Name: 通过低温扫描电子显微镜研究光合膜内冻结，割断叶片组织的超分子组织 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-06-23T14:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 52 s
Description: 了解低温扫描电子显微镜技术用于研究植物叶片光合膜超分子组织的方法。该技术通过高压冷冻和冷冻断裂实现高分辨率成像，有助于深入理解细胞生物学中的类囊体膜结构与功能。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

我们感谢苏黎世大学的Andres Kaech在扫描电子显微镜成像方面提供的宝贵建议。本研究由美国-以色列双边农业研究与发展基金（资助号：US-4334-10，Z.R.）、以色列科学基金会（资助号：1034/12，Z.R.）以及人类前沿科学计划（RGP0005/2013，Z.R.）提供资助。电子显微镜研究在魏茨曼科学研究所的欧文和切尔纳·莫斯科维茨纳米与生物纳米成像中心完成。

1. 通过高压冷冻对叶片组织进行冷冻固定
注意：本节介绍如何对叶片组织进行高压冷冻，以用于冷冻断裂实验。有关植物样品的相关注意事项，请参见29。本方法经适当修改后，也可适用于其他类型的组织或样品。
<ol>
	<li>使用剃刀刀片的角部，在 0.1/0.2 mm 铝质载片的 0.1 mm 凹面底部进行刮擦（图 1）。至少准备十几个载片（6 个样品）。注意不要在圆盘边缘留下刀痕。
	<ol>
		<li>刮擦后，用无水乙醇清洗载片，使其自然干燥，并保存在洁净的培养皿中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>根据制造商的说明准备高压冷冻仪。向高压冷冻仪的酒精室中加入异丙醇。</li>
	<li>自制一个真空辅助渗透装置，用于将叶片组织中的气体置换为液体。
	<ol>
		<li>将一个 200 µl 移液器吸头紧密连接到 10 ml 注射器的末端。剪去吸头约 1 cm 的尖端。在 1.5 ml 微离心管的盖子上打一个孔，使剪短后的吸头能够紧密插入。通过拉动注射器活塞可在管内产生真空。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用剃刀刀片从植物上切下一小片叶片，用镊子将叶片放入装有一半 1-十六碳烯的微离心管中。通过轻轻拉动活塞产生真空，维持约 30 秒，然后缓慢释放活塞，使液体渗透进入叶片的细胞间隙。</li>
	<li>用镊子将叶片从管中取出。若叶片厚度超过 0.2 mm，需用剃刀刀片修整，并切割成适合放入载片的小片。</li>
	<li>将一个干净的载片（刮擦面朝上）放入冷冻仪的样品架中，然后将切好的叶片放入载片凹面内。用 1-十六碳烯填充叶片周围的剩余空间。再取另一片载片盖在上面组成“三明治”结构，确保其刮擦面朝向叶片。</li>
	<li>关闭并拧紧样品架，将其插入仪器腔室。按下“Jet”按钮进行冷冻（约 2,100 巴，持续 300–500 毫秒），然后迅速将样品架转移至液氮中。使用预冷的镊子小心地从样品架中取出冷冻的“三明治”结构，注意避免使其破裂。 
	注意：封闭的冷冻“三明治”可立即进行冷冻断裂，或保存在液氮中以备后续使用。操作液氮时应穿戴防护服和护目镜。</li>
</ol>
2. 冷冻断裂与双层镀膜27,28
<ol>
	<li>根据制造商的说明，准备冷冻断裂仪的使用，包括铂/碳（Pt/C）和碳的蒸发枪。将 Pt/C 枪置于 45 度角，碳枪置于 90 度角。
	<ol>
		<li>预设镀膜程序：2 nm 厚的 Pt/C 层（镀膜速率为 0.02 - 0.04 nm/秒）和 6 nm 厚的碳层（约 0.1 nm/秒）。
		<ol>
			<li>在冷冻断裂仪的屏幕上输入设置。选择一个用户编号以保存该镀膜程序。</li>
			<li>选择“Layer 1”为 Pt/C。选择一个时间段&#160;例如，5 分钟（以超过完成镀膜所需的实际时间）。使用上下箭头设定厚度为 2 nm。</li>
			<li>按下“Layer”按钮进入第二层。重复步骤 2.1.1.2，但选择碳并设定厚度为 6 nm。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>测试并调整蒸发枪的操作。
		<ol>
			<li>选择“Layer 1”。通过按下“GUN1”按钮选择 Pt/C 枪，然后按下冷冻断裂仪蒸发控制单元上的“ON”按钮。监测蒸发速率，并通过电压和发射旋钮进行调节，直至达到 0.02 - 0.04 nm/秒的速率。按下“OFF”关闭 Pt/C 枪。</li>
			<li>选择“Layer 2”。重复步骤 2.1.2.1，但选择“GUN2”并调节至蒸发速率约为 0.1 nm/秒。</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将冷冻断裂系统的样品台冷却至 -140 ˚C（适用于含水叶片）或 -160 ˚C（适用于脱水叶片）。将真空低温转移 shuttle 连接到仪器上，并将其腔室充满液氮。冷却后的冷冻断裂室内的压力通常在 1 - 8 × 10-7 mbar 之间。</li>
	<li>将一个适用于 3 mm 片状样品的冷冻断裂样品 holder 插入装载站。向装载站腔室内充入液氮。</li>
	<li>使用高精度等级镊子将两个冷冻的“三明治”样品依次装载到 holder 上。先将第一个“三明治”紧固在 holder 中，然后翻转 holder 检查其是否牢固就位。对第二个“三明治”重复相同操作。</li>
	<li>将冷却的 shuttle 从冷冻断裂仪上拆下，并连接至装载站。打开 shuttle 阀门，将缩回臂插入 holder 并锁定到位。将带有 holder 的缩回臂重新引入 shuttle 中，并使用装载站旋钮关闭 shuttle 阀门。将 shuttle 重新连接至冷冻断裂仪，并用缩回臂将 holder 引入腔室。随后将 shuttle 从仪器上拆下。</li>
	<li>调整冷冻断裂超薄切片机刀片的高度，使其能够敲掉“三明治”样品的顶层片状结构。</li>
	<li>使用超薄切片机刀片迅速断裂“三明治”样品，然后立即抬起刀片，防止刀片上附着的碎片污染样品，并转动位于新暴露表面之上的冷却快门，以屏蔽样品免受腔室内水分子可能造成的污染。</li>
	<li>对样品进行铂和碳镀膜。
	<ol>
		<li>在屏幕上选择“Layer 1”。按下“GUN1”按钮，然后按下“ON”按钮以启动 Pt/C 枪。观察蒸发速率，当其达到 0.02 - 0.04 nm/秒时，同时暴露样品并按下“Measure”按钮以监测沉积层的厚度。 
		注意：当厚度达到预设值时，蒸发枪将自动关闭。</li>
		<li>Pt/C 蒸发完成后，用快门遮盖样品。</li>
