Name: 评估环境和遗传因素对鹿茸和长寿命的鹿的身体生长的相对影响的议定书 》 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-08-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 9 s
Description: 了解控制营养变量以区分遗传与环境因素对白尾鹿鹿角和体型形态变异影响的研究方法。该技术通过标准化饲养条件揭示野生动物表型差异的真正驱动机制，为保护生物学中的亚种界定提供关键依据。

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感谢密西西比州野生动物、渔业和公园部（MDWFP）通过《野生动物恢复联邦援助法案》（W-48-61）提供的资金支持。感谢MDWFP的生物学家W. McKinley、A. Blaylock、A. Gary和L. Wilf在数据收集工作中所做出的大量贡献。同时感谢S. Tucker作为设施协调员，以及多位研究生和技术人员在数据采集过程中提供的帮助。本论文为密西西比州立大学森林与野生动物研究中心的第WFA427号贡献。

伦理声明：密西西比州立大学机构动物护理和使用委员会已批准在协议 04-068、07-036、10-033 和 13-034 下进行的所有捕获、处理和标记技术。
1. 建立捕获点，固定并运输野生白尾鹿
<ol>
	<li>确定参与鹿群管理援助计划22的公共和私人土地，并在美国密西西比州的三个来源区域建立不少于29个捕获点。
	<ol>
		<li>在每个来源区域内确定多个捕获地点，以确保涵盖该区域种群中存在的遗传变异范围。</li>
		<li>注：本研究中的来源区域包括三角洲地区（Delta），该地区约占美国密西西比州总面积的17%，土壤质量较高，主要土地利用方式为农业23,24。所有研究动物均来自该区域内 O. v. virginianus 的分布范围25。其他区域包括薄黄土地区（上部与下部薄黄土合并），约占密西西比州总面积的14%，属于中等质量土壤区域。农业也是薄黄土地区的主要土地利用方式，但普遍程度不及三角洲地区23,24。所有来自该区域的研究动物均位于 O. v. virginianus 的分布范围内21。最后，下海岸平原（LCP）土壤区域约占密西西比州面积的22%，被划分为低质量土壤区域。LCP的主要土地利用方式为松林木材生产和牲畜放牧23,24。LCP还与 O. v. osceola 的地理分布区重叠；六个来源种群中有四个距离该分布区不足21公里25。该亚种体型被描述为小于 O. v. virginianus26。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="土壤来源区域地图；三角洲、下海岸平原、薄黄土；地理示意图。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56059/56059fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="图1"> 
图1：来源种群。 在美国密西西比州捕获怀孕母鹿和幼鹿的地形区域。该图改编自参考文献31。 <a href="//cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56059/56059fig1large.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
<ol start="2">
	<li>选择符合以下标准的潜在捕获地点：有利于鹿类活动的栖息地特征、靠近道路以便进入，以及在研究区域内合理分布。 
	注意：捕获地点必须能够遮蔽捕获技术人员。
	<ol>
		<li>使用约 10 kg 去壳玉米作为诱饵，吸引鹿前来，并根据诱饵消耗情况及运动感应相机拍摄到的鹿类活动来评估使用情况。若鹿在 5–7 天内未出现在诱饵点，则更换至其他备选地点。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在捕获过程中，技术人员应隐藏在隐蔽的“站台”中。
	<ol>
		<li>将站台设置在诱饵堆下风向约 20 m 处，考虑主导风向，使接近诱饵的鹿不易嗅到捕获技术人员的气味。 
		注意：强烈推荐使用高架站台，且必须佩戴安全带。站台类型多样，市面上有多种商业产品，使用方式因个人偏好而异。例如，固定式站台包含座椅和附带梯子，通过绑带固定在树上；便携式攀爬站台可由捕获技术人员携带进入现场，到达捕获地点后可自行选择合适的树木，提高机动性。但便携式攀爬站台仅适用于在选定高度范围内无枝干的笔直树木。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用飞镖枪配合 3 cc 遥测飞镖，注射替来他明盐酸盐（4.4 mg/kg）与赛拉嗪盐酸盐（2.2 mg/kg）的混合制剂。
