Name: 毛细管馈线分析测量的摄食果蝇 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-03-17T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: 学习使用毛细管馈线分析法测量黑腹果蝇的摄食量，以研究代谢调控与进食行为机制。该方法操作简便、结果可靠，适用于神经科学与代谢研究。

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感谢Scholz实验室的历任和现任成员参与讨论，感谢Helga Döring提供的出色技术支持。特别感谢科隆大学生物中心工作坊的成员们给予的支持与创造性贡献。本工作得到SFB 1340、SysMedAlc和DAAD-Siemens项目的资助。

1. CAFE 实验
注意：该检测包含三个组分：实验小瓶、专用瓶盖和微型毛细管。使用带盖的塑料盒来运输已准备好的小瓶，并更有效地控制湿度。
<ol>
	<li>使用一个 Drosophila melanogaster 培养用塑料小瓶（可选高度8 cm，直径3.3 cm）作为实验的试管。</li>
	<li>用带有O型圈的定制有机玻璃盖密封小瓶（图1A、1B）。通过盖子中央的开口（直径0.9 cm）轻轻敲击或使用吹管将果蝇装入，该开口同时用于空气流通和加水，之后用海绵塞封闭开口。中央孔周围有六个较小的锥形孔（上端直径0.4 cm，内径0.3 cm），可插入2–20 µL移液器吸头以固定毛细管（技术细节参见补充图）。 
	注意：可使用带孔海绵塞替代本文所述定制盖。我们定制的盖子可安全操作已准备好的小瓶，最大限度降低毛细管脱落的风险。</li>
	<li>使用带1 µL刻度标记的5 µL微量毛细管来提供液态食物。将2–20 µL移液器吸头顶部剪去，插入盖子的锥形孔中，即可固定毛细管（图1B，以红边标记）。为防止果蝇逃逸，将未剪切的2–20 µL移液器吸头插入同一孔中。</li>
	<li>为安全地同时操作多个已准备好的小瓶，可将其放入带有网格内衬的塑料盒中（图2A）。</li>
</ol>
2. 果蝇的准备
<ol>
	<li>将果蝇饲养在标准培养基上，环境条件为 25 °C、60% 相对湿度以及 12 小时光照/12 小时黑暗的光周期。</li>
	<li>为控制繁殖条件，将每实验组 35 只处女雌蝇和 15 只雄蝇引入一个塑料培养管（高 9.8 cm，直径 4.8 cm），管内含 50 mL 果蝇食物。让果蝇产卵前 3 天，随后将成虫转移至新的食物管中继续产卵 2 天。之后再次重复转移操作。再过 2 天后弃去成虫。</li>
	<li>由于摄食量依赖于果蝇体型，通过使用 CO2 麻醉垫麻醉 2 至 3 日龄的成虫，取 100 只一组收集至 1.5 mL 塑料离心管中，用常规实验室天平称重，测定其质量。按性别分组，测定至少四组独立果蝇群体的湿重（表 1）；利用该重量计算每毫克果蝇消耗的 µL 食物量。根据此数值确定单只果蝇在每次实验中的摄食量，并相应调整填充毛细管的数量，以避免因摄食导致毛细管排空。
	<ol>
