Name: 生物膜启动对病毒感染的细胞测定细菌和真菌 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-07-06T14:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 33 s
Description: 了解用于评估细菌和真菌在HSV感染HeLa细胞单层上附着竞争性的细胞测定方法。该技术可量化金黄色葡萄球菌和白色念珠菌等机会性病原体与病毒感染的相互作用，为研究慢性病毒感染如何调控宿主微生物组及生物膜形成初期的微生物定植控制提供重要框架。

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本项目由伊利诺伊州中西部大学研究与资助项目办公室（ORSP）以及中西部大学伊利诺伊牙医学院（CDMI）提供支持。

1. 单纯疱疹病毒（HSV）毒株及其处理
注意：所使用的带有β-半乳糖苷酶报告基因活性的重组非扩散型HSV-1(KOS) gL86和HSV-2(KOS) 333gJ-由V. Twiari提供36,37。
<ol>
	<li>使用同一批次的病毒，以1:1的比例与含20%胎牛血清（FBS）和脱脂奶粉的杜氏改良伊格尔培养基（DMEM）混合，于-80 °C保存备用。在病毒批次储存前，通过以下方法测定病毒浓度： o邻硝基苯基-β-D-半乳糖苷（ONPG）和5-溴-4-氯-3-吲哚基-β-D-半乳糖苷（X-Gal）检测</li>
	<li>通过报告病毒进入实验，使用X-Gal染色法测定每次实验中病毒的感染活力及感染复数（MOI），具体步骤如前所述（图1)14.</li>
	<li>将病毒用Opt-MEM稀释至所需MOI。染色前用多聚甲醛（0.5 ml/孔）固定单层细胞。将病毒活性对照与多微生物检测板平行设置于另一块微量培养板中。</li>
</ol>
2. HeLa 299 细胞操作
<ol>
	<li>在含4.5 g/L葡萄糖、10%灭活胎牛血清（FBS）、庆大霉素（50 µg/ml）和L-谷氨酰胺的DMEM培养基中，于37 °C、5% CO2条件下培养。当细胞融合度达到80%时，使用胰蛋白酶溶液（乙二胺四乙酸，0.53 M EDTA；0.05%胰蛋白酶；5 ml/瓶）进行传代。</li>
</ol>
3. C. albicans 操作处理
注意：C. albicans 来自临床实验室来源，保存于-80 °C的Remmel脱脂牛奶2x培养基中。
<ol>
	<li>将冻存菌种接种于沙氏葡萄糖培养基中（37 °C）培养。24 小时后，将白色念珠菌（C. albicans）转接至Fungisel培养基（37 °C，48 小时），用于后续实验。</li>
	<li>诱导生成芽管（GT）形态（挑取典型菌落，加入3 ml胎牛血清，37 °C孵育3小时，OD600值为0.3）。孵育结束后，用HBSS缓冲液洗涤芽管细胞两次（4,000 × g离心）。将洗涤后的芽管重悬于预热的HBSS缓冲液中（37 °C，OD600值为0.32）。经血细胞计数板镜检确认，芽管形态应占观察细胞总数的99%。</li>
	<li>制备酵母形态（YF）菌悬液：挑取典型Fungisel培养基上的菌落，重悬于HBSS缓冲液中（3 ml，OD600值为0.32）。使用血细胞计数板在显微镜下计数每毫升中的酵母形态细胞数量。经血细胞计数板镜检确认，酵母形态应占观察细胞总数的99%。</li>
	<li>制备工作用真菌菌液（取250 µl芽管或酵母形态菌液加入25 ml HBSS缓冲液中，37 °C孵育，终浓度为105 CFU/ml）。</li>
</ol>
4. S. aureus 操作处理
<ol>
	<li>将 S. aureus ATCC 25923 储存于-80 °C（脱脂牛奶保护剂，2倍浓度）。在绵羊血琼脂培养基（5%；37 °C；24 小时）上进行培养。挑选典型菌落，并于2天内转移至甘露醇盐培养基中制备菌种（37 °C；18 小时）。</li>
	<li>制备 S. aureus 菌液储备液（3 ml HBSS；光密度Abs600为1.32，浓度为108 CFU/ml）
	<ol>
		<li>制备工作用 S. aureus 储备菌液（取100 µl 储备菌液加入25 ml HBSS中，终浓度为105 CFU/ml）。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Candida 和 S. aureus 悬液
