Name: 大鼠海绵状神经刺激与海绵压力记录 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-23T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: 学习大鼠海绵状神经刺激与海绵压力记录技术，使用硅胶胶水隔离神经电极复合体。该方法可重复、快速且可靠，有助于研究勃起功能障碍的病理生理学并测试新疗法。

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作者无致谢。

动物饲养于南丹麦大学动物护理中心，遵循机构制定的指导原则。所有动物实验均按照美国国立卫生研究院《实验动物护理和使用指南》进行。本实验为急性非存活性手术操作。&#160;
1. 手术所需导管、电极及器械的准备
<ol>
	<li>使用以下显微外科器械：手术剪、弯头显微剪、组织镊、Dumont #7 和 #5 弯曲显微镊、显微持针器以及牵开器。 
	注意： 由于这是急性实验操作，器械无需灭菌。使用后用 70% 乙醇清洁并擦拭尖端。</li>
	<li>将导管浸泡在 70% 乙醇中，然后在使用前用含 100 U/mL 肝素的无菌 0.9% NaCl 冲洗。保持导管充满液体，以避免向系统中引入气泡。</li>
	<li>截取一段 20–30 cm 长的聚乙烯（PE）-50 导管，用于制作颅内压（ICP）测量用导管。应确保导管尽可能短，以减少压力信号的衰减。</li>
	<li>将一支无菌 24G 针头左右反复弯折，直至其中部断裂。将带有斜面的一端连接至 PE 导管远端，用于插入阴茎脚；将另一段插入针座，用于连接压力传感器。用肝素化生理盐水（100 U/mL）充满整个系统。</li>
	<li>制作双极聚四氟乙烯（Teflon）涂层电极时，将两根 125 µm 的银丝剪成等长。用胶带将银丝固定在桌边并使其并列排列，随后将电极固定在黑色板上。</li>
	<li>在聚四氟乙烯涂层上做一小切口，使用 #5 显微镊剥离电极尖端 4–5 mm 长的涂层。用手术刀修剪尖端以确保长度一致，并通过在手术刀片钝缘上弯曲末端形成钩状结构。</li>
	<li>将电极用胶带固定在黑色板上，使其末端略微伸出板缘，且钩端朝上。在塑料板上混合硅胶约 10 秒，然后在距钩部 1–2 mm 处包裹一个胶泡。</li>
	<li>静置干燥约 5 分钟后即可使用（图 1）。在另一端较长的一段上剥离聚四氟乙烯涂层，以便连接刺激器。 
	注意： 通过重新制作远端的钩部，该电极可多次重复使用。</li>
</ol>
2. 动物准备
<ol>
	<li>麻醉动物后，剃除腹部下半部、颈部和会阴部的毛发。用70%酒精擦拭动物，再用聚维酮碘溶液擦拭，重复三次。将大鼠仰卧位放置在加热的手术垫上。涂抹兽用眼膏，并将麻醉方式切换为使用鼻罩吸入2.5%异氟烷和0.8 L/min氧气作为载气。 
	注意：调整异氟烷和氧气的浓度，以达到合适的麻醉深度。</li>
</ol>
3. 术前准备
<ol>
	<li>整个手术过程均需在手术显微镜下进行：3.15X 至 20X 的放大倍数已足够。手术过程中应佩戴手套，并始终保持无菌环境。将大鼠置于手术巾上。</li>
