Name: 静脉介入型号:研究旁路移植通畅一个合适的模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-01-15T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 22 s
Description: 了解大鼠静脉间置模型中旁路移植通畅性的研究方法，用于探索血管内膜增生及闭塞过程中的生物学机制。该技术操作简便快速，可支持新型治疗药物的体内研究。

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作者感谢Christiane Pahrmann提供的技术支持。本研究由德国心脏研究基金会（F/28/14）资助。D.W. 获得了国际心肺移植学会旅行奖的支持。T.D. 获得了Else-Kröner-Fresenius基金会颁发的Else Kröner卓越奖学金（2012_EKES.04）。S.S. 获得了德国研究基金会（DFG；DE2133/2-1，T.D.&#160; 和 SCHR992/3-1，SCHR992/4-1，S.S.）的研究资助。

动物饲养和实验均遵循由实验动物资源研究所制定、美国国立卫生研究院发布的《实验动物护理和使用指南》中的原则，给予人道护理。所有动物实验方案均经当地主管部门（&#34;Amt für Gesundheit und Verbraucherschutz, Hansestadt (健康与消费者保护局) 汉堡&#34;）批准。
1. 动物护理
<ol>
	<li>从实验动物研究所获取体重为 300–350 g 的 Lewis 大鼠（LEW/Crl）和 ROSA/luciferase-LEW 转基因大鼠。</li>
	<li>将大鼠饲养在通风柜中的常规条件下，自由摄取标准大鼠饲料和高压灭菌水。</li>
	<li>以 ROSA/luciferase-LEW 转基因大鼠作为供体，同基因型 LEW/Crl 大鼠作为受体，进行移植物移植手术。</li>
</ol>
2. 供体大鼠的准备
<ol>
	<li>使用诱导室以异氟烷（2.5-3%）麻醉大鼠。</li>
	<li>将大鼠仰卧位放置，并通过覆盖口鼻的面罩维持麻醉。通过夹捏后肢足部并确认无反射反应来判断麻醉深度是否足够。在麻醉期间，向眼睛涂抹兽用眼膏以防止角膜干燥。&#160; &#160;</li>
	<li>展开后肢，并用胶带固定其位置。</li>
	<li>使用毛发修剪器剃除腹股沟区域的毛发，随后用聚维酮碘消毒整个区域，再使用80%乙醇进行消毒。重复消毒步骤两次。 
	注意：手术区域、纱布及手术器械均应灭菌。整个操作过程中须维持无菌环境，并佩戴一次性无菌外科手套、口罩和帽子。</li>
	<li>在显微镜下，沿腹股沟线做垂直切口。使用两把镊子轻轻分离皮下组织，暴露起源于股静脉的浅表腹壁静脉。仔细将浅表腹壁静脉与其周围组织分离。</li>
	<li>使用两个微型夹钳阻断浅表腹壁静脉中的血流。</li>
	<li>用镊子轻轻提起已分离的静脉，使用显微剪刀剪取长约0.5&#160;至1&#160;cm的静脉段。在血管残端保留微型夹钳以防止出血。将切除的静脉段置于无菌纱布上。小心地将一根30 G&#160;针头插入所取静脉的一端，并用肝素（50 单位/mL）冲洗血管腔。 
	注意：操作静脉时应小心谨慎，避免在提起、切割和冲洗过程中造成损伤。确保使用适量肝素充分冲洗移植物。</li>
	<li>将静脉段保存在含1%利多卡因的冰上，直至移植至受体大鼠体内，以防止血管痉挛。</li>
	<li>通过将麻醉浓度提高至5%异氟烷处死供体大鼠。2-3分钟后，沿白线切开腹部，剪开膈肌，并取出心脏以终止循环。</li>
</ol>
3. 受体大鼠的准备
<ol>
	<li>以与供体大鼠相同的方式麻醉并固定受体大鼠。</li>
	<li>使用毛发修剪器剃除腿部内侧的毛发，并用聚维酮碘和80%乙醇消毒三次。&#160;</li>