	<ol>
		<li>安排捕获工作与鹿典型的晨昏活动周期相吻合27。每次捕获尝试应在日落前 2–3 小时开始。</li>
		<li>若白天未能成功捕获，则在日落后继续进行 2–3 小时的捕获，使用夜视镜和红点激光器辅助瞄准射击。</li>
		<li>在鹿体侧对向且静止时进行射击。 
		注意：选择鹿的后臀部作为目标区域，因其肌肉组织丰富，且远离心脏和肺部。</li>
		<li>对被注射的目标动物（任一性别的六个月大幼鹿或怀孕成年雌鹿）等待约 15 分钟，待其完全 immobilized（无法活动）后，使用定向无线电遥测设备定位。</li>
		<li>通过检查眼反射（眨眼）确认个体已镇静。随后在眼睛上涂抹眼用软膏，并对鹿进行蒙眼处理以减少应激。 
		注意：体温调节能力丧失是 immobilization（ immobilization）的后果之一。</li>
		<li>恢复后使用直肠温度计测量体温。若动物体温低于 37.7 °C，使用加热毯进行保暖；若体温高于 40.0 °C，则使用冰袋降温。</li>
		<li>将鹿以胸卧位放置于军用风格担架上，并从捕获地点转移至封闭式拖车中。</li>
		<li>将鹿放入拖车后，使用 0.125 mg/kg 的育亨宾盐酸盐28逆转赛拉嗪盐酸盐的作用。</li>
		<li>将所有捕获的鹿运送至指定的圈养设施（例如密西西比州立大学 Rusty Dawkins 纪念鹿类单元；MSU Deer Unit），并按来源区域分开饲养。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 实验动物的圈养设施与常规饲养管理
注意：密歇根州立大学鹿场单位被划分为五个0.4至0.8公顷的围栏。
<ol>
	<li>用遮阳布覆盖每个围栏的每一侧，以作为围栏之间的视觉和物理屏障。遮阳布有助于减少损伤，并在夏季提供遮阴。</li>
	<li>在每个围栏的一端放置1-2个架高的箱式隐蔽观察箱，以方便在数据采集期间进行射弹操作。</li>
	<li>在每个围栏的两端分别放置两个槽式饲喂器，以减少鹿群对食物的竞争。同时在每个围栏中提供一个饮水槽。</li>
	<li>为鹿提供高质量饲料（20%粗蛋白鹿用颗粒料） 随意摄取. 
	注意：此处围栏内额外提供的饲草包括（三叶草属 spp) 和羊茅（羊茅属 spp以及伴生的禾本科杂草和阔叶杂草。</li>
	<li>若存在可利用的饲草，应使用除草剂混合物控制阔叶杂草和禾本科杂草，除草剂混合比例参照各自产品标签上的推荐用量，并在圈舍内保留可供采食的饲草。 
	注意：可能需要使用校外设施来饲养年龄≥5.5个月的雄性动物。这些设施位于三处场地，每处设有两个面积为0.7公顷的围栏，饲养管理方式与密歇根州立大学鹿群养殖单元相似。</li>
</ol>
<img alt="美国各州地图，突出显示密西西比州各县；地理分布图。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56059/56059fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="图 2"> 
图 2：圈养设施位置。 卫星设施和美国密西西比州立大学（MSU）鹿群单元所在的研究所处区域。阴影区域表示美国密西西比州的奥克蒂贝哈（A）、诺克斯布（B）、阿塔拉（C）、斯科特（D）和科皮亚（E）县。该图改编自参考文献34。 <a href="//cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56059/56059fig2large.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
3. 寄生虫与疾病防控
<ol>
	<li>使用粪便漂浮法监测实验动物的线虫寄生虫（Strongyloides spp），寄生虫数量以每克粪便中的虫卵数（EPG）表示。
	<ol>
		<li>若寄生虫水平较高，可在5月份通过饲料投喂颗粒驱虫药（有效成分为芬苯达唑），添加比例约为每22.7 kg饲料中加入0.77 kg驱虫药颗粒。</li>
		<li>若初次治疗后寄生虫水平仍较高，可使用伊维菌素浇注制剂（5 mg/mL）29，按每0.45 kg饲料添加2 mL的比例混合，并以每45.4 kg动物体重饲喂0.45 kg处理过的饲料的剂量给予动物。 
		注意：流行性出血病是一种有时可致死的病毒性疾病，由蠓虫（Culicoides spp）在夏秋季节传播。若该病存在，应于7月1日至10月1日期间每周使用杀虫剂（5%超低容量杀虫剂）对实验设施喷洒2至3次，以降低实验动物中传播媒介的流行率。应在官方日落时间前约90分钟，通过喷雾器对每个围栏内部及设施周边区域进行喷洒。针对寄生虫和疾病的防控措施因各圈养设施而异。在开展任何圈养野生动物研究期间，必须咨询兽医，以确保动物的健康与安全。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. 数据采集