</ol>
4. 用于ICP测量的坐骨海绵体肌解剖
<ol>
	<li>使用解剖刀、直剪刀和Dumont #7弯头显微镊，在阴茎基底部水平处开始，沿中线外侧5 mm处向下做一条长1 cm的垂直皮肤切口（图2A）。用棉签小心分离阴囊外侧的筋膜（图2B）。解剖筋膜后，安装牵开器，并用棉签触诊以定位坐骨结节（图2C）。</li>
	<li>从此点向内侧解剖脂肪组织，直至观察到坐骨海绵体肌（图3A）。使用一对Dumont #7弯头显微镊纵向分离该肌肉。白膜将呈现为亮白色的结构（图3B）。利用显微镊和显微剪充分暴露白膜，以清晰观察其走行（图3C）。</li>
	<li>在完成系统参数校准后，将导管经会阴部皮肤插入，确保其与阴茎脚平行（图4）。保持导管原位，并用生理盐水保持切口湿润。</li>
</ol>
5. 刺激用CN解剖
<ol>
	<li>首先使用手术刀，然后使用直剪刀和显微镊子，沿腹中线在皮肤上做一个2 cm的下腹部正中切口。沿腹白线及下方肌肉组织做相应的切口，以暴露膀胱和前列腺。</li>
	<li>使用牵开器以获得良好的术野暴露。用棉签将前列腺与周围脂肪组织分离，清晰显露位于前列腺背外侧的主要盆腔神经节（MPG）和阴部神经（CN）（图5）。</li>
	<li>在显微镜下确认MPG和CN后，使用斜面显微剪刀在MPG远端2–5 mm处切开覆盖神经的筋膜（图6a）。使用#5显微镊子向神经两侧及下方分离组织，游离出约4 mm长的一段神经（图6b），并将一根9-0缝线从神经下方穿过（图6c）。</li>
	<li>借助缝线轻轻抬起神经（图7a），以便将双极电极的钩子放置于神经周围（图7b）。让助手用胰岛素针头尖端混合双组分硅胶胶水，持续5秒。将神经干燥后，将胶水涂抹于电极钩周围及神经表面（图7c，d）。轻轻牵拉电极，保持神经抬高状态约1分钟，使胶水充分固化。</li>
	<li>移除所有牵开器，仅保留右侧牵开器，以避免电极受到牵拉或扭转。用生理盐水润湿暴露的器官，并在切口处覆盖浸有生理盐水的纱布。</li>
</ol>
6. 用于 ICP 测量的海绵体插管
<ol>
	<li>使用拉钩恢复白膜的可视化。注意不要将拉钩固定在坐骨海绵体肌上，以免造成阴茎脚变形。</li>
	<li>连接针头，并在插入白膜前用肝素化生理盐水冲洗管路。用非优势手持Dumont #7弯头显微镊子，将白膜及其插入点远端的覆盖肌肉拉紧；用优势手持直头显微镊子夹住针头，确保针头平行于海绵体走行方向插入白膜（图8）。</li>
	<li>将针头推入海绵体5–8 mm。冲洗管路，并按压阴茎脚以测试管路通畅性（图9），确认无渗漏。用胶带将管路固定于实验台，防止意外牵拉。移除拉钩。</li>
</ol>
7. 刺激 CN
<ol>
	<li>使用记录程序（例如，Spike 2）运行期间，持续记录阴茎海绵体内压和平均动脉压。</li>
	<li>在刺激器上设置以下参数（例如，SD9 草类仪器，参见 材料表用于前庭神经（CN）刺激的参数：电流1.5 mA，频率16 Hz，电压3 V，脉宽5 ms。每次刺激持续50秒，两次刺激之间至少休息1分钟。 
	注意： 首次刺激通常会导致反应减弱（图10).</li>
</ol>