		<li>按下“Layer”按钮进入“Layer 2”。重复步骤 2.8.1 和 2.8.2，但选择“GUN2”（用于碳蒸发），并调节蒸发速率为约 0.1 nm/秒。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将冷冻断裂系统的样品台升温至 -120 ˚C。</li>
</ol>
3. 冷冻扫描电子显微镜
<ol>
	<li>准备扫描电子显微镜以进行冷冻工作。
	<ol>
		<li>从主菜单中选择“Stage/Stage Initialise”（载物台/载物台初始化），并确认。</li>
		<li>选择“Tools/Goto Panel”（工具/转到面板），然后从列表中选择打开“Airlock”（气闸）面板。点击“Close Column Chamber Valve”（关闭镜筒室阀门）按钮。在“Vacuum”（真空）选项卡下点击“Vent”（放气）按钮，对显微镜腔室进行放气。</li>
		<li>选择“Tools/Goto Panel”（工具/转到面板），然后打开“Stage Points List”（载物台位置列表）面板。选择冷冻交换位置，使载物台移动至可接收样品杆的正确坐标。注意：“冷冻交换位置”已预设为与真空转移装置的位置对齐。</li>
		<li>戴上干净的手套打开样品室，将冷冻载物台插入显微镜主载物台上。关闭腔室，并在“Vacuum”（真空）选项卡下点击“Pump”（抽气）按钮。</li>
		<li>将显微镜冷却至 -120 ˚C。向显微镜杜瓦瓶中加入液氮。当载物台温度降至 -120 ˚C 以下时，启动冷冻转移控制单元的加热功能至 -120 ˚C。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将冷冻转移 Shuttle 连接到显微镜上，并通过伸缩臂将样品杆转移至显微镜的冷冻载物台上（如步骤 2.5 所示）。将 Shuttle 从显微镜上拆下。</li>
	<li>在气闸面板中点击“Open Column Chamber Valve”（打开镜筒室阀门）按钮。</li>
	<li>使用操纵杆小心地将样品杆移近物镜（工作距离为 1 - 2 mm）。在“Apertures”（光阑）选项卡中选择 10-µm 的光阑。在“Gun”（电子枪）选项卡中双击 EHT 字段，输入 10 (kV) 作为 EHT 目标值，然后点击“OK”。点击底部的 EHT 选项卡并选择“EHT On”（开启 EHT）。</li>
	<li>在“Detectors”（探测器）选项卡的探测器下拉列表中选择“InLens”（镜内探测器）。根据需要优化成像条件（聚焦、亮度和对比度、电子束对中、像散）。</li>
	<li>点击“Scanning”（扫描）选项卡。选择快速扫描（“Scan Speed = 1”，对应每个像素的停留时间为 100 nsec），以最小化电子束损伤，并将“Store resolution”（存储分辨率）设为 1,024 × 768 像素。在“Noise Reduction”（降噪）下拉列表中选择“Line Avg”（行平均）。将 N 值调整为 20 - 30 行用于搜索。使用“Centre Point”（中心点）功能（按键盘上的 control-tab）移动样品，以寻找含有断裂细胞和叶绿体的区域（图 2A 和 2B）。</li>
	<li>在低倍率下（50 - 70 kX）获取断裂叶绿体的图像（图 2C 和 2D）。使用“Centre Feature”（中心特征）功能（按键盘上的 control-shift-tab）放大至感兴趣的叶绿体断裂面，并在高倍率下（100 - 200 kX，图 3 和 4）获取图像。图像采集参数与步骤 3.6 相同，但将 Line Avg 值改为 N &#62;100 以降低噪声30。
	<ol>
		<li>按下主显微镜控制单元上的“Freeze”（冻结）按钮或在“Scanning”（扫描）选项卡中点击“Freeze”，停止扫描，并通过点击“Save TIFF”（保存 TIFF）按钮保存图像。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. 图像分析
注意：本节介绍使用 Fiji31 开源软件包对冷冻断裂扫描电镜图像中的膜颗粒进行分割的简要操作流程。使用其他图像分析软件也可获得类似结果。
<ol>
	<li>通过将图像文件拖拽到主程序窗口，在 Fiji 中打开图像。选择 Image/Type/8-bit，将图像转换为 8 位。选择 Image/Adjust/Brightness/Contrast，并根据需要进行调整（图 5A）。</li>
	<li>使用直线工具，绘制一条与图像中嵌入的比例尺长度相同的线段。选择 Analyze/Set Scale，输入正确的比例信息（已知距离和长度单位），然后点击 OK。保存此已校准比例的图像。</li>
	<li>选择 Process/Filters/Gaussian blur（半径 1.5 nm），然后点击 OK（图 5B）。</li>
	<li>选择 Image/Adjust/Auto Local Threshold（使用 Niblack 方法），然后点击 OK（图 5C）。</li>
	<li>选择 Edit/Invert，然后选择 Process/Binary/Watershed（图 5D）。</li>
	<li>使用自由手选工具，在感兴趣区域（ROI）周围绘制边界。通过选择 Edit/Selection/Add to Manager 或按下“T”键，将该选区添加至 ROI 管理器。</li>
	<li>选择 Edit/Clear Outside（图 5E）。</li>
	<li>选择 Analyze/Set Measurements，选择适当的参数（例如，面积、拟合椭圆）。</li>
	<li>选择 Analyze/Analyze Particles。输入粒子大小的合适范围，并勾选“Display results”、“Add to Manager”，如有需要，同时勾选“Exclude on edges”选项，然后点击 OK。结果如 图 5F 所示。</li>
	<li>打开之前保存的已校准比例的图像文件（步骤 4.2）。在 ROI 管理器中选择“Show All”并取消勾选“Labels”。检查叠加在原始图像上的粒子选区，并使用 ROI 管理器中的“Add”或“Delete”按钮手动添加或删除选区。如有必要，使用自由手选工具和 ROI 管理器中的“Update”按钮对选区进行修正（图 5G 和 5H）。</li>
	<li>使用获得的测量数据进行分析。在 Results 窗口中，点击 Results/Summarize，以获取 ROI 管理器中列出的粒子的平均面积、平均长轴和短轴等统计值。点击 Results/Distribution，选择一个参数（如面积），然后点击 OK，以查看该参数的直方图。</li>
</ol>