<ol>
	<li>制备混合的 C. albicans 和 S. aureus 悬液（将250 µl YF或GT储备液与100 µl S. aureus 储备液加入25 ml HBSS中）。</li>
</ol>
6. 多微生物生物膜检测
<ol>
	<li>在96孔板中接种200 µl浓度为2 × 105 个HeLa细胞/ml的细胞悬液（汇合度达85%）。轻轻摇动培养板（30–45分钟；37 °C），然后置于培养箱中孵育（37 °C；5% CO2，18小时）。用Opt-MEM洗涤单层细胞一次，随后在每孔中加入100 µl Opt-MEM稀释的HSV病毒（HSV-1 (KOS) gL86 或 HSV-2 (KOS) 33 gJ-），感染复数（MOI）分别为50和10。将培养板置于37 °C、5% CO2条件下孵育3小时。每天仅使用一种病毒株。</li>
	<li>用含Mg+2和Ca+2的磷酸盐缓冲液（PBS）洗涤感染后的单层细胞一次（100 µl），弃去PBS后每孔保留25 µl，再加入预温的HBSS。
	<ol>
		<li>根据表1所示，加入YF、GT和/或S. aureus的工作悬液（100 µl；靶细胞与细胞的比例为5:1；n=16）。将培养板静置孵育（30分钟；37 °C；5% CO2）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>孵育结束后，逐列吸去液体，并立即用300 µl含Mg+2和Ca+2的PBS重新填充。重复此洗涤步骤两次，然后每孔加入200 µl经滤膜除菌的放射性免疫沉淀分析裂解缓冲液（RIPA；1:50稀释）。</li>
	<li>迅速吹打裂解液以充分混匀，取50 µl滴加至甘露醇盐琼脂（MS）和/或沙氏葡萄糖琼脂（Fungisel，F）培养基上（参见图2）。使用90°弯角的玻璃涂布棒将裂解液均匀涂布。将培养基置于37 °C孵育18小时后，人工计数每块平板上的菌落数。对照组包括S. aureus和/或C. albicans在未感染HSV的HeLa细胞上的黏附情况。</li>
</ol>
7. 影像学研究
<ol>
	<li>用50 ml丙酮（置于100 ml烧杯中）清洗每片圆形玻璃盖玻片（12 mm）。用Kimwipes纸擦干并灭菌盖玻片（置于玻璃培养皿中）。用经酒精火焰灭菌的镊子将干燥且无菌的盖玻片放入无菌24孔板的各孔中。</li>
	<li>将HeLa细胞（1 ml；96孔板所用体积的5倍）加入含有经洗涤的无菌圆形玻璃盖玻片的24孔板各孔中。根据模板加入病毒、细菌和真菌。 （表2） 使用96孔板所需体积的5倍量，然后按照上述步骤6.2.1至6.4所述进行孵育和处理。</li>
	<li>最后一次洗涤后，用甲醇浸没载玻片以固定细胞，并让甲醇自然挥发。将载玻片于室温保存，直至染色。</li>
	<li>对于明场显微镜观察（最终放大倍数1,000倍），向含有甲醇固定的盖玻片的孔中加入去离子水。立即吸去水分。每张盖玻片上滴加革兰氏结晶紫染液。用去离子水洗涤盖玻片，去除未结合的染料。干燥盖玻片 原位 然后使用硬封固介质将它们粘附到已标记的载玻片上 （图3）.</li>
	<li>对于荧光显微镜观察（100倍物镜；最终原始放大倍数1,000倍），按照步骤7.4所述基本方法用缓冲液洗涤盖玻片以去除甲醇。将盖玻片在孔板中干燥。
	<ol>
		<li>干燥后，取下盖玻片并将其置于标记好的载玻片上。然后加入足量的1:20稀释的异硫氰酸荧光素（FITC）标记的单纯疱疹病毒1型和2型gD抗体溶液，以覆盖盖玻片（1–5 µl）。</li>
		<li>在湿盒中于 37 °C 孵育载玻片 30 分钟。孵育结束后，用 PBS 洗涤盖玻片，更换 4 次。</li>
		<li>最后一次洗涤后，将盖玻片放回已标记的载玻片上。用4′,6-二脒基-2-苯基吲哚（DAPI；湿盒中，37 °C孵育30分钟）染色。孵育结束后，用PBS更换4次洗涤盖玻片，然后用硬封固封片剂将其固定于已标记的载玻片上。</li>
		<li>让封片剂在室温避光条件下固化24小时。使用亮场显微镜或配备FITC和DAPI截止滤光片的荧光显微镜，通过油镜观察盖玻片。至少观察50个视野（每种生物不少于100个细胞）的图像，进行共定位分析。图4).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