		<li>进行 3 小时实验时，使用 20 只果蝇和两根填充毛细管。进行长期实验（&#62; 3 小时至最多 9 天）时，使用 8 只果蝇一组，并提供四根填充毛细管（在所述条件下，少于 8 只果蝇无法获得可靠结果）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在 CO2 麻醉下完成称重后，将果蝇分为若干组（每组 8 或 20 只）。将各组转移至新的食物管（含 15 mL 标准食物）中，在实验前使其恢复 48 小时以解除 CO2 麻醉影响。CAFE 实验应使用 4 至 6 日龄的果蝇。</li>
	<li>由于未饥饿处理的野生型果蝇摄食量极低19, 21，因此进行 3 小时摄食实验前需对果蝇进行 3 小时饥饿处理。若连续多天监测摄食量，则无需禁食。禁食时，于测试前 16 至 20 小时，轻敲果蝇使其落入仅含一张折叠滤纸（直径 45 mm）的管中，滤纸上加约 0.5 mL 双蒸水（ddH2O），并用 CAFE 实验专用带塞盖子封闭。</li>
</ol>
3. 液体食物的制备
<ol>
	<li>通过将102.6 g蔗糖（C12H22O11）溶于ddH2O并定容至100 mL，配制3 M（10%，w/v）的蔗糖储备液。取该储备液3 µL、33 µL、333 µL、3.3 mL和6.6 mL，分别加入15 mL塑料离心管中；每管加入2 mL食用色素（红色：胭脂红[E124]；蓝色：靛蓝胭脂红[E132]），再用ddH2O定容至10 mL。所得蔗糖终浓度分别为0.001、0.01、0.1、1和2 M。 
	注意：食用色素有助于更清晰地观察弯月面。但色素可能影响摄食量。为避免色素带来的偏差，建议在实验中随机使用含色素或不含色素的食物样品，或对不同组别随机分配色素使用情况。</li>
	<li>为检测酒精偏好，取333 µL的3 M蔗糖储备液加入15 mL塑料离心管中，加入1.5 mL（2.3 mL）100%乙醇（EtOH），再用ddH2O定容至10 mL，配制成15%（0.25 mM）和23%（0.39 mM）的工作液。</li>
	<li>储备液保存于-20 °C，工作液保存于4 °C；均需在1周内使用完毕。</li>
	<li>利用毛细作用力，可同时将最多10根毛细管吸入着色的食物溶液。将毛细管末端插入蔗糖溶液中（保持毛细管与液面呈45°角），当液体上升至毛细管顶部（5 µL）刻度时停止，用纸巾擦去毛细管外壁及内壁多余的溶液。</li>
</ol>
4. 毛细管饲喂实验的组装与操作
<ol>
	<li>若无需禁食，可通过轻敲或吹管法将实验果蝇转移至检测装置中。确保设置三个不含果蝇的对照管，用于量化蒸发量。</li>
	<li>小心取下堵住其中一个外侧开口的移液枪头（2 - 20 µL 量程），先将装有溶液的玻璃毛细管底部插入该开口。随后将移液枪头重新放置在毛细管旁，以固定毛细管。若需测试多种食物溶液，则相应重复此操作步骤。</li>
	<li>将毛细管末端置于所有小瓶内相同高度处，以避免因食物来源位置高低不同而产生偏差（距瓶盖3-4 cm）；同时保持与滤纸的距离，防止毛细管意外接触滤纸或因食物来源黏度不同而导致泄漏。</li>
	<li>用记号笔标记有色液体的上端位置（标记开始). 为确保能够区分不同的毛细管，需使用颜色或条纹编码对每根毛细管进行单独标记。</li>
	<li>将多个制备好的CAFE实验装置放入带有网格衬垫的塑料盒中，并转移该盒子（图2A) 置于实验室条件下或温度、光照和湿度可控的气候箱中（参数：25 °C、60% 相对湿度、12 h 光照/12 h 黑暗循环）进行实验周期内的培养例如 3 小时或数天。</li>