<ol><li>Eckhard, C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aEckhard%2C+C+%22Untersuchungen+%C3%BCber+die+Erektion+des+Hundes+In%3A+Beitr%C3%A4ge+zur+Anatomie+und+Physiologie%22">Untersuchungen über die Erektion des Hundes In: Beiträge zur Anatomie und Physiologie</a>. , Vol. Band III Giessen: Ferber 123-166 (1863).</li>
<li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+as+a+model+for+the+study+of+penile+erection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The rat as a model for the study of penile erection.</a> J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).</li>
<li>Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+characterization+of+a+bio-assay+of+erectile+function+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model.</a> J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).</li>
<li>Martinez-Pineiro, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+model+for+the+study+of+penile+erection%3A+pharmacologic+and+electrical-stimulation+parameters%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Urol%22%5BJournal%5D)">Rat model for the study of penile erection: pharmacologic and electrical-stimulation parameters.</a> Eur Urol. 25 (1), 62-70 (1994).</li>
<li>Hayashi, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+FK1706+on+erectile+function+following+bilateral+cavernous+nerve+crush+injury+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model.</a> J Urol. 176 (2), 824-829 (2006).</li>
<li>Burnett, A. L., Becker, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunophilin+ligands+promote+penile+neurogenesis+and+erection+recovery+after+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury.</a> J Urol. 171 (1), 495-500 (2004).</li>
<li>Yamashita, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nerve+injury-related+erectile+dysfunction+following+nerve-sparing+radical+prostatectomy%3A+a+novel+experimental+dissection+model%5BTitle%5D)+AND+%22Int+J+Urol%22%5BJournal%5D)">Nerve injury-related erectile dysfunction following nerve-sparing radical prostatectomy: a novel experimental dissection model.</a> Int J Urol. 16 (11), 905-911 (2009).</li>
<li>Burnett, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((GGF2+is+neuroprotective+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury-induced+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">GGF2 is neuroprotective in a rat model of cavernous nerve injury-induced erectile dysfunction.</a> J Sex Med. 12 (4), 897-905 (2015).</li>
<li>Lin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nanoparticle+Improved+Stem+Cell+Therapy+for+Erectile+Dysfunction+in+a+Rat+Model+of+Cavernous+Nerve+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Nanoparticle Improved Stem Cell Therapy for Erectile Dysfunction in a Rat Model of Cavernous Nerve Injury.</a> J Urol. 195 (3), 788-795 (2016).</li>
<li>Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K., Choudhary, R., Bodakhe, S. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Animal models of erectile dysfunction.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).</li>
<li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li>
<li>Cellek, S., Bivalacqua, T. J., Burnett, A. L., Chitaley, K., Lin, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+pitfalls+in+some+of+the+experimental+studies+in+erectile+function+and+dysfunction%3A+a+consensus+article%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Common pitfalls in some of the experimental studies in erectile function and dysfunction: a consensus article.</a> J Sex Med. 9 (11), 2770-2784 (2012).</li>
<li>Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigative+models+in+erectile+dysfunction%3A+a+state-of-the-art+review+of+current+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models.</a> J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).</li>
<li>Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+sequelae+of+cavernous+nerve+injury+in+the+rat%3A+is+there+model+dependency%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency.</a> J Sex Med. 3 (1), 77-83 (2006).</li>
<li>Albersen, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injections+of+adipose+tissue-derived+stem+cells+and+stem+cell+lysate+improve+recovery+of+erectile+function+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Injections of adipose tissue-derived stem cells and stem cell lysate improve recovery of erectile function in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Sex Med. 7 (10), 3331-3340 (2010).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

