPSCs的重编程效率低于使用敲除血清替代物（KSR）培养基和饲养细胞的方法，但该组合能够实现从供体稳定生成iPSCs16。稳定的iPSCs生成结合低侵入性的细胞取样方法，其优势在于可扩大可用于iPSCs制备的供体数量。
SeV 载体是一种负链 RNA 病毒，不会整合到宿主基因组中。因此，在重编程因子诱导阶段即可避免致瘤风险20-24。此外，无饲养层条件采用成分明确的培养基与基质胶（matrigel）组合，替代传统饲养层，从而可最大限度地降低暴露于未知外源因子的潜在风险。这些技术的结合为再生医学提供了侵入性更小、更安全的诱导多能干细胞（iPSC）技术16。
本方案中的关键步骤包括激活人T细胞（步骤1）以及用SeV载体感染T细胞（步骤2）。若在SeV感染后的最佳观察时间未获得ESC样克隆，应考虑以下因素。首先，T细胞激活前单个核细胞的汇合度可能不适宜，因为T细胞的有效激活对SeV感染至关重要25,26。单个核细胞密度过高会导致细胞死亡，从而干扰T细胞的正常激活；密度过低也会妨碍T细胞的正常激活与增殖。因此，应检查并相应调整单个核细胞的汇合度。其次，SeV载体的剂量可能不足。诱导iPSC克隆的效率依赖于病毒剂量6。若SeV感染后未观察到ESC样克隆，可考虑将病毒剂量增加至MOI为15–20。若观察到iPSC克隆出现分化迹象，可增加换液频率，至每隔一天一次，或在克隆较大时每天换液一次。
本方案的局限性在于该方法并非无病毒体系。尽管用于细胞重编程的仙台病毒（SeV）可方便地从商业途径获得，但使用者需要根据相应的生物安全等级准备设备。作为另一种生成无整合型诱导多能干细胞（iPSCs）的方法，目前一直使用附加体型载体27-29。尽管附加体型载体可在生物安全等级较低的设备中使用，但其仍可能以极低频率插入宿主基因组。因此，与使用SeV时相同，需要额外检测以确认转基因的完全消失。
另一个局限性在于，该技术并非完全不含动物来源成分。某些基质材料，如基质胶（matrigel）、抗CD3单克隆抗体（anti-CD3 mAb）、解离溶液和SeV溶液均来源于动物制品，因此存在传播异种病原体的风险。然而，由于风险较低，减少培养体系中动物来源成分对于iPSC技术的临床应用具有重要意义。

诱导多能干细胞（iPSCs）作为一种革命性的细胞来源，在再生医学领域已引起广泛关注1-3。迄今为止，已有多种生成iPSCs的方法被报道4,5。其中，由人T细胞生成的iPSCs尤其受到关注，因其细胞取样方法具有较低的侵入性6-8。此外，来源于T细胞的iPSCs含有T细胞受体（TCR）基因的重排，因此可作为抗原特异性T细胞的来源9,10。因此，安全地生成T细胞来源的iPSCs对于推动再生医学的发展具有重要意义。
该方法基于降低不可预测致病性风险的理念。为了确保诱导多能干细胞（iPSCs）在临床应用中的安全性，降低暴露于病原体的风险至关重要11。此前，在许多多能干细胞培养体系中，胎牛血清和饲养层细胞常被用作必需试剂12。然而，为了降低不可预测的致病性风险，在iPSC的制备过程中，最好从培养体系中去除这两种试剂。
此外，该方法具有避免对患者进行侵入性细胞取样以及繁琐的饲养细胞制备的优点。由于T细胞来源的诱导多能干细胞已成功应用于疾病研究13,14，该方法同样适用于从患者体内生成疾病特异性的诱导多能干细胞，具有重要应用价值。
在T细胞重编程方法中，使用仙台病毒（SeV）载体作为基因载体是一种能够高效生成诱导多能干细胞（iPSCs）的方法7,16。此外，由于SeV是一种单链RNA病毒，其复制过程无需DNA中间阶段，因此在iPSCs的生成过程中使用SeV可避免对宿主基因组造成断裂17-19。因此，我们已建立了在无血清、无饲养层条件下，利用基质胶（matrigel）、mTeSR培养基和SeV载体联合应用，从人外周血T细胞生成iPSCs的技术方案。