目前尚无关于跨越多个分类学领域的宿主微生物组中永久性至半永久性成员之间复杂相互作用的信息。 即、原核生物、真核生物及病毒。因此，我们开发了一种新型 体外 研究生物膜启动的模型系统 S. aureus 和 C. albicans 在HSV-1或HSV-2感染的HeLa 229（HeLa）细胞上 38HeLa细胞模型系统具有独特的优势，这是因为它们不表达表面纤连蛋白，而纤连蛋白是以下两种物质的受体 S. aureus 和 C. albicans39-41. 由于顶端 42黏膜上皮表面通常缺乏纤连蛋白，因此该系统更接近于自然感染与定植过程中所观察到的情况43-47因此，我们能够更直接地研究特定病毒进入受体的转换在微生物组其他成员后续黏附过程中所起的作用。
利用具有进入能力但不能扩散的HSV-1和HSV-2，这些研究结果表明HSV-1或HSV-2的细胞进入使细胞对再次感染产生抗性 S. a...

人类微生物组包含来自多个分类界别的多种生物，它们在人体内共享特定的地理区域。附着于细胞表面是生物膜形成的关键第一步，而生物膜形成是微生物组定植过程的一部分。微生物组中可能还包括引起慢性和持续性感染的病毒。这些病毒对细胞的慢性感染可能导致假定受体可用性的改变1,2。此外，胞内病原体进入细胞也可能影响宿主细胞膜的流动性/疏水性，从而进一步改变其他微生物组成员（包括细菌和真菌）的附着能力。为了理解这些共定位于人体相同区域的多种病原体之间可能发生的相互作用，我们必须能够研究代表黏膜表面存在的各个分类界病原体之间的相互作用。
疱疹病毒科是一类微生物，作为微生物组的永久成员存在于100%的人类体内3,4此外，这些病毒在有症状和无症状的情况下均可持续脱落。具体而言，单纯疱疹病毒1型和单纯疱疹病毒2型（HSV-1 和 HSV-2）是口鼻咽部及生殖道微生物组中的长期定植成员。在免疫功能正常的个体中，HSV-1 和 HSV-2 均可引起齿龈口炎以及生殖器疱疹。5-8在这些部位，HSV 引起潜伏性感染，其特征是长期持续的无症状病毒脱落。9HSV进入细胞会导致细胞表面nectins、硫酸乙酰肝素、脂筏以及疱疹病毒进入受体/肿瘤坏死因子受体（HVEM/TNFr）表达的改变10-25这些可能代表某些细菌和真菌共有的受体。 例如，S. aureus 和 白色念珠菌，尽管是机会性病原体，但仍可作为口鼻咽部黏膜微生物组的成员定植存在 26,27在口咽部内 S. aureus 和 C. albicans 占据两个不同的定植位点。在有天然牙齿的宿主中，口腔黏膜由HSV-1和 白色念珠菌， 而前鼻孔被占据 S. aureus28。然而，尽管 体外 研究结果表明 S. aureus黏附于口腔上皮细胞， 29,30 S. aureus 当正常组织存在时，口腔标本中很少分离到该微生物29,30关于生殖道共定植生态位的研究尚少，仅有一些临床发现表明 S. aureus 与需氧性阴道炎相关，其特征为生殖道炎症、分泌物增多及性交疼痛，而 C. albicans 产生的黏膜病变与口腔内观察到的病变相似31-35因此，尽管口腔和生殖道微生物组中的这些成员跨越不同的分类学界，但关于它们之间的相互作用如何影响其通过黏附宿主细胞表面启动生物膜形成能力的研究仍十分有限。5该方案已有效应用于确定共定植/感染的功能性后果。