本研究的主要目的是描述一种简化的阴茎脚插管手术技术，用于记录阴茎海绵体内压（ICP）以及分离阴部神经（CN）以进行电刺激。我们对海绵体的解剖方法进行了改良，以简化手术操作，并在刺激阴部神经时获得可重复的阴茎海绵体内压升高记录。通过在阴茎基底部外侧作1 cm的垂直皮肤切口，并以可触及的坐骨结节作为定位指引，能够良好暴露坐骨海绵体肌和白膜。该手术操作比文献中报道的方法更快速（耗时少于15分钟），且对组织的损伤最小2,3,4。
目前使用的面神经（CN）刺激技术包括在每次电刺激前钩住、提起并干燥面神经10。该技术无法保证每次刺激的条件保持一致。此外，提起神经需要使用显微操作器，并反复牵拉和释放神经，可能导致神经失用性损伤。与当前的面神经刺激技术相比，使用生物相容性硅胶隔离神经-电极复合体可将神经牵拉次数减少至两次：第一次是在神经周围放置双极电极时，第二次是使...

对实验动物阴茎勃起功能的体内研究始于1863年，由Eckhard开创性的实验工作启动1。当时通过电刺激盆腔神经以诱导犬类体内阴茎海绵体内压（ICP）升高。在整个20世纪，类似的实验方案被应用于狗、猴、猫和兔等较大的动物。1989年，Quinlan 等首次建立了在大鼠中评估勃起功能的方法2。此后，多个研究团队对该方法进行了改进和优化34。如今，大鼠已成为研究勃起功能障碍病理机制及评估新兴治疗手段最广泛使用的动物模型。该实验的主要步骤包括：通过颈动脉插管记录全身血压，对阴茎脚进行插管以测量阴茎海绵体内压（ICP），以及刺激阴茎海绵体神经（CN）以诱导ICP升高。尽管已有多个研究者对该模型进行了精细化改进，但其可重复性仍存在问题，不同实验室报告的结果存在差异。目前仍存在若干技术难点。
往期文章5,6,7,8,9,10 描述采用完全暴露阴茎并脱套阴茎皮肤以进行阴茎海绵体插管的方法。该方法并非理想选择，因为操作和破坏性解剖会损伤对勃起功能至关重要的结构。阴茎海绵体的解剖分离已有详尽描述。10,11，但由于多种可能影响实验结果的因素，神经刺激效果并不理想。颅神经（CN）刺激技术包括用置于神经周围的双极钩状电极牵拉神经，将其从周围组织中提起，并在每次刺激前将神经干燥。该操作可能导致不同程度的神经损伤以及电流泄漏，从而引起反应减弱，或通过激活其他通路导致颅内压（ICP）出现假性升高 例如盆底肌、膀胱和胃肠道12所有这些因素均会限制可重复性。
在我们的研究中观察到，麻醉的深度和类型对颅内压（ICP）具有显著影响。所使用的麻醉剂包括戊巴比妥钠、氯胺酮/赛拉嗪或氯胺酮/咪达唑仑注射剂，或异氟烷/氧气吸入剂。
本文介绍了一种简化的手术方法，并提供了支持实验方案标准化的数据。

<table><tbody><tr><td>阿德森镊子</td><td>Fine Science Tool</td><td>11006-12</td><td></td></tr><tr><td>杜蒙特 #7 镊子</td><td>Fine Science Tool</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>杜蒙特 #5 镊子</td><td>Fine Science Tool</td><td>11273-20</td><td></td></tr><tr><td> ToughCut Mayo 剪刀</td><td>Fine Science Tool</td><td>14110-15</td><td></td></tr><tr><td>微型 Vannas 弹簧剪刀</td><td>Fine Science Tool</td><td>15006-09</td><td></td></tr><tr><td>超细止血钳</td><td>Fine Science Tool</td><td>13020-12</td><td></td></tr><tr><td>克里尔止血钳</td><td>Fine Science Tool</td><td>13004-14</td><td></td></tr><tr><td>Kwik-Sil 粘合剂</td><td>World Precision Instruments</td><td>KWIK-SIL</td><td></td></tr><tr><td>特氟龙涂层银丝 0.125 mm</td><td>World Precision Instruments</td><td>AGT0510</td><td></td></tr><tr><td>弹性导线牵开器</td><td>定制</td><td></td><td></td></tr><tr><td>手术刀片</td><td>Fine Science Tool</td><td>10023-00</td><td></td></tr><tr><td>PE-50 管</td><td>Warner Instruments</td><td>64-0753</td><td></td></tr><tr><td>23 G 针头</td><td>Kruuse</td><td>121272</td><td></td></tr><tr><td>SD-9 方波脉冲刺激器</td><td>Somatco</td><td>1077/183</td><td></td></tr><tr><td>血压换能器及电缆</td><td>World Precision Instruments</td><td>BLPR2</td><td></td></tr><tr><td>Raucotupf 棉签</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>11966</td><td></td></tr><tr><td>Pro-ophta 眼科棉棒</td><td>Lohmann-Raucher</td><td>16515</td><td></td></tr><tr><td>0.9% 氯化钠溶液 100 mL</td><td>本地药房</td><td></td><td></td></tr><tr><td>肝素</td><td>本地药房</td><td></td><td></td></tr><tr><td>25 mL 注射器</td><td>欧登塞大学医院</td><td></td><td></td></tr><tr><td>兽用眼膏 - Viscotears</td><td>本地药房</td><td></td><td></td></tr><tr><td>银丝&amp;nbsp;</td><td>Science Products GmbH, Heidelberg, Germany</td><td></td><td></td></tr><tr><td>硅胶粘合剂&amp;nbsp;</td><td>Kwik-Sil, World Precision Instruments, Sarasota, FL, USA</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