<ol><li>Anderson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Insights+into+the+consequences+of+grana+stacking+of+thylakoid+membranes+in+vascular+plants%3A+a+personal+perspective%5BTitle%5D)+AND+%22Aust.+J.+Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Insights into the consequences of grana stacking of thylakoid membranes in vascular plants: a personal perspective.</a> Aust. J. Plant Physiol. 26 (7), 625-639 (1999).</li>
<li>Branton, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fracture+Faces+of+Frozen+Membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Fracture Faces of Frozen Membranes.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 55 (5), 1048-1056 (1966).</li>
<li>Branton, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Freeze-Etching+Nomenclature%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Freeze-Etching Nomenclature.</a> Science. 190 (4209), 54-56 (1975).</li>
<li>Goodenough, U. W., Staehelin, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+Differentiation+of+Stacked+and+Unstacked+Chloroplast+Membranes+-+Freeze-Etch+Electron+Microscopy+of+Wild-Type+and+Mutant+Strains+of+Chlamydomonas%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Structural Differentiation of Stacked and Unstacked Chloroplast Membranes - Freeze-Etch Electron Microscopy of Wild-Type and Mutant Strains of Chlamydomonas.</a> J. Cell Biol. 48 (3), 594-619 (1971).</li>
<li>Simpson, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Freeze-Fracture+Studies+on+Barley+Plastid+Membranes+.6.+Location+of+the+P700-Chlorophyll+a-Protein-1%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Freeze-Fracture Studies on Barley Plastid Membranes .6. Location of the P700-Chlorophyll a-Protein-1.</a> Eur. J. Cell Biol. 31 (2), 305-314 (1983).</li>
<li>Staehelin, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reversible+Particle+Movements+Associated+with+Unstacking+and+Restacking+of+Chloroplast+Membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Invitro.+J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Reversible Particle Movements Associated with Unstacking and Restacking of Chloroplast Membranes.</a> Invitro. J. Cell Biol. 71 (1), 136-158 (1976).</li>
<li>Miller, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Chloroplast+Membrane+Lacking+Photosystem-I+-+Changes+in+Unstacked+Membrane+Regions%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">A Chloroplast Membrane Lacking Photosystem-I - Changes in Unstacked Membrane Regions.</a> Biochim. Biophys. Acta. 592 (1), 143-152 (1980).</li>
<li>Miller, K. R., Cushman, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+Membrane+Lacking+Photosystem-II+-+Thylakoid+Stacking+in+the+Absence+of+the+Photosystem-II+Particle%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">Chloroplast Membrane Lacking Photosystem-II - Thylakoid Stacking in the Absence of the Photosystem-II Particle.</a> Biochim. Biophys. Acta. 546 (3), 481-497 (1979).</li>
<li>Miller, K. R., Staehelin, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Analysis+of+Thylakoid+Outer+Surface+-+Coupling+Factor+Is+Limited+to+Unstacked+Membrane+Regions%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Analysis of Thylakoid Outer Surface - Coupling Factor Is Limited to Unstacked Membrane Regions.</a> J. Cell Biol. 68 (1), 30-47 (1976).</li>
<li>Simpson, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Freeze-Fracture+Studies+on+Barley+Plastid+Membranes+.3.+Location+of+the+Light-Harvesting+Chlorophyll-Protein%5BTitle%5D)+AND+%22Carlsberg+Res.+Commun%22%5BJournal%5D)">Freeze-Fracture Studies on Barley Plastid Membranes .3. Location of the Light-Harvesting Chlorophyll-Protein.</a> Carlsberg Res. Commun. 44 (5), 305-336 (1979).</li>
<li>Olive, J., Recouvreur, M., Girardbascou, J., Wollman, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Further+Identification+of+the+Exoplasmic+Face+Particles+on+the+Freeze-Fractured+Thylakoid+Membranes+-+a+Study+Using+Double+and+Triple+Mutants+from+Chlamydomonas-Reinhardtii+Lacking+Various+Photosystem-Ii+Subunits+and+the+Cytochrome+B6%2FF+Complex%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Further Identification of the Exoplasmic Face Particles on the Freeze-Fractured Thylakoid Membranes - a Study Using Double and Triple Mutants from Chlamydomonas-Reinhardtii Lacking Various Photosystem-Ii Subunits and the Cytochrome B6/F Complex.</a> Eur. J. Cell Biol. 59 (1), 176-186 (1992).</li>
<li>Olive, J., Vallon, O., Wollman, F. A., Recouvreur, M., Bennoun, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+Cytochrome+B6%2FF+Complex+.2.+Localization+of+the+Complex+in+the+Thylakoid+Membranes+from+Spinach+and+Chlamydomonas-Reinhardtii+by+Immunocytochemistry+and+Freeze-Fracture+Analysis+of+B6%2FF+Mutants%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim.+Biophys.+Acta%22%5BJournal%5D)">Studies on the Cytochrome B6/F Complex .2. Localization of the Complex in the Thylakoid Membranes from Spinach and Chlamydomonas-Reinhardtii by Immunocytochemistry and Freeze-Fracture Analysis of B6/F Mutants.</a> Biochim. Biophys. Acta. 851 (2), 239-248 (1986).</li>
<li>Armond, P. A., Staehelin, L. A., Arntzen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spatial+Relationship+between+Light+Harvesting+Complex+and+Photosystem-1+and+Photosystem-2+in+Stacked+and+Unstacked+Chloroplast+Membranes%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Spatial Relationship between Light Harvesting Complex and Photosystem-1 and Photosystem-2 in Stacked and Unstacked Chloroplast Membranes.</a> J. Cell Biol. 70 (2), 400-418 (1976).</li>
<li>Staehelin, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloroplast+structure%3A+from+chlorophyll+granules+to+supra-molecular+architecture+of+thylakoid+membranes%5BTitle%5D)+AND+%22Photosynth.+Res%22%5BJournal%5D)">Chloroplast structure: from chlorophyll granules to supra-molecular architecture of thylakoid membranes.</a> Photosynth. Res. 76 (1-3), 185-196 (2003).</li>
<li>Nevo, R., Charuvi, D., Tsabari, O., Reich, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Composition%2C+architecture+and+dynamics+of+the+photosynthetic+apparatus+in+higher+plants%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+J%22%5BJournal%5D)">Composition, architecture and dynamics of the photosynthetic apparatus in higher plants.</a> Plant J. 70 (1), 157-176 (2012).</li>