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;&lt;em&gt;白色念珠菌&lt;/em&gt;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>BBL 沙氏葡萄糖</td><td>BD</td><td>211584</td><td></td></tr><tr><td>Fungisel 琼脂</td><td>Dot Scientific</td><td>7205A</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;&lt;em&gt;S.aureus&lt;/em&gt;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>甘露醇盐琼脂</td><td>Troy Biologicals</td><td>7143B</td><td></td></tr><tr><td>羊血琼脂</td><td>Troy Biologicals</td><td>221239</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Hela 细胞&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1x DMEM（杜尔贝科改良伊格尔培养基，含4.5 g/L葡萄糖和L-谷氨酰胺，不含丙酮酸钠）</td><td>康宁</td><td>10-017-CM</td><td></td></tr><tr><td>庆大霉素 50 mg/ml</td><td>Sigma</td><td>1397</td><td>50 &amp;micro;g/ml 终浓度于完全 DMEM 中</td></tr><tr><td>胰蛋白酶EDTA溶液（0.05%胰蛋白酶，0.53 M EDTA）1×</td><td>康宁</td><td>25-052-CI</td><td></td></tr><tr><td>胎牛血清</td><td>Atlanta Biologicals</td><td>S11150</td><td>完全DMEM中10%的终浓度</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;其他培养基与试剂&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>ONPG</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>34055</td><td></td></tr><tr><td>超纯X-gal</td><td>Invitrogen</td><td>15520-018</td><td></td></tr><tr><td>1× HBSS（Hanks 平衡盐溶液）</td><td>康宁</td><td>20-021-CV</td><td></td></tr><tr><td>1× PBS</td><td>Dot Scientific</td><td>30042-500</td><td></td></tr><tr><td>RIPA 裂解</td><td>Life Technologies</td><td>89901</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;染色&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>甲醇</td><td>Fisher Scientific</td><td>A433P-4</td><td></td></tr><tr><td>HSV 1&amp;amp;2，特异性针对gD</td><td>ViroStat</td><td>196</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>SIGMA</td><td>D8417-5MG</td><td></td></tr><tr><td>革兰氏结晶紫</td><td>Troy Biologicals</td><td>212527</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;材料与试剂&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>培养皿 100 × 15</td><td>Dot Scientific</td><td>229693&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>培养皿 150 x 15</td><td>Kord Valmark</td><td>2902</td><td></td></tr><tr><td>96孔板</td><td>Evergreen Scientific</td><td>222-8030-01F</td><td></td></tr><tr><td>24孔板</td><td>Evergreen Scientific</td><td>222-8044-01F</td><td></td></tr><tr><td>培养管 100 x 13</td><td>Thomas Scientific</td><td>9187L61</td><td></td></tr><tr><td>盖玻片圆片，12 mm</td><td>Deckglaser</td><td>CB00120RA1</td><td></td></tr></tbody></table>

病毒侵染细胞后细菌与真菌生物膜形成起始的测定

Determination of Biofilm Initiation on Virus-infected Cells by Bacteria and Fungi

跨分类界域的多微生物相互作用研究，迄今尚未探讨微生物组中的病毒成分如何影响其他微生物与病毒感染宿主细胞之间的后续相互作用。病毒与细菌及真菌的共存主要存在于口腔和生殖道的黏膜表面。黏膜细胞，特别是那些存在持续性慢性或潜伏性病毒感染的细胞，可能通过病毒介导的受体表达数量和类型改变，显著影响微生物组成员。宿主细胞膜结构的改变将导致正常菌群及机会性病原体在生物膜形成初始阶段的附着能力发生变化。 即，黏附。本研究描述了一种定量检测和直观观察HSV对生物膜形成初期（黏附）影响的方法 S. aureus 和 C. albicans.