大鼠阴茎海绵体神经刺激及海绵体内压记录

Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat

阴部海绵体神经（CN）的刺激及海绵体内压（ICP）的测量已被广泛用于阴茎勃起功能障碍治疗策略的测试与评估。然而，不同实验室所采用的方法存在差异，且仍存在一些技术缺陷。本研究旨在描述一种可提供可靠且可重复性模型的手术技术。通过暴露坐骨结节处的坐骨海绵体肌止点，可在最大程度减少对参与勃起功能结构的解剖损伤的前提下，实现对阴茎脚的插管。采用直径125 µm的双极银电极并结合生物相容性硅胶对电极-神经复合体进行隔离，可实现对CN的重复刺激，且无需反复抬起或干燥神经。该方法通过减少神经的牵拉与干燥，避免了神经暂时性功能障碍，同时实现了神经的完全隔离，有效防止电流泄漏并避免对其他通路的刺激。

采用本方案并按照推荐的刺激参数，在吸入式异氟烷麻醉（2.0%异氟烷，氧气流速0.8 L/min）条件下操作，应获得如图11和图12所示的结果，其中在75–80 mm Hg范围内出现多个连续的刺激反应。图13显示在持续20分钟的刺激过程中反应稳定，压力维持在73–77 mm Hg。通过冲洗导管并对阴茎脚轻敲（图9）来检测颅内压（ICP）测量导管的通畅性，快速恢复至基线水平是导管位置良好的标志。若白膜结构完整性受损，则冲洗和轻敲后的测试将表现为峰值压力降低、返回基线的速度变慢，且在刺激时反应减弱（图14）。此外，在冲洗时会出现肝素化NaCl溶液渗漏，刺激过程中亦可能发生出血。
<p class="jove_content" fo:keep-together.with...