	<li>由于底部滤纸在实验持续数天时会变干，因此每24小时需添加一次新鲜的水。 通过 使用海绵塞（100 µL）以维持检测体系内的湿度恒定。使用四个独立的小瓶（高8 cm，直径3.3 cm），每瓶加入30 mL ddH₂O2将湿度装置放入塑料盒中，并将其置于CAFE实验装置旁。实验期间使用盖子盖住塑料盒，以创建受控湿度环境（图2A). 
	注意：在实验室条件下会出现更大的变异性；然而，在室温下进行CAFE实验是可行的（例如，例如在教室中）。建议使用加湿装置（如滤纸，可配合或不配合湿润的海绵塞，以及装水的小瓶和塑料盒盖）以减少蒸发图 2B).</li>
	<li>每24小时为长期实验更换一次新填充的毛细管。每次24小时区间开始前记录死亡果蝇数量，并根据存活果蝇数量计算下一阶段每只果蝇的消耗量。测量弯月面下降程度后（见5.1），弃去旧毛细管。 
	注意：在3小时的实验过程中，几乎看不到死亡的果蝇；在为期4天的研究中，通常会发现1至3只死亡果蝇。</li>
	<li>在实验结束或更换毛细管之前，标记毛细管的下凹液面位置（标记结束）用记号笔标记，此时CAFE实验装置仍保持直立状态。若标记结束 不低于初始标记（标记开始不要取下盖子，因为这可能会改变弯月面。</li>
	<li>小心地从实验装置中取出毛细管，并妥善保存以用于数据收集。检查毛细管内的液体是否已到达末端，若未到达，则应舍弃该组数据，因为果蝇无法接触到食物。将每个试剂瓶中的所有毛细管作为一组统一收集。将未剪切的移液器吸头插入所有孔洞中，以防止果蝇逃逸。拆解装置后，将试剂瓶、瓶盖和海绵塞置于肥皂水中清洗，并在室温下过夜晾干，以备后续使用。 
	注意：实验后可对果蝇进行进一步分析。通过肉眼或解剖显微镜观察以确认食物摄入情况。</li>
	<li>使用相同基因型在至少三个不同的日期重复实验。</li>
</ol>
5. 数据收集与分析
<ol>
	<li>使用卡尺或直尺测量毛细管上 markbeginning 与 markend 之间的距离。若需将数据直接传输至电子表格，可使用通过 USB（通用串行总线）连接的数字卡尺（图 1E）。测量完成后丢弃毛细管。</li>
	<li>根据毛细管尺寸计算食物摄取量或蒸发量。例如，假设一根毛细管长度为 73 mm，内含 5 µL 食物溶液，则液面弯月面下降 14.6 mm 相当于摄取了 1 µL 溶液。使用以下公式计算食物摄取量： 
	食物摄取量 (µL) = 测量距离 (mm) / 14.6 mm</li>
	<li>为排除蒸发对食物摄入量的影响，需计算三个（至少）不含果蝇的对照瓶中的平均蒸发量，并从果蝇摄食量中减去该平均值。</li>
	<li>使用以下公式计算每只果蝇的总摄食量： 
	食物摄食量 (µL) = （食物摄取量 [µL] - 蒸发损失量 [µL]）/ 瓶内果蝇总数。对于长期实验，使用 24 小时时间段开始前存活果蝇的数量。</li>
	<li>为校正个体体型差异（如果蝇雌雄之间的差异），将食物摄食量按体重进行标准化处理（µL 食物/mg 果蝇）。</li>
	<li>使用统计软件进行数据分析。对于正态分布的数据，采用 student's T-检验比较两组果蝇之间的差异，对于多于两组的情况，采用方差分析（ANOVA）结合事后 Tukey Cramer 检验。在选择实验中，使用非参数单样本符号检验分析与随机选择是否存在显著差异。</li>
</ol>