本报告所述系统所获得数据的稳健性水平见图2 a-f 38。利用该系统，可阐明葡萄球菌与真菌同病毒感染细胞之间的相互作用及其对彼此黏附能力的影响。此类研究需要进行显微镜检查，如图3和图438所示，以确定多微生物相互作用是否发生在同一细胞上。本研究中观察到的差异性细胞相互作用，是HSV对葡萄球菌和真菌黏附能力进行调节的结果，且该调节具有病毒种类特异性。
S. aureus 和 C. albicans（GT 和 YF）均黏附于相同的未感染 HSV 的 HeLa 对照细胞。这种在细胞上的共定位表明，两者在黏附 HeLa 细胞时彼此之间无物理干扰，且所测得的差异性黏附水平很可能是由 HSV 介导的（图 3A, A1）38。然而，...

本文描述了一种用于测定细菌与真菌等跨域微生物在黏附于病毒感染的HeLa细胞单层时的相互关联及竞争关系的方法。该方案可拓展至多种原核生物、真核生物与病毒的组合研究。

对跨越真菌、细菌和病毒等分类界别的多微生物相互作用的研究此前尚未被深入探讨……

本实验的总体目标是测量预先感染 HSV 的细胞对后续细菌和真菌机会性病原体（例如金黄色葡萄球菌和白色念珠菌）黏附的影响。该方法有助于解答有关慢性病毒感染在调控宿主微生物组各成员中所起作用的关键问题。该技术的主要优势在于，可在生物膜形成的起始阶段（即黏附阶段）对多种生物体之间的相互作用进行检测和定量分析。该技术的应用意义在于控制定植的机会性致病菌，因为HSV感染伴无症状排毒这一前提条件存在于大多数人群中。尽管该方法可为HSV调控后续微生物黏附提供见解，也可应用于其他系统，例如巨细胞病毒（CMV）感染和腺病毒感染。首先，针对每次实验运行，利用报告病毒进入实验结合X-gal染色法，确定HSV1或HSV2病毒的活性及感染复数（MOI）。将病毒稀释至所需的 MOI，并将病毒活力对照与多微生物检测板平行放置于另一微孔板中。然后使用 100 微升的多聚甲醛-戊二醛缓冲液固定单层细胞，再进行染色。维持 HeLa 细胞时，需在含有 4.5 克/升葡萄糖的 DMEM 培养基中培养，添加 10% 热灭活的 FBS、50 微克/升庆大霉素和 L-谷氨酰胺。当细胞汇合度达到80%时，使用胰蛋白酶溶液进行传代。处理白色念珠菌时，在37摄氏度下于固体培养基上培养冻存菌种。培养24小时后，将白色念珠菌转接至fungicell培养基，并在使用前继续培养48小时。通过挑取有代表性的白色念珠菌菌落，将其在37摄氏度下于3毫升FPS培养基中培养3小时，以诱导生成菌丝管或GT形态。培养结束后，在4,000 × g离心10分钟收集菌体，随后用HBSS洗涤细胞两次。使用血细胞计数板计数细胞后，将洗涤后的GT加入37摄氏度的HBSS中，调整OD600至0.32。制备酵母形态（YF）储备悬液时，挑取具有代表性的真菌细胞菌落，用于接种3毫升HBSS。使用血细胞计数板将培养物培养至OD600为0.32，计数每毫升中YF形态的数量，显微镜下观察应占细胞总数的99%。通过将250微升GT或YF菌种转移至25毫升37摄氏度的HBSS中，制备工作用真菌菌种，最终获得每毫升10⁵ CFU。为准备SRES ATCC 25923，将冻存菌种划线接种于5%羊血琼脂平板，并在37摄氏度下培养24小时。在两天内挑取具有代表性的菌落，转移至甘露醇盐培养基中，在37摄氏度下培养18小时。制备SRES菌种储备液时，将具有代表性的菌落悬浮于3毫升37摄氏度的HBSS溶液中，调整菌液浓度至OD600为0.132，或每毫升含10^8 CFU。制备工作菌液时，取100微升上述菌悬液转移至25毫升HBSS溶液中。这将得到每毫升10的5次方CFU。将该方法应用于其他微生物或菌株时，首要的关键步骤是确定所添加细菌和真菌的合适数量，以确保有足够数量的菌落可供计数。为进行多微生物生物膜检测，向96孔板中接种200微升含2×10的15次方个HeLa细胞/毫升的细胞悬液。