<li>Platt, K. A., Oliver, M. J., Thomson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membranes+and+Organelles+of+Dehydrated+Selaginella+and+Tortula+Retain+Their+Normal+Configuration+and+Structural+Integrity+-+Freeze-Fracture+Evidence%5BTitle%5D)+AND+%22Protoplasma%22%5BJournal%5D)">Membranes and Organelles of Dehydrated Selaginella and Tortula Retain Their Normal Configuration and Structural Integrity - Freeze-Fracture Evidence.</a> Protoplasma. 178 (1-2), 57-65 (1994).</li>
<li>Platt-Aloia, K. A., Thomson, W. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Advantages+of+the+use+of+intact+plant+tissues+in+freeze-fracture+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Electron+Microsc.+Tech%22%5BJournal%5D)">Advantages of the use of intact plant tissues in freeze-fracture electron microscopy.</a> J. Electron Microsc. Tech. 13 (4), 288-299 (1989).</li>
<li>Carson, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fundamental+technical+elements+of+freeze-fracture%2Ffreeze-etch+in+biological+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Fundamental technical elements of freeze-fracture/freeze-etch in biological electron microscopy.</a> J. Vis. Exp. (91), e51694(2014).</li>
<li>Kirchhoff, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-light-induced+formation+of+semicrystalline+photosystem+II+arrays+in+higher+plant+chloroplasts%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Low-light-induced formation of semicrystalline photosystem II arrays in higher plant chloroplasts.</a> Biochemistry. 46 (39), 11169-11176 (2007).</li>
<li>Johnson, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoprotective+Energy+Dissipation+Involves+the+Reorganization+of+Photosystem+II+Light-Harvesting+Complexes+in+the+Grana+Membranes+of+Spinach+Chloroplasts%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell%22%5BJournal%5D)">Photoprotective Energy Dissipation Involves the Reorganization of Photosystem II Light-Harvesting Complexes in the Grana Membranes of Spinach Chloroplasts.</a> Plant Cell. 23 (4), 1468-1479 (2011).</li>
<li>Kirchhoff, H., Tremmel, I., Haase, W., Kubitscheck, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Supramolecular+photosystem+II+organization+in+grana+thylakoid+membranes%3A+evidence+for+a+structured+arrangement%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Supramolecular photosystem II organization in grana thylakoid membranes: evidence for a structured arrangement.</a> Biochemistry. 43 (28), 9204-9213 (2004).</li>
<li>Belgio, E., Ungerer, P., Ruban, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((V+Light-harvesting+superstructures+of+green+plant+chloroplasts+lacking+photosystems%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Cell+Environ%22%5BJournal%5D)">V Light-harvesting superstructures of green plant chloroplasts lacking photosystems.</a> Plant Cell Environ. , (2015).</li>
<li>Goral, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-harvesting+antenna+composition+controls+the+macrostructure+and+dynamics+of+thylakoid+membranes+in+Arabidopsis%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+J%22%5BJournal%5D)">Light-harvesting antenna composition controls the macrostructure and dynamics of thylakoid membranes in Arabidopsis.</a> Plant J. 69 (2), 289-301 (2012).</li>
<li>Charuvi, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Photoprotection+Conferred+by+Changes+in+Photosynthetic+Protein+Levels+and+Organization+during+Dehydration+of+a+Homoiochlorophyllous+Resurrection+Plant%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiol%22%5BJournal%5D)">Photoprotection Conferred by Changes in Photosynthetic Protein Levels and Organization during Dehydration of a Homoiochlorophyllous Resurrection Plant.</a> Plant Physiol. 167 (4), 1554-1565 (2015).</li>
<li>Farrant, J. M., Brandt, W., Lindsey, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Overview+of+Mechanisms+of+Desiccation+Tolerance+in+Selected+Angiosperm+Resurrection+Plants%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Stress%22%5BJournal%5D)">An Overview of Mechanisms of Desiccation Tolerance in Selected Angiosperm Resurrection Plants.</a> Plant Stress. 1 (1), 72-84 (2007).</li>
<li>Walther, P. High-resolution cryoscanning electron microscopy of biological samples. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWalther%2C+P+%22Biological+Low-Voltage+Scanning+Electron+Microscopy%22">Biological Low-Voltage Scanning Electron Microscopy</a>. Schatten, H., Pawley, J. B. , Springer. New York. 245-261 (2008).</li>
<li>Walther, P., Müller, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Double-layer+coating+for+field-emission+cryo-scanning+electron+microscopy--present+state+and+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Scanning%22%5BJournal%5D)">Double-layer coating for field-emission cryo-scanning electron microscopy--present state and applications.</a> Scanning. 19 (5), 343-348 (1997).</li>
<li>Walther, P., Wehrli, E., Hermann, R., Müller, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Double-layer+coating+for+high-resolution+low-temperature+scanning+electron+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microsc%22%5BJournal%5D)">Double-layer coating for high-resolution low-temperature scanning electron microscopy.</a> J. Microsc. 179, (Pt 3) 229-237 (1995).</li>
<li>Hess, M. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryopreparation+methodology+for+plant+cell+biology%5BTitle%5D)+AND+%22Cell.+Electron+Microsc%22%5BJournal%5D)">Cryopreparation methodology for plant cell biology.</a> Cell. Electron Microsc. 79, 57-100 (2007).</li>
<li>Schertel, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cryo+FIB-SEM%3A+Volume+imaging+of+cellular+ultrastructure+in+native+frozen+specimens%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Struct.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cryo FIB-SEM: Volume imaging of cellular ultrastructure in native frozen specimens.</a> J. Struct. Biol. 184 (2), 355-360 (2013).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat. Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li>
<li>Walther, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recent+progress+in+freeze-fracturing+of+high-pressure+frozen+samples%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Microsc%22%5BJournal%5D)">Recent progress in freeze-fracturing of high-pressure frozen samples.</a> J. Microsc. 212 (1), 34-43 (2003).</li>
<li>Nevo, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Architecture+of+Thylakoid+Membrane+Networks%5BTitle%5D)+AND+%22Lipids+Photosynth%22%5BJournal%5D)">Architecture of Thylakoid Membrane Networks.</a> Lipids Photosynth. 30, 295-328 (2009).</li>
</ol>