<table><tbody><tr><td>Ficoll-Paque PREMIUM</td><td>GE Healthcare</td><td>17-5442-02</td><td></td></tr><tr><td>纯化型 NA/LE 小鼠抗人 CD3 抗体</td><td>BD Pharmingen</td><td>555336</td><td></td></tr><tr><td>牛血清白蛋白 V 型溶液</td><td>Gibco</td><td>15260-037</td><td></td></tr><tr><td>mTeSR1 培养基试剂盒</td><td>STEM CELL</td><td>5850</td><td>使用前于室温预热</td></tr><tr><td>解离溶液</td><td>ReproCELL</td><td>RCHETP002</td><td></td></tr><tr><td>D-PBS(&amp;ndash;)</td><td>Wako</td><td>045-29795</td><td></td></tr><tr><td>SeV 载体试剂盒 CytoTune-iPS ver.1.0</td><td>DNAVEC</td><td>DV-0303c</td><td>使用前冰上解冻</td></tr><tr><td>100 mm 组织培养皿</td><td>Falcon</td><td>353003</td><td></td></tr><tr><td>96 孔组织培养板</td><td>Falcon</td><td>353078</td><td></td></tr><tr><td>6 孔组织培养板</td><td>Falcon</td><td>353046</td><td></td></tr><tr><td>15&amp;#160;ml 离心管</td><td>Greiner Bio-One</td><td>188271</td><td></td></tr><tr><td>50&amp;#160;ml 离心管</td><td>Greiner Bio-One</td><td>227261</td><td></td></tr></tbody></table>

利用仙台病毒在无饲养层条件下由人外周血t细胞生成诱导性多能干细胞

Generation of Induced Pluripotent Stem Cells from Human Peripheral T Cells Using Sendai Virus in Feeder-free Conditions

近年来，诱导多能干细胞（iPSCs）作为一种用于再生治疗的新型细胞来源，受到了广泛关注。尽管最初生成iPSCs的方法依赖于通过侵入性活检获取的皮肤成纤维细胞，并采用逆转录病毒将外源基因插入基因组，但人们已做出诸多努力以克服这些缺点。人类外周血T细胞是生成iPSCs的一种独特细胞来源。由T细胞衍生的iPSCs含有T细胞受体（TCR）基因的重排，可作为抗原特异性T细胞的来源。此外，基因组中T细胞受体的重排还具有标记单个细胞系的潜力，可用于区分移植细胞与供体细胞。为了iPSCs在临床中的安全应用，重要的是尽量降低新生成的iPSCs暴露于有害物质的风险。尽管胎牛血清和饲养层细胞在多能干细胞培养中曾是必需成分，但为了降低不可预知致病性的风险，最好将其从培养体系中去除。为解决这一问题，我们建立了一种利用仙台病毒从人类外周血T细胞生成iPSCs的方案，以减少iPSCs暴露于未明病原体的风险。尽管操作仙台病毒需要具备相应生物安全等级的设备，但该病毒可在不插入基因组的情况下高效感染活化的T细胞。在本方案中，我们展示了在无饲养层条件下，结合活化T细胞培养与仙台病毒感染，从人类外周血T细胞生成iPSCs的方法。

通过本方案，使用者能够稳定地从人外周血T细胞生成诱导多能干细胞（iPSCs）。在多个供体样本中，使用仙台病毒（SeV）和Matrigel从T细胞诱导生成iPSC的重编程效率约为0.002%–0.005%，且经过数次传代后未检测到仙台病毒的存在16。图1A展示了在无饲养层条件下，利用Matrigel和mTeSR培养基生成T细胞来源iPSC的实验流程示意图。感染SeV后约20–30天，可观察到具有胚胎干细胞（ESC）样形态的iPSC克隆（图1B）。免疫荧光染色结果显示，在无饲养层条件下生成的T细胞来源iPSC表达典型的多能性细胞标志物（NANOG、OCT3/4、SSEA4、TRA-1-60和TRA-1-81）（图1C）。
<img alt="人类T细胞重编程为iPSC；标志物表达分析的示意图与显微镜图像。" src="/files/ftp_upload/53225/53225fig1highres.jpg" width="700" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1"> 
图1. （A）：本研究中在无饲养层条件下重编程T细胞的实验流程示意图。（B）：采血后第27天，在无饲养层条件下获得的典型类似胚胎干细胞（ESC）形态的iPSC克隆。（C）：来源于T细胞的iPSC在无饲养层条件下生成后，碱性磷酸酶（ALP）染色及多能性与表面标志物（NANOG、OCT3/4、SSEA4、TRA-1-60 和 TRA-1-81）的免疫荧光染色结果。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53225/53225fig1highres.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>