<img alt="鹿类解剖学研究，使用卷尺测量腿部长度，野外研究，野生动物生物学。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56059/56059fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="图 3"> 
图 3：新生幼鹿的数据采集。在美国密西西比州奥克蒂贝哈县密西西比州立大学Rusty Dawkins纪念鹿类研究基地，测量新生幼鹿的后肢足部长度。<a href="//cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56059/56059fig3large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<ol>
	<li>在分娩季节期间，每天在圈养设施中搜寻幼鹿。
	<ol>
		<li>使用中型塑料耳标和耳标钳为新生幼鹿进行唯一性标记，耳标雄性端涂抹抗生素以防止潜在感染。将耳标置于幼鹿耳朵中央附近。</li>
		<li>使用数字悬挂秤测量体重（精确至0.01 kg），并测量后足长度和总身体长度（精确至mm）。</li>
		<li>采集毛发样本并送至远程地点进行亲缘关系鉴定（见材料表）。 
		注：亲缘关系鉴定基于专有的、非统计学的自定义结构化查询语言数据库，通过DNA分析完成。在成对等位基因比较中，远程亲缘鉴定机构在所有检测位点上均排除了除一个父本和一个母本之外的所有个体，且每个位点均来自双亲之一的共享等位基因时，即确定亲缘关系（B. G. Cassidy，个人交流）。该亲缘鉴定方法也曾在先前针对圈养白尾鹿的研究中使用30,31。</li>
		<li>每只幼鹿皮下注射2 cc的C型和D型产气荚膜梭菌类毒素及C型和D型产气荚膜梭菌抗毒素，并口服0.3 cc/kg的伊维菌素丙二醇溶液（美国密西西比州密西西比州立大学兽医学院）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在10月和11月期间对成年雄性（≥1.5岁）进行化学 immobilization 以采集数据。
	<ol>
		<li>使用与捕获野生个体相同的盐酸替来他明和盐酸赛拉嗪组合对圈养成年个体进行 immobilization（步骤1.4）。</li>
		<li>在镇静操作期间，引导负责投射麻醉镖的技术人员走到围栏末端设有高架盲区的位置。每个盲区内安排一名技术人员。</li>
		<li>引导技术人员进入盲区的人员应返回围栏的另一端。 
		注：鹿会远离这些人员，并移动到技术人员所在盲区前方，使技术人员能够对每只鹿实施符合伦理的投射麻醉。</li>
		<li>当鹿处于侧身且静止状态时进行投射（第1.4节）。</li>
		<li>对投射麻醉的动物等待约15分钟，待其完全 immobilized 后再接近。</li>
		<li>通过检查眼部反射（眨眼）确认个体已镇静。向眼睛涂抹眼科软膏，并为鹿蒙上眼罩以减少应激。</li>
		<li>在投射人员成功镇静某只个体后，监测其生命体征。
		<ol>
			<li>使用直肠温度计评估恢复期间的体温。若动物体温低于37.7 °C，则使用加热毯保暖；若体温高于40.0 °C，则使用冰袋降温。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>将鹿装载到军用担架上，并通过多功能任务车辆运送至预定的数据采集区域。</li>
		<li>运送到位后，记录与出生时相同的形态测量数据（步骤4.1）。
		<ol>
			<li>使用数字悬挂秤测量体重（精确至0.01 kg），并测量后足长度和总身体长度（精确至mm）。 
			注：个体鹿对镇静期间使用的药物组合反应不同，若在数据采集完成前个体从镇静状态中恢复，可根据其体重补充注射约0.1–0.3 cc的盐酸替来他明和盐酸赛拉嗪混合物。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>所有鹿在运送至数据采集区域后，均应接种适当剂量的抗生素、伊维菌素、梭菌疫苗和钩端螺旋体疫苗（见第1和第3节）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在动物镇静状态下，使用鹿角测量带对成年雄性鹿角进行三项测量。
	<ol>
		<li>在去除鹿角前，测量鹿角的内宽（主枝之间最宽距离）、基部周长（位于角瘤与G1分枝之间最小直径处）以及主枝长度（从鹿角基部至主枝顶端的距离）。</li>