作者声明不存在任何竞争性财务利益。

本文所述技术可通过低温扫描电子显微镜，在高压冷冻保存良好的植物组织背景下，对冷冻断裂的膜结构进行观察。该方法的主要优势在于样品制备过程完全为物理性操作，无需使用化学试剂或脱水步骤，因而能够以接近天然状态研究生物结构。

关键词：低温扫描电子显微镜，高压冷冻，冷冻断裂，植物组织，近天然状态26,32使用叶片组织的优点在于，可以在其天然生理环境中获得有关整体细胞结构的信息，并研究特定膜结构（如类囊体膜）。 即，位于叶绿体内部。另一个优势，对于研究而言至关重要 C. pumilum 在不同相对含水量（RWC）下取材的植物样品，其优势在于制备过程中水合状态不会发生改变，而若以分离的叶绿体或类囊体膜作为冰冻断裂实验的起始材料则不具备这一特点。此外，后者在细胞器或膜的分离过程中，很可能已发生某些结构和/或超分子水平上的改变，这一点也需予以考虑。
处理相对厚实的植物组织样本，&#62;50 - 100 µm，且根据组织类型和物种的不同可显著更厚]，决定了必须采用高压冷冻（HPF）对样品进行玻璃化。施加高压[2,100 bar]，在此压力下...