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</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

本报告逐步介绍了CAFE实验方法，重点阐述了其技术设置及在实验室中的成功应用。由于该方法操作简便，也可作为学校教学实验用于教育目的。示例表明，该实验可用于在短至较长的时间范围内（数小时至数天）研究黑腹果蝇（Drosophila melanogaster）的食物感知、偏好及摄食行为。CAFE实验已在相关领域广泛应用，用于研究食物与药物摄入、成瘾行为、能量稳态以及摄食行为的神经调控等课题16, 18, 24, 25。
在CAFE实验中，果蝇必须成功完成多项任务才能获取食物，例如觅食、感知和运动；无法完成这些任务可能导致摄食量减少。觅食行为主要取决于果蝇的饥饿状态，可通过禁食来增强19，21。果蝇对食...

进食是生存所必需的；然而，进食行为的失调会导致暴食症、厌食症或普遍性的过度进食等进食障碍，给个人和社会带来负担1,2,3本研究的目的是揭示摄食行为的调控机制，并为预防摄食障碍的发生提供策略。利用哺乳动物模型生物开展的大量研究，为理解摄食障碍中神经环路及信号系统的功能提供了新的见解。4,5,6然而，我们对这些疾病背后的神经元和分子基础的了解仍远未完善。近年来，果蝇 黑腹果蝇 已成为揭示代谢调控基本机制的宝贵模型系统7,8,9毛细管饲喂（CAFE）实验 黑腹果蝇 2007年在Seymour Benzer实验室建立，灵感源自Dethier早先在丽蝇中的研究工作10, 11. CAFE实验使得直接测量食物摄入量成为可能 黑腹果蝇. 在该行为测试系统中，果蝇取食盛放在置于样品管内的分级玻璃毛细管中的液体食物。毛细管内液面弯月面的下降表明食物溶液的消耗 通过 蒸发与食物消耗。通过不含果蝇的试管测定蒸发速率，可准确量化食物摄入量。
CAFE 实验是用于测量黑腹果蝇（Drosophila melanogaster）摄食行为的多种行为学范式之一，研究人员需根据具体科学问题选择最合适的方法。在决定使用某种实验方法时，应考虑以下因素：所提供的食物性质、摄食条件、营养摄入量的测定，以及对食物消耗量或对食物反应的研究。
本报告中所述的CAFE分析法非常适合在直立摄食条件下监测果蝇对液态食物来源的摄食情况。 alternatively，也可以通过观察染色食物来源（置于小瓶或培养皿中）来测量果蝇群体的食物摄入量。通常在摄食结束后将果蝇杀死或麻醉，随后通过分光光度法或肉眼观察染色的腹部来确定摄入染料的量。果蝇仅在摄入食物30分钟后才开始排泄，因此该方法难以用于连续性较长摄食行为的分析12, 13。
相比之下，当使用带有放射性示踪剂的可吸收染料时，果蝇保持完整状态，其对放射性同位素的摄取量通过闪烁计数器进行测定。14, 15放射性标记物被果蝇消化系统吸收，使得长期食物摄入量的测量成为可能，但由于未被吸收并排出体外的示踪分子，可能导致对摄食量的低估。另一种测量食物反应的方法是 黑腹果蝇 是通常发生在摄食过程中的喙伸展反应（PER）16该精巧的方法可测量对食物刺激的初始反应，但无法记录摄食量。摄食过程中，摄食量会通过多种消化后反馈信号进行动态调节，这些信号对摄食行为的调控至关重要。17, 18近年来，已有多项尝试致力于在PER实验中实现数据收集的半自动化19, 20通过电极垫或电极组合检测PER，并经计算机计数。将PER检测法与放射性同位素摄取法结合使用后发现，该方法在检测摄食量差异方面存在灵敏度较低的局限性。18手动喂食实验（MAFE）21，其中通过玻璃毛细管手动喂食果蝇，最近被开发用于测量单只固定果蝇的食物摄入量。MAFE检测法消除了觅食和摄食启动的干扰，时间分辨率为秒级，且可在该检测中独立监测PER（ proboscis extension response，喙伸展反应）的启动和食物摄取过程。然而，果蝇固定方式如何影响摄食行为的某些方面（例如 运动、动机）仍需进一步研究。关于测量食物摄入量的不同检测方法的优秀比较综述，可参见 黑腹果蝇 并帮助研究人员找到最合适的方案，参见Deshpande和Marx的报告 13, 22.
CAFE 检测法避免了上述其他检测方法的一些缺点，兼具操作简便和摄食量测量可靠的优势。本文提供了 CAFE 检测法的详细描述，并展示了一种简单的装置改进方法以减少蒸发。实验结果示例包括双食物选择检测（短期和长期）以及果蝇对蔗糖的摄取情况。在讨论部分，我们将所描述的方法与执行 CAFE 检测的其他替代方法进行了比较，并指出了可能存在的局限性。