	<li>监测麻醉深度，通过夹捏后肢足部无反射反应来确认麻醉充分。</li>
	<li>从膝关节至腹股沟皱襞做股部正中切口。在显微镜下使用两把镊子将股动脉与其周围组织分离。</li>
	<li>使用微血管夹阻断血流。先放置近端血管夹，再放置远端血管夹。</li>
	<li>用显微剪剪除一段被夹闭的股动脉并弃去。用显微剪修短剩余的动脉残端，使其形成一个比静脉移植物长1-2 mm的缺损。使用30 G&#160;针头向动脉残端内注入肝素进行冲洗。 
	注意：若外膜略微突出于血管残端之外，可用镊子将其轻轻拉出覆盖于血管末端，并剪除多余部分。</li>
	<li>将步骤2.8中获取的静脉置于两个动脉残端之间，调整其长度，使其恰好适配该缺损。注意静脉的方向。</li>
	<li>首先使用10-0 Prolene缝线完成近端吻合。按照所示顺序（图1D）进行单针缝合。先在两侧各缝一针，然后在腹侧再缝三针。随后在背侧缝合三针，完成吻合。&#160;</li>
	<li>采用与步骤3.8所述近端吻合同样的技术，将远端血管与移植物连接。同样，先在两侧各缝一针，然后在腹侧和背侧分别再缝三针。</li>
	<li>将纤维蛋白胶组分1和组分2分别装入两个1 mL注射器中。用镊子轻轻提起移植物，将约100 μl&#160;纤维蛋白胶组分1滴加于移植物下方，随后滴加组分2。 
	注意：确保组分1与组分2以1:1的比例使用。</li>
	<li>将移植物复位，并在移植物表面再滴加各100 μl的组分1和组分2。务必使胶体覆盖整个移植物及吻合口，以防止吻合口功能不全和静脉移植物过度扩张。&#160;</li>
	<li>先小心打开远端血管夹，随后打开近端血管夹。</li>
	<li>通过观察移植静脉及移植物远端动脉是否存在可见搏动，确认手术成功。</li>
	<li>清除阻碍皮肤闭合的多余胶体。用镊子提起已固化的胶体，用显微剪剪除多余部分。使用5-0 Prolene缝线缝合皮肤各层。</li>
	<li>在让大鼠苏醒前，皮下注射4-5 mg/kg卡洛芬。在动物恢复足够意识、能够维持胸卧位之前，不得离开无人看护。将动物单独饲养直至完全恢复。</li>
	<li>在接下来的3天内，将安乃近加入饮用水中（每100 ml水中加入50 mg安乃近）作为镇痛药物，并每日监测动物状况。&#160;</li>
</ol>
4. 双功能超声检查
注意：使用双功超声在大鼠中无创地观察血流14。
<ol>
	<li>将大鼠置于诱导室中进行麻醉（异氟烷浓度为2%）。将大鼠仰卧位固定，并通过覆盖鼻部的面罩维持麻醉状态。</li>
	<li>使用电推剪和脱毛膏去除大腿区域周围的毛发。</li>
	<li>在大腿部位涂抹超声耦合剂，确保无气泡存在。使用MS 400探头（中心频率：30 MHz），以230–400帧/秒的帧率获取双功能超声图像。&#160;</li>
</ol>
5. 组织病理学
注意：收获血管并用马松三色染色法进行染色，以进行形态计量分析15。
<ol>
	<li>将收获的血管用4%多聚甲醛固定过夜，并用浓度递增的乙醇进行脱水。&#160; 将样品包埋于石蜡中，使用切片机切成5 μm&#160;厚的切片。 
	注意：多聚甲醛具有毒性，操作时应格外小心。</li>
	<li>染色前对切片进行脱蜡处理，然后用三色染色液染色。对染色后的切片进行脱水，用二甲苯透明，再用封片剂封片。切片干燥后，用显微镜观察样品。&#160; &#160;</li>
</ol>
6. 生物发光成像（BLI）
注意：通过测量生物发光信号，对术后移植物在体内进行了长期追踪16。
<ol>
	<li>将1 g D-荧光素钾盐溶于22 ml PBS中，腹腔注射至大鼠体内（375 mg/kg体重）。等待15分钟，使荧光素在动物体内循环分布。</li>
	<li>将大鼠放入实时生物发光定量系统中，获取生物发光信号。</li>
</ol>