		<li>使用往复锯在角瘤上方约3 cm处切除鹿角。不得在低于3 cm处切除。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
<img alt="使用电动工具进行鹿角去除的野生动物兽医操作，一种保护方法。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56059/56059fig4.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="图 4"> 
图 4：成年雄性个体的数据采集。 对圈养的成年雄性白尾鹿使用往复锯进行鹿角去除。 <a href="//cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/56059/56059fig4large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<ol start="4">
	<li>在从镇静个体收集完所有数据后，将鹿放入合适的围栏中，并给予0.125 mg/kg的盐酸育亨宾28 或 4.0 mg/kg 盐酸妥拉唑林32 以逆转盐酸赛拉嗪的作用。监测个体，确保其保持胸卧位，直至从镇静状态中恢复并完全清醒。 
	注意：如果出现并发症而必须对动物实施安乐死，则可通过击晕枪致脑脊髓断裂并切断颈静脉的方式人道处死动物。</li>
	<li>将鹿角带到指定区域，完成鹿角尺寸的测量。
	<ol>
		<li>测量主梁上每个突出的齿状结构（G1, G2, G3, 等等。）以及借助导丝发现的其他异常点。 
		注意：那些在相对的主枝上没有对应点或不符合典型鹿角结构定义的点，由布恩和克罗克特俱乐部（Boone and Crockett Club）进行界定。33.</li>
		<li>将导线缠绕在齿状部分与主梁相交的位置，并标记该点作为参考。</li>
		<li>从该参考点测量至齿尖，并对每个齿重复此操作。</li>
		<li>通过确定 G1 和 G2 齿之间最窄处（H2 周长）、G2 和 G3 齿之间最窄处（H3 周长），以及若存在 G4 齿时 G3 和 G4 齿之间最窄处（H4 周长），采集其余周长测量值。</li>
		<li>若G4齿不存在，则测量G3齿中点至主梁末端的距离，并在中点处测量H4周长。</li>
		<li>鹿角分支少于三个时，测量的周长应少于四处。 
		注意：例如，一个具有两个典型点的主梁仅包含三次周长测量。尽管个体可采用其他指南（如 Safari Club International）来计算鹿角尺寸，但为了进行有效的比较，每只动物必须使用一致的测量方法。</li>
		<li>完成所有测量后，计算鹿角得分，该得分类似于 Boone and Crockett 总分（非典型鹿角）33.</li>
		<li>使用科学数字天平称量鹿角质量，精确至0.1 g；对于鹿角长度短于3 cm的一龄动物，赋予其最小临界鹿角质量为1 g。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用与成年个体相同的方法（第4.2节）对约5.5月龄的圈养幼体进行化学 immobilize，并用大型塑料耳标标记幼体（步骤4.1.1）。
	<ol>
		<li>使用与麻醉野生鹿（第1节）相同的药物混合比例来麻醉圈养成年鹿。</li>
		<li>采集与出生时（步骤 4.1.2）相同的测量指标，并给予与成人相同的预防性治疗（第 4.2 节）。 
		注意：在收集完所有数据后，通过拖车将每只雄性幼体随机转运至指定的卫星设施。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 产生第一代和第二代子代
<ol>
	<li>将六月龄的野生捕获幼鹿，以及由野生捕获母鹿在圈养设施中所产的后代，归类为第一代个体。</li>
	<li>在繁殖季节，将两只雄性与7至16只雌性共同饲养，平均繁殖性别比例为一雄配八雌。 
	注：应根据体型特征从卫星饲养点选择繁殖用雄性个体，因为健康状况最佳的雄性（鹿角最大、体型最大）最有可能在整个繁殖季节持续参与配种，且不易因繁殖期雄性间的攻击性行为而受伤。
	<ol>
		<li>仅允许来自同一来源区域的个体之间进行繁殖（例如，三角洲雄性与三角洲雌性交配，薄黄土雄性与薄黄土雌性交配，LCP雄性与LCP雌性交配）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将由第一代亲本交配所孕育的鹿归类为第二代后代。自出生起在圈养环境中饲养这些个体，并提供与其亲本相同的高质量饲料。 
	注：雌性可能连续多年产仔，但通常每年由不同的父本配种。对第二代后代所采集的数据应与第一代及野生捕获个体所采集的数据保持一致。</li>
</ol>

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</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