产氧光合作用起源于古老的蓝细菌，随后通过内共生事件被藻类和陆生植物继承，从而形成了叶绿体这一细胞器。在所有现代产氧光合生物中，光合电子传递以及质子动力势和还原力的生成均发生在被称为“类囊体”膜的扁平囊状膜结构内。这些膜含有执行光合作用光反应的蛋白复合物，并为能量转换提供了介质。植物和（某些）藻类的类囊体膜分化为两个形态上不同的区域：紧密贴合的膜区称为“基粒”（grana），以及连接基粒的非堆叠膜区，称为“基质片层”（stroma lamellae）1。自20世纪70年代初以来，已开展了多项针对植物和藻类类囊体膜的冰冻断裂研究。在冰冻断裂过程中，膜沿其疏水核心裂开2，形成外裂面（exoplasmic face, EF）和原生质裂面（protoplasmic face, PF），具体命名取决于半膜所邻接的细胞区室，该术语最初由Branton et al. 于1975年提出3。植物和藻类的类囊体膜具有四种不同的断裂面：EFs、EFu、PFs 和 PFu，其中“s”和“u”分别代表“堆叠”和“非堆叠”膜区域。膜蛋白复合物在断裂过程中通常保持完整，倾向于保留在膜的E侧或P侧。早期观察发现，类囊体的不同断裂面上存在大小和密度各异的颗粒4，随后大量研究进一步揭示并建立了这些观察到的颗粒与执行光反应的膜蛋白复合物之间的对应关系5–13（亦见综述14,15）。
类囊体膜的冷冻断裂实验通常在叶绿体或分离的类囊体膜制备物上进行（但参见16,17），然而在分离过程中可能导致结构和/或超分子结构的改变。断裂后，通过蒸发铂/碳（Pt/C）形成复型，随后覆盖一层较厚的碳（C），最后消化掉生物材料18。复型样品通过透射电子显微镜（TEM）进行观察。传统的冷冻断裂-复型技术仍然是研究光合作用膜的超分子结构及其对不同条件（例如，光照）适应性的重要工具19-23。
在我们最近对同质叶绿素复苏植物的研究中 短小旋花24我们旨在研究脱水和复水过程中类囊体膜的超分子结构以及整体细胞结构的变化。同质叶绿素复苏植物的独特之处在于，其营养组织（叶片）能够在干燥条件下存活，同时保留光合作用系统。一旦获得水分，这些植物可在数小时至数天内恢复并重新启动光合作用活性。25本研究结合了冷冻扫描电镜（SEM）对冻断的叶片样品进行成像，并采用高压冷冻技术实现样品的冷冻固定。这些方法能够以接近其天然状态的形式观察冷冻水合的生物样品。26一个主要优点是，样品在冷冻断裂并镀膜后可直接进行观察，无需后续处理步骤。这对于在不同相对含水量（RWC）条件下研究植物尤为关键，因为样品的水合状态在制备过程中得以保持。然而，一个关键的缺点是，冷冻水合状态的样品在成像过程中可能受到电子束损伤，尤其是在需要高倍率扫描以准确测量光合复合体尺寸时更为明显。为克服这一问题，采用了一种称为“双层镀膜”（DLC）的方法。27,28 结合特定的冷冻扫描电镜成像条件进行利用。这些条件使得样品对电子束的敏感性显著降低，从而能够揭示复苏植物中光合作用蛋白超分子结构及其他细胞组分的有价值信息 C. pumilum 在高倍镜下 原位.

<table><tbody><tr><td>无水乙醇</td><td>Bio-Lab</td><td>052505</td><td></td></tr><tr><td>异丙醇</td><td>Bio-Lab</td><td>162605</td><td></td></tr><tr><td>1-十六碳烯</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H7009</td><td></td></tr><tr><td>0.1/0.2 型载片</td><td>Engineering Office M. Wohlwend GmbH, 瑞士</td><td>241</td><td>载片直径为 3 mm，厚度为 0.5 mm（A 型），带有深度为 0.1/0.2 mm、直径为 2 mm 的凹腔。类似载片可从 Leica Microsystems 获取。</td></tr><tr><td>高精度镊子</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>72706-01</td><td>Dumont（瑞士）Durostar #5 型镊子；可用其他高精度镊子替代。</td></tr><tr><td>高压冷冻仪</td><td>Bal-Tec</td><td>HPM 010</td><td>高压冷冻替代设备：1. HPF Compact 02，Wohlwend GmbH；2. HPM 010，RMC Boeckeler；3. EM PACT2，Leica Microsystems；4. EM HPM 100，Leica Microsystems；5. EM ICE，Leica Microsystems。</td></tr><tr><td>冷冻断裂系统</td><td>Leica Microsystems</td><td>EM BAF 060</td><td></td></tr><tr><td>冷冻制样装载台</td><td>Leica Microsystems</td><td>16770228</td><td></td></tr><tr><td>通用冷冻断裂样品 holder</td><td>Leica Microsystems</td><td>16LZ04746VN</td><td>用于直径为 3 mm 的样品载体的夹持 holder</td></tr><tr><td>真空冷冻转移 shuttle</td><td>Leica Microsystems</td><td>EM VCT 100</td><td></td></tr><tr><td>扫描电子显微镜</td><td>Zeiss</td><td>Ultra 055</td><td></td></tr><tr><td>冷冻 SEM 样品台</td><td>Leica Microsystems</td><td>16770299905</td><td></td></tr><tr><td>图像采集软件</td><td>SmartSEM, Carl Zeiss Microscopy GmbH</td><td></td><td></td></tr><tr><td>图像分析软件</td><td>Fiji/Image J, 美国国立卫生研究院</td><td>http://fiji.sc/Fiji</td><td></td></tr></tbody></table>