<ol><li>Sabik, J. F., 3rd, <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+saphenous+vein+graft+patency%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Understanding saphenous vein graft patency.</a> Circulation. 124, 273-275 (2011).</li>
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<li>Conradi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunobiology+of+fibrin-based+engineered+heart+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+cells+translational+medicine%22%5BJournal%5D)">Immunobiology of fibrin-based engineered heart tissue.</a> Stem cells translational medicine. 4, 625-631 (2015).</li>
<li>Dashwood, M. R., Tsui, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%27No-touch%27+saphenous+vein+harvesting+improves+graft+performance+in+patients+undergoing+coronary+artery+bypass+surgery%3A+A+journey+from+bedside+to+bench%5BTitle%5D)+AND+%22Vascular+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">'No-touch' saphenous vein harvesting improves graft performance in patients undergoing coronary artery bypass surgery: A journey from bedside to bench.</a> Vascular Pharmacology. 58, 240-250 (2013).</li>
<li>Bekler, H. I., Rosenwasser, M. P., Akilina, Y., Bulut, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+an+absorbable+collagen+cover+%28NeuraWrap%29+improves+patency+of+interpositional+vein+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+orthopaedica+et+traumatologica+turcica%22%5BJournal%5D)">The use of an absorbable collagen cover (NeuraWrap) improves patency of interpositional vein grafts.</a> Acta orthopaedica et traumatologica turcica. 44, 157-161 (2010).</li>
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<li>Moreno, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+and+characterization+of+a+renin+knockout+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Creation and characterization of a renin knockout rat.</a> Hypertension. 57, 614-619 (2011).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

本视频展示了一种大鼠静脉移植模型，用于研究静脉移植物丢失，并可用于探索其潜在的病理过程以及测试新药物或治疗方案。
麻醉是外科手术中的关键环节。建议采用持续吸入式麻醉系统，因为这是一种安全且简便的方法，尤其适用于长时间的手术。在培训阶段，当手术时间超过1小时时，这一点尤为重要。
在手术过程中，关键是要避免在获取和植入过程中损伤静脉移植物17。抓持血管的外膜可防止静脉移植物受损，避免继发性血栓形成和移植物失效。静脉移植物通畅性可在静脉移植物成形后立即通过观察移植物或远端动脉的血流及搏动情况，以及通过双功能超声检查来确定。
该操作的另一个关键方面是防止静脉移植物过度扩张。静脉移植物突然暴露于动脉压力系统会导致管壁张力增加，继而发生过度扩张以及血流模式改变。这些因素可导致血栓形成、吻合口功能不全和移植物早期失效。使用纤维蛋白胶支撑静脉移植物可防止不受控的膨胀，保护内膜和中膜免受机械性损伤。可吸收的胶原保护套是纤维蛋白胶的替代方案，可用作静脉周围覆盖物<sup...

冠状动脉疾病及其并发症是全球主要的死亡原因之一。目前的治疗策略主要集中在恢复血流，可通过扩张狭窄的血管或建立旁路来实现。1968年首次描述了使用自体静脉移植进行冠状动脉旁路移植术（CABG），此后多年不断得到改进。除左前降支冠状动脉的血运重建外，大隐静脉移植物是最常用的血管通路1。然而，移植物通畅性仍是大隐静脉移植物（SVG）的薄弱环节。术后一年，移植物通畅率为85%，十年后下降至61%2,3。因此，揭示SVG通畅性丧失的病理生理机制和原因是一项重要任务。
本视频展示了一种用于研究静脉移植物丢失的大鼠静脉移植模型。该方法的总体目标是探索疾病进展过程中的潜在病理生物学和病理生理学机制，并建立一种适用于药物或治疗方案测试的合适模型。通过将浅表腹壁静脉移植至动脉系统，该模型高度模拟了冠状动脉旁路移植术的临床情况。手术创伤、缺血和管壁应力是引发病理性血管改变的重要诱因，而本模型能够有效模拟这些因素。
目前有多种模型和物种可用于研究静脉移植物通畅性丧失。大型动物模型，如猪4、绵羊5、狗6和猴7，其血管和解剖结构与人类相似，因此可用于测试复杂的治疗策略，例如旁路支架置入或新的外科技术8。然而，这些模型需要特殊的饲养条件、设备和专业人员。此外，高昂的成本以及手术过程中需要额外的麻醉师限制了其广泛应用。小型动物（包括大鼠）易于操作，无需特殊饲养条件，且成本可控。与小鼠模型9,10相比，大鼠模型具有更好的可操作性，因而实验结果的变异性更小。大鼠在生理学和遗传学上也比小鼠更接近人类11,12。此外，大多数野生型小鼠仅形成有限的内膜增生13，这使得小鼠模型容易出现II型错误。主要静脉（如下腔静脉）的小鼠组织学结构仅由少数几层细胞组成，导致早期评估困难13。另一个缺点是在移植物回收后可用于后续分析的组织量较少。
本视频中描述的模型具有可重复性，成本低廉且易于操作，能够快速而可靠地建立。该模型尤其适用于以经济的方式评估昂贵的实验性治疗药物，例如用于基因治疗的病毒载体。