本方案涉及多个步骤，但其中有四个关键步骤对于确保本方案的成功至关重要。首先，在野外捕获鹿时，必须在单个来源区域内的多个地点进行捕获（步骤 1.1.1）。通过在多个捕获地点取样，可确保该来源区域相关的任何遗传变异均能在所捕获的鹿群中得到体现。其次，在繁殖季节期间，必须按来源区域将鹿群分隔饲养（步骤 1.4.9 和 5.2.1）。在繁殖期间按来源区域分离个体，可限制鹿仅与同一来源区域的其他鹿交配。能够对每只鹿进行唯一标识也是关键步骤之一，因为这有助于准确判断其年龄（步骤 4.1.1）。最后，所有种群的营养条件必须保持一致（步骤 2.4）。
研究圈养的白尾鹿使我们能够控制若干在野外难以评估和/或变化的变量。例如，根据牙齿替换与磨损法35或体型特征36来判定鹿的年龄通常较为困难，且准确性随年龄增长而下降37。在评估影响表型的因素时，确切年龄是一个关键因素。由于形态测量指标通常随年龄增长而增加12，因此...

母体在妊娠期和哺乳期所经历的环境因素可能影响其后代的表型，且这种影响独立于基因型1,2,3。处于高质量环境中的母体更可能产生具有奢侈型表型的后代（如较大的鹿角和体型4），而处于低质量环境中的母体则可能产生具有效率型表型的后代（如较小的鹿角和体型4）。因此，持续处于高质量环境中可能使母体产生具有显著表型特征的雄性后代，这不仅可能直接影响后代的繁殖机会5,6,7,8，还可能间接影响母体的广义适合度。
尽管营养直接影​​响多个分类群的表型特征（Ursus americanus、Ursus arctos9；Liasis fuscusI10；Larus michahellis11），但美国密西西比州白尾鹿表型的变化可能受到多种因素影响。某些种群的鹿角和体型比其他种群大约三分之一12。这种变异与饲料质量密切相关13,14；体型最大的雄性个体通常出现在饲料质量最高的地区。然而，密西西比州历史上对白尾鹿的恢复工作可能导致了遗传瓶颈和/或奠基者效应15,16，这可能也在一定程度上解释了白尾鹿表型在区域间的部分差异。
我们提供了用于控制野生捕获的白尾鹿营养质量的实验方案，该方案使我们能够评估雄性表型是否受到种群水平遗传因素的限制。此方案还使我们能够评估种群中是否存在滞后的母体效应。与仅能利用环境变量作为营养限制替代指标的自由放养种群研究相比3,17，我们的受控设计更具优势。此外，由于所有个体均接受相似的饲养和管理条件，该设计还可将社会互动可能引起的潜在慢性应激等其他变量保持恒定。同时，由于营养状况直接影响从繁殖到存活等一系列生命史特征18,19，控制营养条件可使研究人员进一步评估影响哺乳动物生命史特征的其他变量。北美地区已有类似实验方案被用于研究其他有蹄类动物的生命史相关问题（例如，20,21）。

<table><tbody><tr><td>带壳玉米</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>升高支架</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>安全带</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>地面掩体</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Model 196 投影仪</td><td>Pneu-Dart, 宾夕法尼亚州, 美国</td><td></td><td></td></tr><tr><td>3cc 无线电遥测飞镖</td><td>(Pneu-Dart, 宾夕法尼亚州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>多种规格飞镖&amp;nbsp;</td><td>(Pneu-Dart, 宾夕法尼亚州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Teletamine HCl&amp;nbsp;</td><td>(Telazol, Fort Dodge Animal Health, 爱荷华州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazine HCl&amp;nbsp;</td><td>(West Texas Rx Pharmacy, 阿马里洛, 德克萨斯州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Yhoimbine HCl</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Tolazoline