本方案描述了如何在无饲养层条件下，利用含重编程因子的基质胶和仙台病毒载体，从人外周血T细胞生成诱导性多能干细胞（iPSCs）。

利用仙台病毒在无饲养层条件下由人外周血T细胞生成诱导性多能干细胞

近年来，诱导多能干细胞（iPSCs）作为再生治疗的新细胞来源引起了广泛关注。尽管最初生成iPSCs的方法依赖于……

本实验的总体目标是在无饲养层条件下，从人外周血T细胞生成诱导性多能干细胞（iPSCs）。该方法有助于回答再生医学领域中的关键问题，包括iPSC细胞如何应用于临床治疗。该技术的主要优势在于，可在不引入潜在有害因子的情况下获得iPSC细胞，从而降低致病风险。由于这种侵入性细胞取样方法结合了降低发育中的诱导多能干细胞暴露于未明病原体风险的优势，该技术的应用前景已扩展到具有临床相关性的诱导多能干细胞疗法领域。因此，该方法可为诱导多能干细胞的临床治疗研究提供重要见解，也可应用于疾病模型构建等其他研究领域。通过将10毫升肝素化全血与10毫升DPBS溶液混匀，开始制备活化的人T细胞。将15毫升Fol溶液加入50毫升锥形管中。沿管内壁缓慢移液稀释后的血液，使其分层覆盖于溶液上方。注意不要扰动界面。在室温下以400 × g离心30分钟。离心后可见三层，包括下层透明层、含有单个核细胞的薄白色层以及上层乳白色血浆层。将单个核细胞层转移至新的50毫升锥形管中，注意不要转移任何滤液。随后加入DPBS，使总体积达到10毫升。在室温下以200 × g离心5分钟。弃去上清液，用10毫升DPBS洗涤细胞，以200 × g离心5分钟，然后移除上清液。随后向细胞中加入1毫升KBM 5 0 2培养基，使用血细胞计数板进行细胞计数，以准备细胞培养皿。用含10微克/毫升抗人CD3抗体的PBS溶液包被6孔板的各孔。将板置于37°C、5%二氧化碳条件下孵育至少30分钟。孵育后，从孔板中移除抗体溶液，用 PBS 洗涤一次，然后以每平方厘米 2.5 × 10⁵ 个细胞的密度将单个核细胞接种于包被的六孔板中，每孔总体积为 2 毫升 KBM 502 培养基。在不更换培养基的情况下孵育细胞 3 至 7 天，此时 T 细胞应达到汇合状态。孵育 3 至 7 天后，将活化的 T 细胞连同培养基转移至 15 毫升锥形管中，在 200 × g 离心 5 分钟。弃去上清液，加入 1 毫升新鲜的 KBM 502 培养基。计数细胞，并将1.5 × 10⁶个细胞接种到含有2 mL KBM 502培养基的抗CD3抗体包被的6孔板的每个孔中。随后，在冰上解冻OC3、SOX2、KLF4和C-MYC-H以及L型仙台病毒溶液，将每种经基因工程改造的仙台病毒分别加入各孔中，感染复数（MOI）为10。在37 °C、5% CO₂条件下孵育24小时。然后用移液器收集感染的细胞，并转移至15 mL锥形离心管中。以200 × g离心细胞5分钟。弃去上清液，加入2毫升新鲜KBM 502培养基。将细胞重新置于6孔板的各孔中，并在细胞培养箱中孵育24小时。为了培养细胞，首先在4°C条件下过夜解冻基底膜基质溶液，将0.2毫升该溶液溶解于10毫升DMEM/F12培养基中，将5毫升基底膜基质溶液接种至100毫米培养皿中。将培养皿置于室温下至少30分钟，使基质充分包被培养皿，然后再接种细胞。与此同时，收集感染SAI病毒的T细胞至15升锥形管中，在200 × g条件下离心5分钟。然后将组织块重悬于1 mL新鲜的KBM 502培养基中，在30分钟孵育结束后，使用血细胞计数板对细胞进行计数。移除两个培养板中的基底膜基质溶液，随后将1 × 10⁵个细胞和1 × 10⁶个细胞分别重悬于10 mL新鲜的M-T-E-S-R培养基（一种用于诱导多能干细胞的饲养层细胞无血清培养基）中。将每种细胞悬液分别用移液器接种至单独的100 mm培养皿中。将培养板放入细胞培养箱中孵育。20至30天后每隔一天更换一次培养基。应出现类似胚胎干细胞集落的克隆。为IPSC扩增准备六块壁板，每孔加入1毫升基底膜基质溶液，在室温下孵育30分钟。同时，在体视显微镜下观察含有IPSC集落的培养板，用20微升移液器刮取单个集落进行分离。将每个集落转移至96孔板的一个孔中，孔内含有20微升M-T-E-S-R培养基。转移克隆后，向每个孔中加入 200 微升 M-T-E-S-R 培养基，并反复吹打以分散克隆。从六孔板中移除基底膜基质溶液后，将单个克隆的细胞转移至各孔，然后加入 2 毫升 M-T-E-S-R 培养基，在细胞培养箱中孵育细胞，并每隔一天更换一次培养基。采用无饲养层、无血清培养基培养，由人外周 T 细胞生成诱导多能干细胞（ipsc）。免疫荧光染色显示，细胞表达典型的多能性标志物，包括 Nanog、TFCP2L1（nano T）、SSEA-4、TRA-1-60 和 TRA-1-81。在这些衍生的IPSE细胞系中。进行此操作时，重要的是要牢记执行所有步骤，并充分考虑所有关键的无菌和生物安全事项。