通过冷冻断裂叶片组织的低温扫描电子显微镜研究光合膜的超分子结构

关键词：光合膜，超分子结构，冷冻断裂，叶片组织，低温扫描电子显微镜

Studying the Supramolecular Organization of Photosynthetic Membranes within Freeze-fractured Leaf Tissues by Cryo-scanning Electron Microscopy

对冷冻断裂样品进行冷冻扫描电子显微镜（SEM）观察，可使生物结构在接近天然状态下得到研究。本文介绍一种用于研究叶片样品中光合作用（类囊体）膜超分子结构的方法。该方法包括对叶片组织进行高压冷冻、冷冻断裂、双层镀膜，最后进行冷冻SEM成像。采用双层镀膜技术，可在对冷冻水合样品造成最小电子束损伤和最小电荷效应的前提下，获得高倍率（&#62;100,000X）图像。利用所述方法，我们原位研究了复苏植物Craterostigma pumilum在脱水过程中光系统及捕光天线蛋白复合物超分子分布的变化。

图1展示了含有高压冷冻、冷冻断裂的Craterostigma pumilum叶片片段的载片的冷冻扫描电镜图像。在某些样品中，可获得大面积的断裂细胞区域（图1A）。而在其他样品中，叶片片段仍紧密附着于上部圆盘，并随其一同被撞落（图1B）。然而，即使在第二种情况下，部分叶片组织可能仍附着在载片的刀片沟槽上（图1B，箭头所示），只要这些组织经过断裂，仍可通过成像这些叶片“残留物”获取大量数据。在找到成功断裂的区域后，首先采集细胞的低倍图像，以确定感兴趣区域，本实验中为叶绿体（图2）。
C. pumilum 叶片类囊体膜的高倍图像如图3和图4所示。可以区分出四种不同的断裂面：EFs、EFu、PFs 和 PFu（<strong...

本文介绍了一种研究冷冻断裂植物组织的方法。将高压冷冻的叶片样品进行冷冻断裂并双层镀膜，获得保存良好的冷冻水合样品，随后使用冷冻扫描电子显微镜在高倍率下成像，且电子束损伤最小。

冷冻扫描电子显微镜（SEM）对冷冻断裂样品的观察可实现对生物结构在接近天然状态下的研究。本文中，我们……

该技术的总体目标是利用冷冻断裂叶片组织样品的冷冻扫描电子显微镜，研究光合作用膜的超分子结构。该方法有助于回答细胞生物学中的关键问题，例如细胞和细胞器的形态学表征、膜整合蛋白复合物的分布以及生物矿物的定位。该技术的主要优势在于冷冻断裂直接在叶片组织上进行，因此可在天然细胞器和细胞环境中研究类囊体膜的超分子组织结构。尽管本方法在此处以生物样品为例进行演示，但也可应用于凝胶、聚合物和药物递送系统等样品。通常，初次接触这些操作的人员应注意，并非所有样品都能良好冷冻或正确断裂。进行叶片组织的高压冷冻固定时，首先使用刀片的边缘刮擦0.1毫米深、0.1至0.2毫米直径的铝板凹孔底部。为六个样本至少准备十二个血小板。然后用无水乙醇洗涤血小板，并将其保存在洁净的培养皿中。准备好高压冷冻仪后，用液氮填充样品盒。用剃须刀片从植物上切下一小片叶片，用镊子将组织放入已装有一半十六烷的微量离心管中。为了浸润叶片组织的细胞间隙，将按照文本方案制备的浸润装置的尖端插入微量离心管盖上的孔中，并拉动活塞以产生真空。约30秒后，松开活塞。接下来，使用镊子将叶片从离心管中取出。用剃刀刀片切割出足够小的叶片片段以放入培养皿中。如有必要，将叶片修剪至厚度小于0.2毫米。为防止组织塌陷，需在高压冷冻前用液体浸润叶片。为最大限度获得玻璃化样品，样品厚度应保持在200微米以下。将洁净的载样板有划痕的一面朝上放入冷冻机的样品托中。然后将切下的叶片放入载片中，用一滴十六烷填充载片中的剩余空间，再取另一块带有划痕面朝向叶片的载片盖上，形成三明治结构。合上并拧紧夹持器。通过按下喷射按钮冷冻样品。然后迅速将样品架转移至液氮中。使用预冷的镊子将夹心样品从样品架上取下，注意避免使其破裂。该实验流程中有两个关键步骤：冰冻断裂和双层镀膜。冰冻断裂是一个随机过程，其成功与否只能在冷冻扫描电镜中进行评估；而双层镀膜则是获得高倍率图像并尽量减少电子束损伤所必需的。在按照制造商的说明准备和设置冰冻断裂仪时，应将铂碳（Pt/C）枪置于45度角，碳枪置于90度角。将冰冻断裂系统的载台冷却至零下140或零下160摄氏度。然后将真空冷冻转移穿梭装置连接到仪器上，并用液氮填充穿梭装置腔室。将一个冷冻断裂样品台插入装载站，并用液氮充满装载站腔室。接着，使用高精度镊子将一个冷冻三明治样品装载到样品台上，并将其固定紧固。然后翻转 holder 以检查三明治结构是否固定到位，并对第二个三明治重复此操作。将冷却的 shuttle 从冷冻断裂仪上取下，并连接至装载站。接着打开 shuttle 阀门，将收回臂插入 holder 中，锁定其位置，然后将带有 holder 的收回臂重新引入 shuttle 中。将载样台重新连接到冷冻断裂装置后，使用缩回臂将样品杆引入腔室。现在调整冷冻断裂切片刀的高度，使其能够敲掉三明治结构顶部的薄片。用切片刀迅速打断这些三明治