HCl</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>军用风格担架</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>直肠温度计</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>遮阳布</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>20% 粗蛋白鹿颗粒饲料&amp;nbsp;</td><td>(Purina AntlerMax Professional High Energy Breeder 59UB, Purina, 密苏里州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>槽式饲喂器</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>商用三叶草&amp;nbsp;</td><td>(Durana Clover, Pennington Seed Co., 佐治亚州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>商用羊茅草&amp;nbsp;</td><td>(Max-Q Fescue, Pennington Seed Co., 佐治亚州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>毯子</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>冰袋</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>阔叶杂草控制剂 (2,4-DB 除草剂, Butyrac 200)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>禾本科杂草控制剂&amp;nbsp;</td><td>(Poast 除草剂, BASF 公司)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>颗粒驱虫药</td><td>Safeguard 公司,&amp;nbsp;</td><td></td><td>有效成分为芬苯达唑</td></tr><tr><td>体外寄生虫浇泼剂&amp;nbsp;</td><td>(Ivomec, Merial 公司)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>杀虫剂</td><td>Riptide, McLaughlin Gormley King 公司)&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>中型和大型塑料耳标&amp;nbsp;</td><td>(Allflex, 德克萨斯州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>远程亲缘关系鉴定机构</td><td>DNA Solutions 动物解决方案经理 (DNA Solutions, 俄克拉荷马州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>数字悬挂秤&amp;nbsp;</td><td>(Moultrie, EBSCO Industries, Inc.)&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>卷尺</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>C 和 D 型产气荚膜梭菌类毒素 Essential 3&amp;nbsp;</td><td>(Colorado Serum 公司)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>C 和 D 型产气荚膜梭菌抗毒素（马源）</td><td>(Colorado Serum 公司)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>丙二醇中的伊维菌素</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>抗生素</td><td>(Nuflor, Schuering-Plough Animal Health Corp., 新泽西州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ivermectin&amp;nbsp;</td><td>(Norbrook Laboratories, LTD., Down, 北爱尔兰, 