本研究介绍了一种简化的手术方法和技术，通过使用硅胶粘合剂分离神经-电极复合体并进行阴茎海绵体内压力测量，以实现海绵体神经刺激。

阴茎海绵体神经（CN）的刺激及海绵体内压（ICP）的测量已被广泛用于评估治疗……的疗法

本方法的总体目标是描述一种简化的阴茎脚插管手术技术，用于记录阴茎海绵体内压力，以及分离和游离海绵体神经以进行电刺激。该实验方案可用于研究勃起功能障碍的病理生理机制，并测试新的治疗方法。该技术的主要优势在于其可重复性强、操作快速且结果可靠。本研究已解决并消除了本教程中所述的主要缺陷。尽管该方法可用于研究勃起功能障碍，但使用生物相容性硅胶隔离神经电极复合物的技术可适用于任何外周神经的电刺激，从而实现对其他器官的生理学检测。开始此操作时，先对动物实施麻醉，然后剃除其腹部下半部及会阴区域的毛发。用70%酒精和聚维酮碘交替擦拭动物三次。随后，将大鼠仰卧位放置在加热的手术垫上。在眼睛上涂抹眼膏，并通过鼻罩以2.5%异氟烷维持大鼠麻醉状态。然后，在无菌铺巾上，于手术显微镜下进行整个手术操作。随后，在阴茎根部水平开始，沿中线外侧五毫米处向下做一长度为一厘米的皮肤切口。使用棉签仔细分离阴囊外侧的筋膜。分离筋膜后，使用一对牵开器向后牵拉皮肤边缘和睾丸，用棉签触诊定位坐骨结节。沿内侧解剖穿过脂肪组织，直至暴露出坐骨海绵体肌。用一对镊子纵向分离该肌肉，暴露白膜。白膜将呈现为亮白色的结构。在校准系统设置后，将导管穿过会阴部皮肤，确保其与阴茎脚平行。然后，保持导管位置不变，并用生理盐水保持切口湿润。在此操作中，通过皮肤在腹部正中线下方做一个两厘米的切口。沿腹白线在筋膜上做相应切口，以暴露膀胱和前列腺。使用拉钩以获得良好的术野暴露。然后，使用棉签将前列腺与脂肪组织分离。调整拉钩，继续解剖，直至清晰暴露位于前列腺背外侧走行的盆神经节（MPG）和阴茎海绵体神经（CN）。在定位到MPG和CN后，仔细切开覆盖在神经上方的筋膜，切口位置应位于MPG远端2至5毫米处。接下来，将神经两侧及下方的组织分离，游离出一段长约四毫米的神经，然后将缝线从神经下方穿过。借助缝线轻轻抬起神经，以便将双极电极的钩子放置在神经周围。让助手用胰岛素针头的尖端将两种组分的硅胶胶水混合五秒钟。将神经干燥，并在钩子周围及神经周围涂抹胶水。轻轻牵拉电极，使神经保持抬高状态约一分钟，以使胶水干燥。随后移除牵开器，但右侧的牵开器除外，以避免电极受到牵拉或扭转。随后，用生理盐水润湿暴露的器官，并在切口上覆盖浸有生理盐水的纱布。在此操作中，使用拉钩恢复白膜的视野。注意不要将拉钩固定在坐骨海绵体肌上，以免造成阴茎脚变形。接下来，将针头连接到PE50导管上，并在将其插入白膜之前，用肝素化生理盐水冲洗导管。保持白膜处于拉伸状态，并用主手固定穿刺点远端的覆盖肌肉。然后，用非主手持针，将其插入海绵体。冲洗管路以确认针头在海绵体内的位置正确且无渗漏。将针头插入海绵体以记录压力是关键步骤。当将针头置入阴茎脚时，应拉伸阴茎脚，并确保针头沿其走向平行置入。冲洗管路并按压踝部以测试管路通畅性，确保无泄漏。随后用胶带将管路固定在桌面上，以防意外牵拉管路。然后，移除拉钩。设置刺激器参数，并进行50秒的刺激，每次刺激之间至少休息一分钟。该图显示，在50毫米汞柱刺激下首次反应减弱，随后进行两次66毫米汞柱的刺激。然后，在73毫米汞柱的正常水平下记录后续测量结果。此处显示的是使用该方案在75至78毫米汞柱之间连续进行10次刺激后结果的稳定性。该图展示了不同麻醉剂量对阴茎海绵体内压的影响。与前两次和后三次刺激在2%浓度下的稳定反应相比，增加异氟烷浓度后反应减弱且波动更大。上方的蓝色轨迹显示了恒定的主动脉压力。该图展示了麻醉类型对阴部海绵体内压力的影响。在异氟烷麻醉下进行的初始刺激显示，血压升高了80毫米汞柱。给予芬太尼和咪达唑仑后，血压反应进一步升高至110毫米汞柱。该图展示了通过鼻罩给予氧气的效果。通过鼻锥停止供氧后，阴茎海绵体神经刺激所引起的海绵体压力升高显著降低。对主要动脉压未见影响。一旦掌握并正确操作，该操作可在30分钟内完成。在进行刺激操作时，必须注意麻醉类型、麻醉深度以及氧合状态均会对阴茎海绵体内压产生显著影响。通过本实验方法，可测试不同药物或干预手段，以探讨勃起功能障碍的病理生理机制，并推动新疗法的研发。观看本视频后，您应全面掌握套管神经刺激技术的操作流程，包括使用密封胶隔离神经电复合体、经微创分离及海绵体插管后记录阴茎海绵体内压的方法。