<table><tbody><tr><td>大鼠 LEW/Crl</td><td>查尔斯河实验室</td><td>货号 004</td><td></td></tr><tr><td>大鼠 LEW-Tg(Gt(ROSA)26Sor- 1&lt;br/&gt; luc)11Jmsk</td><td>日本京都大学实验动物研究所</td><td>NBPR 大鼠编号 0299</td><td>http://www.anim.med.kyoto-u.ac.jp/NBR/</td></tr><tr><td>4% PFA</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>#157135S</td><td>20%</td></tr><tr><td>毛发修剪器</td><td>WAHL</td><td>8786-451A ARCO SE</td><td></td></tr><tr><td>Forene</td><td>艾伯维</td><td>PZN 10182054 产品编号：B506</td><td>异氟烷</td></tr><tr><td>显微外科夹钳</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Micro-Serrefine - 4 mm</td></tr><tr><td>夹钳施加器</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>脱毛膏</td><td>Rufin cosmetic</td><td>27618</td><td></td></tr><tr><td>聚维酮碘</td><td>Betadine 普渡制药</td><td>NDC:67618-152</td><td></td></tr><tr><td>10-0 Ethilon 缝线</td><td>Ethicon</td><td>2814G</td><td></td></tr><tr><td>5-0 prolene 缝线</td><td>Ethicon</td><td>EH7229H</td><td></td></tr><tr><td>Rimadyl</td><td>辉瑞</td><td>400684.00.00</td><td>卡洛芬</td></tr><tr><td>诺瓦明磺酸</td><td>Ratiopharm</td><td>PZN 03530402</td><td>安乃近</td></tr><tr><td>肝素</td><td>Rotexmedica</td><td>PZN: 3862340</td><td>25,000 I.E./ml</td></tr><tr><td>1% 利多卡因</td><td>阿斯利康</td><td>PZN: 1137907</td><td>利多卡因</td></tr><tr><td>EVICEL</td><td>J&amp;amp;J Med.Ethicon Biosur</td><td>PZN 7349697 产品编号：EVK01DE</td><td>纤维蛋白胶</td></tr><tr><td>0.9% NaCl</td><td>B.Braun</td><td>PZN 06063042 产品编号：3570160</td><td></td></tr><tr><td>Vevo 770 高分辨率 &lt;em&gt;体内&lt;/em&gt; 微成像系统</td><td>VisualSonics</td><td></td><td>双功能超声成像</td></tr><tr><td>Ecogel 100 超声耦合剂</td><td>Eco-med</td><td>30GB</td><td></td></tr><tr><td>D-荧光素钾盐（来自萤火虫）</td><td>Biosynth</td><td>L-8220</td><td></td></tr><tr><td>PBS pH 7.4</td><td>Gibco</td><td>10010023</td><td></td></tr><tr><td>Xenogen Ivis 200</td><td>珀金埃尔默</td><td></td><td>生物发光成像</td></tr><tr><td>Weigert 铁苏木素染色试剂盒</td><td>默克</td><td>1.15973.0002</td><td>三色染色</td></tr><tr><td>间苯二酚-品红 Weigert</td><td>Waldeck</td><td>2.00E-30</td><td>三色染色</td></tr><tr><td>酸性品红</td><td>西格玛-奥德里奇</td><td>F8129-25G</td><td>三色染色</td></tr><tr><td>丽春红 S 溶液</td><td>Serva Electrophoresis</td><td>33427</td><td>三色染色</td></tr><tr><td>偶氮品红</td><td>Waldeck</td><td>1B-103</td><td>三色染色</td></tr><tr><td>钼磷酸水合物</td><td>默克</td><td>1.00532.0100</td><td>三色染色</td></tr><tr><td>橙黄 G</td><td>Waldeck</td><td>1B-221</td><td>三色染色</td></tr><tr><td>亮绿 SF</td><td>Waldeck</td><td>1B-211</td><td>三色染色</td></tr><tr><td>Vitro-Clud</td><td>Langenbrinck</td><td>04-0001</td><td></td></tr><tr><td>冰醋酸</td><td>西格玛-奥德里奇</td><td>537020</td><td></td></tr><tr><td>37% 盐酸</td><td>西格玛-奥德里奇</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>二甲苯</td><td>Th. Geyer</td><td>3410</td><td></td></tr><tr><td>石蜡</td><td>Leica biosystems</td><td>货号 39602004</td><td></td></tr><tr><td>无水乙醇</td><td>Th. Geyer</td><td>2246</td><td></td></tr><tr><td>96% 乙醇</td><td>Th. Geyer</td><td>2295</td><td></td></tr><tr><td>70% 乙醇</td><td>Th. Geyer</td><td>2270</td><td></td></tr><tr><td>载玻片架</td><td>Ted Pella</td><td>21057</td><td></td></tr><tr><td>染色缸</td><td>Ted Pella</td><td>21075</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen 眼鼻软膏</td><td>拜耳</td><td>1578675</td><td>眼用软膏</td></tr></tbody></table>