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科研

JoVE Journal

Developmental Biology

发育生物学

从人外周T细胞无饲养条件下，使用仙台病毒诱导多能干细胞的生成

我们展示了利用慢病毒介导递送人源因子Oct4、Sox2、Nanog和Lin28，将人体体细胞重编程为诱导性多能干细胞的实验方案。通过细胞形态及胚胎干细胞（ES）特异性标志物的表达，证实了细胞的多能性。...

利用Stemgent人转录因子慢病毒套装重编程人成纤维细胞以生成诱导性多能干细胞

本文展示了一种简单且高效的方案，使用单一慢病毒重编程载体，从3-4...

使用STEMCCA慢病毒载体从外周血生成人类诱导多能干细胞

本视频展示了利用仙台病毒将外周血单个核细胞（PBMNCs）重编程为诱导性神经干细胞（iNSCs）的方法。仙台病毒是一种非整合型病毒，可作为一种高效且安全的细胞重编程载体。...

从外周血单个核细胞（PBMNCs）生成诱导性神经干细胞（iNSCs）：一种基于仙台病毒的将PBMNCs重编程为iNSCs的操作流程

多能干细胞，包括胚胎干细胞或诱导性多能干细胞（iPS细胞），是获取人类分化细胞（包括心肌细胞）的重要来源。本文将重点介绍iPS细胞向心脏细胞的诱导分化，展示如何通过基于拟胚体的方案获得功能性人类心肌细胞。...

人类心肌细胞的生成：从无饲养层人诱导性多能干细胞分化的心肌细胞制备方案

本文介绍了我们已建立的利用仙台病毒将人类体细胞重编程为无外源基因的人类诱导多能干细胞的方法，该方法具有稳定的结果和更高的效率。...

利用仙台病毒高效制备人诱导性多能干细胞

关键词：人诱导性多能干细胞，体细胞，仙台病毒，重编程，干细胞培养

已建立一种方法，可直接从外周血细胞中富集的造血祖细胞诱导生成人类神经干细胞。...

直接诱导人外周血造血祖细胞生成神经干细胞

诱导性多能干细胞（iPSCs）是临床应用和基础研究中患者特异性组织的重要来源。本文详细介绍了一种利用非整合型附加体质粒将来自冻存富集白细胞层的人外周血单个核细胞（PBMNCs）重编程为无病毒iPSCs的实验方案。...

利用非整合型附加体质粒从冻存的血沉棕黄层中生成诱导性多能干细胞

本实验方案的目的是展示将黑色素瘤肿瘤浸润性淋巴细胞重编程为诱导性多能干细胞的实验方法。...

由人黑色素瘤肿瘤浸润性淋巴细胞生成诱导性多能干细胞

我们提出了一种将外周血单个核细胞（PBMCs）重编程为诱导性多能干细胞（iPSCs）的实验方案。通过将转导后的血细胞接种至经基质包被的培养板中，并进行离心，可成功从悬浮细胞中诱导生成iPSCs。该技术为PBMCs和CBMCs等细胞提供了一种简单且高效的重编程方法。...

使用仙台病毒和离心法从血细胞生成诱导性多能干细胞

本方案描述了一种从成人外周血细胞高效生成无整合iPSC的详细方法。通过使用四种基于oriP/EBNA的附加体质粒表达重编程因子KLF4、MYC、BCL-XL以及OCT4和SOX2，可从1...

使用附加体质粒载体从人外周血单个核细胞生成无整合诱导多能干细胞

了解利用仙台病毒在无饲养层条件下将人外周血T细胞重编程为诱导多能干细胞的技术流程。该方法通过消除病原体污染风险，为再生医学和疾病建模提供安全高效的iPSC制备方案。

利用仙台病毒在无饲养层条件下由人外周血T细胞生成诱导性多能干细胞

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