在37摄氏度下摇动培养板30至45分钟，然后在37摄氏度、5%二氧化碳环境中孵育18小时。使用One X optimum洗涤单层细胞，随后接种单一HSV毒株。每次仅测试一种毒株。将培养板置于37摄氏度、5%二氧化碳条件下孵育3小时。使用100微升含镁和钙的37摄氏度PPS洗涤感染的单层细胞。然后用37摄氏度的HBSS替换PBS。每孔中保留25微升HBSS。接着，加入YF、GT和/或SRES工作悬液，在37摄氏度、5%二氧化碳条件下孵育30分钟。孵育结束后，每次吸取一个列的孔。立即用含镁和钙的 PBS 重新填充各孔，每孔 300 微升。重复此洗涤步骤两次后，向每孔加入 200 微升经滤膜除菌的 RIPA 裂解缓冲液，稀释比例为 1:50。当处理其他菌株的细菌或真菌时，需确保所用 RIPA 的浓度足以实现细胞裂解，同时仍允许进行微生物活力检测。迅速研磨HeLa细胞裂解液，并用移液器取50 µL滴加至甘露醇盐培养基或真菌细胞培养基上。然后，使用一个呈90度角弯曲的玻璃棒将裂解液均匀涂布于平板表面。将平板孵育18小时后，人工计数每个平板上的菌落数量。对照组包括SRES或白色念珠菌黏附于未感染HSV的HeLa细胞。为进行成像研究，每次使用前用丙酮清洗圆形玻璃盖玻片，然后经灭菌处理。接着，使用经酒精和火焰灭菌的镊子将干燥且无菌的盖玻片放入无菌24孔板的各孔中。将 HeLa 细胞加入含有盖玻片的培养板孔中。随后用病毒感染细胞。感染后，根据模板加入细菌和真菌，并按照之前演示的 96 孔板方法对细胞进行孵育和处理。最后一次洗涤后，通过将甲醇滴加至盖玻片上使其完全浸没，然后让其自然挥发，以固定细胞用于显微镜观察。对于明场显微镜观察，将含有固定后盖玻片的孔中加入去离子水。立即吸去水分，并加入足量的结晶紫染料，使其覆盖每一张盖玻片。用去离子水清洗结晶紫染色的盖玻片后，在 C2 中干燥，然后用硬封固介质将其粘附到标记好的载玻片上。对于荧光显微镜观察，在用甲醇清洗盖玻片后，先在孔板中干燥，再用硬封固介质将其封固在标记的载玻片上。加入足量的 1:20 稀释的 FITC 标记 HSV1 加 2GD 抗体溶液，以完全覆盖盖玻片。将载玻片置于湿盒中，37摄氏度孵育30分钟。孵育结束后，用PBS洗涤盖玻片四次。最后一次洗涤后，将载玻片重新放回湿盒中。加入 dab B，于 37 摄氏度孵育 30 分钟。孵育结束后，用 PBS 洗涤载玻片四次。将封片剂置于室温避光条件下固化 24 小时。然后，在油镜下，使用明场或荧光显微镜检查至少50个视野的共定位情况。此处展示了HSV对金黄色葡萄球菌和/或白色念珠菌黏附作用的代表性结果。HSV1的存在抑制了葡萄球菌对HeLa细胞的黏附。白色念珠菌的菌丝管形态而非酵母形态，能够恢复葡萄球菌的黏附水平。在感染HSV2的HeLa细胞中也测得类似结果。如图所示，与感染HSV1的细胞相比，HSV2感染细胞中白色念珠菌菌丝管形态的黏附水平显著更高。在HSV1与HSV2对白色念珠菌酵母形态的影响方面测得相反的效果。通过结晶紫染色单层细胞以观察细菌与真菌之间的相互作用，确定黏附模式。随后使用荧光显微镜检测HSV相对于其他微生物的存在情况。在无 HSV 的情况下，葡萄球菌以及念珠菌的酵母相和芽管相均在 HeLa 细胞上共定位。然而，在 HSV 感染的细胞中仅观察到念珠菌。若操作得当，掌握该技术后可在 8 至 9 小时内完成。完成此操作后，可进行其他方法，如差异性荧光抗体染色，以回答更多问题，例如病毒进入细胞后表面受体的差异表达。该技术建立后，为人类微生物组领域的研究人员探索组织培养以及器官培养系统中微生物与宿主的后续相互作用奠定了基础。观看本视频后，您应能够充分理解如何构建跨越分类学界别的多微生物相互作用模型。请务必注意，处理病原体可能具有极高的危险性，必须采取预防措施，例如使用非扩散性病毒株和屏障技术。