静脉移植模型：一种适用于研究旁路移植物通畅性的模型

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

旁路移植术是冠状动脉疾病的一种成熟治疗方法。移植物通畅性仍然是大隐静脉移植物的薄弱环节。建立用于研究旁路移植失败的实验模型，对于深入理解移植物失去通畅过程中所涉及的病理生物学和病理生理学机制至关重要。大型动物模型（如猪或羊）虽在解剖结构上接近人类，但需要特殊的设施和设备。本视频介绍一种用于研究静脉移植物失去通畅性的大鼠静脉移植模型。大鼠价格低廉且易于操作。与小鼠模型相比，大鼠体型较为适中，手术操作更为便利，并能获取足够量的组织用于多种后续分析。简而言之，取供体大鼠的腹下腹壁静脉，用于替代一段股动脉。吻合采用单针缝合，并以纤维蛋白胶密封。移植物通畅性可通过双功能超声进行无创监测。导致移植物失去通畅性的主要原因是内膜增生，其随时间推移逐渐发展，可通过组织学横切面进行定量分析。

大鼠静脉移植模型适用于研究肌性内膜增生及静脉移植物失效的发生过程。动物术后恢复良好，且在手术后表现出极佳的生理状态。图1展示了关键的手术步骤。沿腹股沟线切开皮肤后，辨认出浅表腹壁静脉和股动脉（图1A）。获取移植物时应小心操作，避免损伤移植物（图1B），因为损伤可能导致早期移植物失效和通畅性丧失。将移植物置于受体动物体内后（图1C），按照图1D所示顺序进行吻合缝合。完成的静脉移植段外观呈苍白状（图1E），在再灌注后应变为红色并出现搏动（图1F）。
通过双功能超声检查可无创确认静脉成功整合入股动脉以及移植后移植物的通畅性（图2A）。将Luc阳性大鼠的静脉移植至同系Luc阴性大鼠体内，可通过生物发光成像随时间监测移植物的存在情况（图2B）。
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本视频展示了一种用于研究大鼠静脉移植术后肌性内膜增生发展的模型。