<table><tbody><tr><td>小瓶（用于饲养）</td><td>Greiner Bio-One</td><td>960177</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>小瓶（CAFE实验用）</td><td>Greiner Bio-One</td><td>217101</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>CAFE实验用瓶盖</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>塑料盒，低边壁</td><td>Plastime</td><td>353</td><td>www.plastime.it</td></tr><tr><td>塑料盒盖</td><td>Workshop</td><td>&amp;ndash;</td><td>&amp;ndash;</td></tr><tr><td>毛细管</td><td>BLAUBRAND&amp;nbsp;</td><td>REF 7087 07</td><td>www.brand.de</td></tr><tr><td>移液器吸头</td><td>Greiner Bio-One</td><td>771290</td><td>www.greinerbioone.com</td></tr><tr><td>滤纸圆片</td><td>Whatman</td><td>10 311 804</td><td>www.sigmaaldrich.com</td></tr><tr><td>D(+)-蔗糖</td><td>AppliChem</td><td>57-50-1</td><td>www.applichem.com</td></tr><tr><td>无水乙醇</td><td>VWR Chemicals</td><td>20,821,330</td><td>www.vwr.com</td></tr><tr><td>食用色素（红色，E124）</td><td>Backfun</td><td>10027</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>食用色素（蓝色，E133）</td><td>Backfun</td><td>10030</td><td>www.backfun.de</td></tr><tr><td>皂液（CVK 8）</td><td>CVH</td><td>103220</td><td>www.cvh.de</td></tr><tr><td>数显卡尺</td><td>GARANT</td><td>412,616</td><td>www.hoffmann-group.com</td></tr><tr><td>小瓶（用于饲养）</td><td></td><td></td><td>高度9.8 cm，直径4.8 cm&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>小瓶（CAFE实验用）</td><td></td><td></td><td>高度8 cm，直径3.3 cm</td></tr><tr><td>CAFE实验用瓶盖</td><td></td><td></td><td>由大学车间生产，技术图纸已提供&lt;br/&gt;
&lt;a href=&quot;https://www.jove.com/files/ftp_upload/55024/Diegelmann-Cafe-Lid-technical-drawing.pdf&quot; target=&quot;_blank">请点击此处下载该文件。&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>塑料盒，低边壁</td><td></td><td></td><td>定制了用于8×10个瓶位的塑料网格内衬&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>塑料盒盖</td><td></td><td></td><td>尺寸（37 × 29 × 18 cm）</td></tr><tr><td>毛细管</td><td></td><td></td><td>符合DIN ISO 7550标准，&amp;nbsp; IVD 98/79 EG指南，端面抛光</td></tr><tr><td>移液器吸头</td><td></td><td></td><td>外圈使用的吸头需根据瓶盖进行剪裁</td></tr><tr><td>滤纸圆片</td><td></td><td></td><td>若将45 mm直径的滤纸折叠后使用，适配效果良好</td></tr><tr><td>D(+)-蔗糖</td><td></td><td></td><td>无危害性</td></tr><tr><td>无水乙醇</td><td></td><td></td><td>高度易燃液体和蒸气</td></tr><tr><td>食用色素（红色，E124）</td><td></td><td></td><td>未说明</td></tr><tr><td>食用色素（蓝色，E133）</td><td></td><td></td><td>未说明</td></tr><tr><td>皂液（CVK 8）</td><td></td><td></td><td>无味皂液</td></tr><tr><td>数显卡尺</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>标准果蝇培养基</td><td></td><td></td><td>（配制20 L）</td></tr><tr><td>琼脂</td><td></td><td></td><td>160 g</td></tr><tr><td>酿酒酵母</td><td></td><td></td><td>299.33 g</td></tr><tr><td>玉米粉</td><td></td><td></td><td>1,200 g</td></tr><tr><td>糖蜜</td><td></td><td></td><td>1.6 L</td></tr><tr><td>丙酸</td><td></td><td></td><td>57.3 mL</td></tr><tr><td>尼泊金酯30%</td><td></td><td></td><td>160 mL</td></tr></tbody></table>

毛细管饲喂实验测定食物摄入量 黑腹果蝇

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

对大多数动物而言，摄食是维持生存的基本行为，它影响着发育、运动、健康和繁殖。因此，摄入适当类型和数量的食物对生活质量具有重要影响。摄食行为的研究聚焦于确保实际摄食的内在机制，并揭示调节体内能量稳态的因素以及决策行为的神经基础。模式生物Drosophila melanogaster（黑腹果蝇）具有丰富的遗传可追踪工具，可用于标记和操控单个神经元，从而实现神经网络的绘制以及参与摄食调控的分子信号通路的鉴定。本报告演示了毛细管摄食实验（CApillary FEeder assay，CAFE），并展示如何在数小时至数天的时间范围内测量一组果蝇的摄食量。该实验方法简便易行，由装有液体食物的玻璃毛细管组成，果蝇可自由接触并取食。通过简单的测量工具即可准确测定实验中的食物消耗量。本文将逐步介绍从实验准备到成功实施CAFE实验的完整流程，并提供在受控条件下分析一组果蝇摄食量的实际示例。文中还引导读者了解该实验可能存在的局限性，并评估该方法相较于其他D. melanogaster摄食实验的优缺点。