studying-supramolecular-organization-photosynthetic-membranes-within

Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

通过低温扫描电子显微镜研究光合膜内冻结，割断叶片组织的超分子组织

我们介绍了一种收集和处理完整线粒体冷冻电子断层成像图的方法。该技术可提供关于天然生物膜中大型膜蛋白复合物的结构、功能和组织的详细信息。...

通过电子冷冻断层扫描技术可视化线粒体中的ATP合酶二聚体

本文介绍了用于透射电子显微镜观察的生物样品和纳米材料冷冻断裂处理的基本技术及其优化方法。该技术是揭示生物膜超微结构特征和特化结构的首选方法，同时也可用于材料科学和纳米技术产品中获取超微结构水平的尺寸与空间数据。...

生物电子显微镜中冷冻断裂/冷冻蚀刻的基本技术要素

获得高质量的透射电子显微镜图像具有挑战性，尤其是在植物细胞中，因其含有大量充满水的液泡和通气空间。串联的高压冷冻与快速冷冻置换技术可显著缩短植物样品透射电镜制样的时间，同时获得超微结构保存极为良好的样品。...

植物组织的串联高压冷冻与快速冷冻置换透射电子显微镜制样技术

本文介绍了冷冻电子显微镜技术，该方法可用于获得大分子在接近天然状态下的高质量显微图像。该技术所获得的图像适用于后续基于单颗粒分析方法的计算机处理，以实现大分子的三维结构重建。...

冷冻电镜技术的注意事项：大分子三维重构的样品制备与高质量数据采集入门指南

本方案描述了如何可视化蓝细菌中瞬时的DNA压缩过程。采用同步培养、荧光显微镜监测、快速冷冻以及高压冷冻电子断层扫描技术。本文介绍了这些方法的操作流程，并讨论了其未来的应用与发展方向。...

利用高压冷冻电镜断层扫描技术观察蓝细菌中的DNA压缩现象

观察木质部内的水分分布可为了解木本植物中水分流动动态提供重要信息。本研究展示了原位观察木质部水分分布的实用方法。 通过使用冷冻切片机和冷冻扫描电镜（cryo-SEM），可在样品制备过程中消除水分状态的人为假象变化。...

利用冷冻扫描电子显微镜观察木本植物中木质部的水分分布

本方案描述了冷冻APEX（cryoAPEX）方法，该方法可在超微结构得到最佳保存的细胞内，通过透射电子显微镜对带有APEX2标签的膜蛋白进行定位。...

用于超微结构完整细胞中膜蛋白定位电子显微镜分析的CryoAPEX方法

利用聚焦离子束铣削技术，从浸冻的生物样品中制备用于冷冻电子断层扫描的玻璃态原位薄片。...

使用双束扫描电子显微镜制备玻璃态生物样品薄片用于冷冻电子断层扫描

我们提出了一种用于大分子高分辨率结构研究的冷冻生物样品冷冻聚焦离子束微加工薄片制备方案 原位 使用冷冻电子断层扫描技术。本方案提供了制备高质量、高重复性薄片的指南，用于对细胞内大分子的结构进行表征 酿酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）.

样品制备与冷冻聚焦离子束微加工 酿酒酵母 用于冷冻电子断层扫描

本实验方案描述了使用 Tomo5 进行高分辨率冷冻电子断层扫描远程数据采集，以及使用 emClarity 进行后续数据处理和子断层平均化的方法。以脱铁铁蛋白为例，详细展示了获得分辨率为 2.86 Å...

冷冻电子断层扫描远程数据采集与亚断层图像平均法

冷冻扫描透射电子显微镜断层成像技术提供了一种无需包埋、切片或其他侵入性制备步骤即可观察完整细胞中细胞器的方法。目前该技术获得的三维分辨率可达数纳米，视场范围为数微米，可观察样品厚度约为 1...

细胞器的可视化 原位 通过冷冻扫描透射电子显微镜断层成像技术

了解低温扫描电子显微镜技术用于研究植物叶片光合膜超分子组织的方法。该技术通过高压冷冻和冷冻断裂实现高分辨率成像，有助于深入理解细胞生物学中的类囊体膜结构与功能。

通过冷冻断裂叶片组织的低温扫描电子显微镜研究光合膜的超分子结构关键词：光合膜，超分子结构，冷冻断裂，叶片组织，低温扫描电子显微镜

探索更多视频

通过冷冻断裂叶片组织的低温扫描电子显微镜研究光合膜的超分子结构 关键词：光合膜，超分子结构，冷冻断裂，叶片组织，低温扫描电子显微镜

探索更多视频

通过冷冻断裂叶片组织的低温扫描电子显微镜研究光合膜的超分子结构关键词：光合膜，超分子结构，冷冻断裂，叶片组织，低温扫描电子显微镜