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医学

大鼠海绵状神经刺激与海绵压力记录

来源：Sanchez, C. A., et al．大鼠慢性植入用外周神经刺激电极的制备．J. Vis.

通过慢性植入的外周神经袖带电极对大鼠进行迷走神经刺激

本视频演示了通过电刺激大鼠尺神经、调节电极以获得最佳信号，并逐步增加刺激强度以评估神经功能，来记录复合肌肉动作电位（CMAP）的操作流程。该方法可实现对神经传导功能的定量评估。 体内...

在大鼠体内测量复合肌肉动作电位

本视频演示了在麻醉大鼠中分离并刺激阴部海绵体神经，以研究海绵体内的血压变化。...

在大鼠中进行阴茎海绵体神经刺激以测量海绵体内压

轴突兴奋性技术为研究不可逆变性事件发生前的病理生理学和生物物理变化提供了强有力的工具。本文展示了在麻醉大鼠尺神经上应用这些技术的方法。...

体内大鼠尺神经轴突兴奋性测试的电生理测量

阴茎海绵体压力记录（ICP）是评估实验动物勃起功能的重要方法。本文详细展示了通过导管插入大鼠阴茎脚并电刺激海绵神经来记录ICP的操作步骤。...

通过记录阴茎海绵体内压评估啮齿类动物勃起功能

我们开发了一种技术，可在自由活动的大鼠中同步记录对伤害性激光刺激产生的皮层脑电图和局部场电位。该技术有助于建立介观和宏观水平上皮层电活动信号之间的直接关联，从而促进对大脑中伤害性信息处理机制的研究。...

对自由活动大鼠施加伤害性激光刺激后同时记录皮层局部场电位和皮层电图

目前用于构建可长期植入小型啮齿类动物的外周神经袖状电极的方法通常需要专用设备和/或经过高度培训的专业人员。在本方案中，我们展示了一种简单且低成本的可长期植入袖状电极的制备方法，并验证了其在大鼠迷走神经刺激（VNS）中的有效性。...

大鼠慢性植入外周神经刺激电极的制备

本方案描述了在同时进行经脊髓直流电刺激的条件下，对大鼠腰段运动神经元进行体内细胞内记录的方法。该方法使我们能够在脊髓阳极或阴极极化之前、期间和之后，测量运动神经元的膜特性并记录其节律性放电活动。...

在体条件下对经脊髓直流电刺激期间类型明确的大鼠脊髓运动神经元进行细胞内记录

本方案描述了在大鼠腹部迷走神经上植入电极阵列的外科手术技术，以及利用植入装置进行长期电生理记录和刺激的方法。...

清醒大鼠腹部迷走神经刺激与记录研究的植入手术

介绍了一种记录颅内压力的新技术。该微创方法采用光纤压力传感系统，在未造成显著脑组织损伤的情况下，准确测量麻醉大鼠的颅内压（ICP）。该技术可应用于多种实验模型。...

使用光纤压力传感器在大鼠中进行硬膜外颅内压测量

学习大鼠海绵状神经刺激与海绵压力记录技术，使用硅胶胶水隔离神经电极复合体。该方法可重复、快速且可靠，有助于研究勃起功能障碍的病理生理学并测试新疗法。

大鼠阴茎海绵体神经刺激及海绵体内压记录

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