使用w1118基因型的果蝇来演示该检测方法的操作流程。w1118突变体通常用于构建转基因品系，并作为携带white基因标记的转基因的遗传背景对照。通常情况下，在行为学实验中，所有转基因品系都会与同一w1118品系回交五代，该品系同时作为实验对照。我们展示了多个实验：对改进装置的蒸发损失进行比较、短期食物选择实验、长期食物摄入量实验，以及不同蔗糖浓度稀释度的实验。
蒸发在CAFE分析的性能中起着关键作用。我们在实验中加入了额外的方法以减少蒸发：i）每24小时重新补充中央海绵塞中的水；ii）在运输箱内放置额外盛水的小瓶；iii）使用箱盖以形成一个保湿环境（见4.6节）。通过比较未使用与使用上述装置的设置之间的蒸发情况，可观察到蒸发量显著减少。即使含有乙醇的溶液具有更高的挥发性，采用新设置后该效应亦无法检测到。
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毛细管饲喂（CAFE）实验是一种简单、经济且高度可靠的用于研究摄食机制的方法。该方法结合高度多能的遗传模式生物Drosophila melanogaster使用，可有效揭示摄食调控机制的新见解。

对大多数动物而言，摄食是维持生存的基本行为，且影响其发育、运动、健康和繁殖。摄食行为涉及……

CApillary FEEDER 实验的总体目标是观察并测量成年果蝇的液体食物摄入量。该方法有助于回答代谢研究中的关键问题，例如实际摄食行为是如何启动的，以及食物摄入是如何终止的。该技术的主要优点在于操作简便且高度可靠。该方法的可视化演示至关重要，因为为获得一致的结果，需要仔细执行多个准备步骤。实验开始时，取一个黑腹果蝇培养塑料小瓶，并用带有O形圈的定制有机玻璃盖密封。使用带有1微升刻度标记的5微升微量毛细管来提供液态食物。剪去一个2至20微升移液器吸头的顶部，将该吸头插入盖子的通孔中，以使毛细管定位在锥形开口内。将一个未剪切的2至20微升移液器吸头插入同一开口中，以防止果蝇逃逸。通过盖子的中央开口用捕获法或吹管法装入8只或20只果蝇，并用海绵塞封闭孔洞。接下来，将多个制备好的小瓶放入带有网格衬垫的塑料盒中，以确保安全操作。为控制繁殖条件，将35只处女雌蝇和15只雄蝇分别引入装有50毫升果蝇食物的塑料培养小瓶中，作为每个实验组。让果蝇产卵前三天，随后将成年果蝇转移至新鲜食物小瓶中，继续让其产卵两天。两天后重复转移操作。第七天，弃除成虫。随后，使用 CO2 垫麻醉羽化 2 至 3 天的成虫，按性别分选并收集 100 只果蝇至 1.5 毫升塑料离心管中。使用标准实验室天平测量其重量。按性别分组，测定至少四组独立果蝇的湿重，并利用重量计算每毫克果蝇消耗的食物微升数。进行三小时实验时，在两根充满食物的毛细管中各放入20只果蝇。对于长期实验，使用八只果蝇，并提供四根装满液体的毛细管。同时填充最多10根毛细管，内装预先准备好的有色食物溶液。将毛细管插入食物溶液中，然后倾斜至45度角，以加快填充速度。当液体到达毛细管顶部的5 µL刻度线时停止。用纸巾擦去毛细管外壁和内壁多余的溶液。小心取下封闭其中一个外端开口的移液枪头，将一支装满的玻璃毛细管从底端开始插入。通过将移液枪吸头放回毛细管旁边来固定毛细管。对所有测试的食物溶液重复此步骤。接下来，将毛细管末端置于所有小瓶内，距离瓶盖三至四厘米，并保持在同一水平高度。在滤纸之间留出一定距离，以防止毛细管漏液。使用记号笔标记有色液体的上端，并使用条形码对它们进行单独标记，以确保能够区分不同的毛细管。将制备好的 CAFE 实验装置放入带有网格衬垫的塑料盒中。每 24 小时使用海绵塞加入 100 微升新鲜水，以保持实验装置内部湿度恒定。另准备四个独立的小瓶，每瓶装入 30 毫升双蒸水作为湿度调节装置，并将其放置在塑料盒内 CAFE 实验装置的旁边。用塑料盒盖住，以在实验期间创造一个湿度可控的环境。将盒子转移至温控、光控和湿度控制的气候箱内安全位置，进行实验。每次24小时间隔前，记录死亡的果蝇数量，并根据存活果蝇数量计算下一阶段每只果蝇的消耗量。在实验结束且更换毛细管之前，将 CAFE 实验装置保持直立状态。不要取下盖子，并标记毛细管中液

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毛细管饲喂实验测定食物摄入量黑腹果蝇

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