英国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>梭菌疫苗</td><td>(Vision 7 with SPUR, Ivesco LLC, 爱荷华州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>钩端螺旋体疫苗&amp;nbsp;</td><td>(Leptoferm-5, Pfizer, Inc., 纽约州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>运输用拖车</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>往复锯&amp;nbsp;</td><td>(DEWALT, 马里兰州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>科学用电子天平&amp;nbsp;</td><td>(Global Industrial, Global Equipment Company Inc)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>鹿角测量尺</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>喷雾器</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>塑料耳标&amp;nbsp;</td><td>(Allflex, 德克萨斯州, 美国)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>塑料耳标钳</td><td>(Allflex, 德克萨斯州, 美国)</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

评估环境与遗传对长寿鹿科动物鹿角和体格生长相对影响的实验方案

Protocol for Assessing the Relative Effects of Environment and Genetics on Antler and Body Growth for a Long-lived Cervid

鹿类表型可分为两类：一类是“效率型”，倾向于促进生存而非过度的形态生长；另一类是“奢侈型”，倾向于促进大型武器（如角）和体型的生长。同一物种的不同种群会根据环境条件表现出不同的表型。尽管雄性白尾鹿的鹿角和体型大小Odocoileus virginianus在美国密西西比州，不同地形区域之间的鹿（*Odocoileus virginianus*）存在差异，且与各区域营养质量的差异密切相关；然而，来自本地种群及以往再引入努力所产生的种群水平遗传效应亦不可忽视。本方案描述了我们如何设计一项受控研究，以控制年龄和营养等其他影响表型的因素。我们将来自密西西比州三个不同地形区域的野生怀孕雌鹿及六个月大的幼鹿，转移至密西西比州立大学Rusty Dawkins纪念鹿类养殖单元。来自同一区域的鹿被用于配种，以产生第二代子代，从而评估世代效应与母体效应。所有鹿均饲喂相同高质量饲料（20%粗蛋白鹿颗粒饲料）。 随意摄取我们对每只新生个体进行唯一标记，并记录其体重、后足长度和体长。在随后的每个秋季，我们通过远程注射对个体进行镇静，并测量相同的形态学指标，同时记录成年个体的鹿角特征。研究发现，从第一代到第二代，所有形态学指标的尺寸均有所增加，其中鹿角尺寸表现出完全补偿（区域差异不再存在），而体重则表现出部分补偿（仍存在一定的区域差异）。来自土壤质量最差区域的第二代雄性个体，其鹿角尺寸比野外捕获的同源个体增加约40%，体重增加约25%。我们的结果表明，密西西比州野生雄性白尾鹿的表型变异更多地与营养质量差异相关，而非种群水平的遗传差异。

个体年龄、营养质量以及遗传因素均会影响雄性白尾鹿的表型。本研究设计使我们能够控制鹿所摄取营养的质量，并能确定每只鹿的年龄，从而在同一年龄组内进行有效比较。通过在研究设计中控制营养和年龄因素，我们得以更深入地了解种群水平的遗传因素是否限制了两个研究种群中雄性个体的表型。改善营养对来自各来源地区的3.5岁雄性白尾鹿的所有形态测量指标均产生积极影响，这体现在世代变量的显著效应上（表1；图5和图6）。在经过两代营养改善后，三个来源地区的鹿在鹿角质量和尺寸上均无差异（图6），这表明鹿角大小不受种群水平遗传因素的限制。从第一代到第二代，体质量显著增加，说明在自然环境中，所有种群均存在营养限制；然而，在第二代雄性个体之间仍存在地区性差异（图5）。因此，我们不能排除种群水平的遗传因素限制了密西西比州白尾鹿最终体质量的可能性。
<p class="jove_con...

鹿科动物种群间的表型差异可能与种群水平的遗传因素或营养状况有关；但在野外难以区分二者的影响。本实验方案描述了我们如何设计一项控制性研究，以消除营养差异的影响。研究发现，雄性白尾鹿的表型变异受营养的限制程度大于遗传因素。