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Research

科研

JoVE Journal

Immunology and Infection

免疫学与感染

生物膜启动对病毒感染的细胞测定细菌和真菌

该实验方法描述了一种快速检测细菌和真菌早期生物膜形成的手段。该方法以微量滴定板作为微生物形成生物膜的基质，并利用结晶紫染色对生物膜进行可视化观察。该实验可提供针对早期生物膜形成的定性或定量分析。...

微量滴定板生物膜形成实验

来源：Tay, S. B., et al. 利用工程化群体感应淬灭乳糖酶实现对致病性生物膜的抗毒力破坏。J. Vis. Exp.

量化酶诱导的病原菌生物膜抑制作用

来源：Schlafer, S, 和 Frost Kristensen, M. 利用共聚焦显微镜监测跨界生物膜中的细胞外 pH 值。J. Vis. Exp. (2020)本视频展示了在模拟口腔环境条件下，对Streptococcus mutans和Candida...

建立用于研究口腔致病机制的细菌–真菌跨域生物膜

来源：Miquel Guennoc, C., 等。利用共聚焦显微镜和电子显微镜对丝状真菌菌落上的细菌生物膜进行定性多尺度分析的新方法。J. Vis. Exp.

建立真菌-细菌共培养以形成生物膜

本视频展示了细菌和真菌在病毒感染的细胞上启动多微生物生物膜形成的过程。单纯疱疹病毒感染会阻碍细菌与细胞的黏附，从而阻止细菌与真菌的共定位。相比之下，未感染的细胞则表现出细菌与真菌的共定位，并启动生物膜的形成。...

一种测定病毒感染细胞上多微生物生物膜启动的实验方法

本视频介绍了一种利用显微镜培养并定性分析真菌菌丝上细菌生物膜的方法。细菌生物膜常在真菌表面形成，涉及多种细菌与真菌的相互作用过程，例如代谢协作、竞争或捕食。...

一种用于制备样本以观察菌丝上生物膜形成细菌的方法

本方案描述了一种在真菌菌丝上培养并利用共聚焦显微镜和电子显微镜对细菌生物膜进行定性分析的新方法。...

一种利用共聚焦显微镜和电子显微镜对丝状真菌菌落上细菌生物膜进行定性多尺度分析的新方法

本方案描述了使用可定制的自动化微流控装置来观察生物膜形成的实验方法 Candida albicans...

生物膜形成的可视化 白色念珠菌 使用自动化微流控装置

本方案使读者能够采用多角度方法分析胆盐诱导的肠道病原菌生物膜形成，通过评估细菌的黏附、胞外聚合物基质形成及分散过程，揭示细菌生物膜的动态特性。...

胆盐诱导的肠道病原体生物膜形成：鉴定与定量技术

本方案描述了接种物的制备、利用结晶紫染色在微孔板上对生物膜进行定量、生物膜中的活菌计数，以及对不动杆菌属（Acinetobacter）生物膜的可视化观察。...

不动杆菌生物膜的定量、活性评估及可视化策略

了解用于评估细菌和真菌在HSV感染HeLa细胞单层上附着竞争性的细胞测定方法。该技术可量化金黄色葡萄球菌和白色念珠菌等机会性病原体与病毒感染的相互作用，为研究慢性病毒感染如何调控宿主微生物组及生物膜形成初期的微生物定植控制提供重要框架。

病毒侵染细胞后细菌与真菌生物膜形成起始的测定

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