旁路移植术是冠状动脉疾病的一种成熟治疗方法。移植物通畅性仍是大隐静脉移植物的薄弱环节。

本实验的总体目标是研究大鼠静脉移植模型中旁路移植物的通畅性。该方法有助于回答旁路手术领域中的关键问题，例如旁路闭塞过程中潜在的生物学和生理学机制。该技术的主要优势在于手术操作简便且快速，可用于在活体中研究新型治疗方法和作用通路。本技术操作将由本实验室的显微外科医生 Grigol Tediashvili 演示。手术前，通过轻捏大鼠后肢足部检查麻醉深度是否足够，并确认无反射反应。随后，向眼睛涂抹适量兽用眼膏，以防止麻醉期间角膜干燥。接着，分开后肢并用胶带固定其位置。然后使用理发器剃除腹股沟部位的毛发，再用聚维酮碘广泛消毒该区域，随后使用80%酒精进行消毒。上述交替擦洗步骤共重复三次。现在在显微镜下，沿腹股沟线进行纵向切口。接着，使用两把镊子轻轻分离皮下组织，暴露浅表腹壁静脉直至其在股静脉上的起始处。操作时需格外小心，因为该静脉较为脆弱。接下来，使用两个血管夹夹闭浅表腹壁静脉以阻断血流。然后，切取一段静脉。小心提起分离出的静脉，用显微剪刀剪断血管。然后，将静脉片段置于无菌纱布上。在此处，小心地将30号针头插入一端，用肝素冲洗静脉。接着，将静脉转入1%利多卡因中，并置于冰上以防止痉挛。现在，通过将麻醉剂浓度提高至 5% 异氟烷来处死供体大鼠。接下来，为准备吻合，以与供体大鼠相同的方式对受体大鼠进行处理，直至剃毛步骤。给予 5% 异氟烷麻醉 2 至 3 分钟后，沿腹白线切开供体大鼠的腹部，切开膈肌，并取出心脏以终止循环。继续为受体大鼠进行手术准备。使用毛发修剪器剃除腿部内侧的毛发，并用聚维酮碘和80%乙醇交替擦拭三次对皮肤进行消毒。在继续下一步操作前，再次进行足趾夹捏测试以监测麻醉状态。现在，从膝关节至腹股沟皱襞处做一正中股部切口。在显微镜下，使用两把镊子将股动脉与其周围组织分离。随后使用两个微型夹子阻断血流，先放置近端夹子。接下来，剪除一段被夹闭的股动脉并弃去。将剩余的动脉残端修短，使其形成一个比静脉移植物长1至2毫米的间隙。然后，用30号针头中的肝素冲洗动脉残端。如果外膜略微超出血管残端，可用镊子将外膜轻轻拉过血管末端，然后切除一小段外膜。现在，将获取的静脉节段以正确方向置于动脉残端之间，并调整间隙大小以确保合适贴合。接下来，首先使用10-0 Prolene缝线进行近端吻合。首先缝合两侧，然后在腹侧添加三针缝合。最后在背侧完成三针缝合。接着采用相同技术吻合远端血管，先在两侧各缝一针，随后在腹侧缝合三针，最后在背侧完成缝合。完成吻合后，用两个一毫升注射器分别装入纤维蛋白胶的两种组分。然后，用镊子小心抬起移植物，在其下方先注入约100微升的第一组分，随后注入100微升的第二组分。两种组分必须始终以相同体积添加。现在，将移植物放回原位，并在移植物上均匀滴加每种成分各 100 µL，完全覆盖移植物及吻合口。这一步骤可防止吻合口功能不全以及静脉移植物过度扩张。随后，小心地依次打开血管钳，先从远端血管钳开始。然后，通过检查移植静脉及移植物远端动脉是否存在可见搏动，确认手术成功。在关闭皮肤前，清除可能影响缝合的过量胶水。随后，使用5-0 Prolene缝线缝合皮肤各层。在大鼠苏醒前，皮下注射每千克体重4至5毫克的卡洛芬。密切观察动物，直至其恢复足够的意识以维持胸卧位。然后，将大鼠放回饲养笼，笼内不与其他动物同笼。接下来三天，在饮水中提供安乃近，并每日检查大鼠的恢复情况。完全恢复后，可将大鼠与其他大鼠同笼饲养。动物术后恢复良好，表现出优异的生理状态。通过双功能多普勒超声无创性地证实了静脉成功整合入股动脉以及移植后血管移植物的通畅性。通过将卢克阳性（luke-positive）大鼠的静脉移植至卢克阴性（luke-negative）大鼠，利用生物发光成像技术监测移植物的存在情况。研究发现，移植物内的肌性内膜增生随时间推移而逐渐发展。采用马松三色染色法进行组织学染色，显示内弹力膜内存在肌性内膜增生。为证实该模型可重现肌性内膜增生的动态过程，对管腔闭塞程度进行了测量。术后7天至28天期间，移植物通畅性呈逐渐下降趋势，与该模型高度吻合。一旦掌握，该技术若操作得当，可在20分钟内完成。感谢观看，祝您的实验顺利成功。

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