鹿科动物的表型可分为两类：一类是“效率型”，倾向于促进生存而非过度的形态生长；另一类是“奢侈型”，其……

本实验设计的总体目标是，在控制年龄和营养等其他影响白尾鹿（Odocoileus virginianus）鹿角和体型的因素的前提下，探究种群水平的遗传因素是否限制其鹿角和体型的发育。该方法有助于我们深入理解野生动物在其分布范围内形态变异的真实原因。这一点至关重要，因为形态特征是历史上亚种分类的基础；而《濒危物种法案》（Endangered Species Act）已将这些亚种差异予以法定化，因此我们必须明确：这些差异究竟是源于具有保护意义的遗传差异，还是仅仅由栖息地营养状况或生境质量等环境因素所导致的表型差异？该技术的主要优势在于，它使我们能够在受控环境中，专注于动物在自然条件下生长环境中的某一特定特征；在本案例中，我们将动物从其自然栖息地移出，并控制其营养条件，以探究营养是否是导致形态差异的原因。该技术实际上可以促进《濒危物种法案》的实施，因为它将允许资源有限的州级资源管理机构识别出具有重要意义的遗传变异。今天演示该技术的是 Dan Morina。密歇根州立大学鹿类实验室的一名研究生。首先确保侧边围栏装有遮阳布，以作为圈舍之间的视觉和物理屏障。在每个圈舍的一端安装高架箱式遮蔽观察箱，以便在数据采集期间便于进行投射麻醉 darting 操作。在每个围栏的两端分别放置两个槽式饲喂器，以减少鹿群对食物的竞争。最后，为鹿提供高质量的饲料，并添加Lupitum。首先，带领负责射麻工作的技术人员走到围栏末端，即高架隐蔽观察台所在的位置。安排一名技术人员进入掩体。随后，由带领该技术人员进入掩体的人员返回围栏的另一端。通过检查鹿的眼部反射确认其已进入镇静状态后，为其双眼涂抹眼用软膏。用眼罩遮住鹿的眼睛以减少应激反应。将鹿装载到军用担架上。恢复后，使用直肠体温计测量体温。若动物体温低于37.7摄氏度，使用加热毯为鹿保暖；若体温高于40摄氏度，则使用冰袋为鹿降温。随后通过多功能任务车将其运送至预定的数据采集区域。转移后，使用数字吊秤测量体重，精确至0.01千克；同时测量后足长度和全长，精确至1毫米。随后给予适当剂量的抗生素伊维菌素、护理用疫苗和钩端螺旋体病疫苗。接下来，在动物处于镇静状态时，使用鹿角测量带从成年雄性个体上采集三个鹿角测量数据。在去除鹿角前，测量鹿角的内侧跨度、基部周长以及主枝长度。然后使用往复锯在距环状突起约三厘米处将鹿角锯下。数据采集完成后，将鹿放入相应的围栏中，并给予每千克体重125毫克的盐酸育亨宾或每千克体重4.0毫克的盐酸泰乐菌素，以逆转盐酸赛拉嗪的作用。最后，监测鹿的状态，确保其保持胸卧位，直至从镇静状态中恢复并完全清醒。采集鹿角样本后，借助金属丝测量从主枝伸出的每个单独枝杈以及额外的异常突起点。将金属丝缠绕在枝杈与主枝相交处，并标记该位置作为参考点。然后从该参考点测量至枝杈顶端，并对每个枝杈重复此操作。接下来，通过确定 G1 和 G2 齿之间、G2 和 G3 齿之间以及（如存在）G3 和 G4 齿之间的最小点，获取其余的周长测量值。如果 G4 齿不存在，则测量主梁末端 G3 齿中点之间的距离，并在中点处测量 H4 周长。最后，使用科学数字天平将鹿角称重至最接近的0.1克。对于鹿角长度小于3厘米的1龄动物，设定最低有效鹿角质量为1克。本研究结果表明，营养改善对来自各来源地区的3.5岁雄性白尾鹿所有形态测量指标均产生积极影响。经过两代营养改善后，三个来源地区的鹿角质量和鹿角大小之间没有差异。这表明鹿角大小不受种群水平遗传因素的限制。此外，从第一代到第二代，体重显著增加。这表明在自然环境中，所有种群均存在营养限制。然而，第二代雄性个体之间仍存在地区差异。一旦掌握该技术，每只动物的操作仅需约一小时。但样本量非常重要，因此研究中应尽可能纳入更多的动物，必要时可能需要花费数天时间来处理所有动物。在进行该操作时，必须确保鹿围栏内的所有设置都有利于操作的成功。遮蔽观察点需放置在距围栏适当距离的正确位置。如果树枝遮挡了射击路径，则需要将其修剪。所有能够控制的因素都必须提前加以控制，因为唯一无法控制的因素是动物在你所设置的特定应激状态下会如何表现。通过该实验流程，你还可以调整实验中的营养成分。观察蛋白质或能量摄入如何改变动物的遗传潜力及其形态学表达。其他研究人员也可采用相同的方法，改变提供给动物的处理类型，进而研究除形态发育以外的其他方面。例如，可以研究营养摄入对生活史性状（如繁殖性状）以及妊娠和哺乳期消耗后恢复能力的影响。观看本视频后，您将充分了解如何通过调控营养和年龄，来观察在人工饲养环境中遗传学与营养学在动物形态发育过程中的相互作用。请务必注意，无论在何种人工饲养条件下，对野生动物实施麻醉时均存在动物受伤的风险，因此我们必须谨慎操作并密切监测动物状态。

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