Name: 呼吸机相关和医院获得性肺炎的小鼠口咽吸入模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 4 min 32 s
Description: 了解小鼠口咽吸入肺炎模型的建立方法，用于研究呼吸机相关肺炎的发病机制及新型治疗方案。该技术可快速、可重复地模拟临床感染，帮助研究人员评估抗生素耐药性问题。

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本研究由美国国立卫生研究院下属的国家过敏与传染病研究所资助［资助编号：R01 AI117211、R01 AI130060、R21 AI127954 和 R42 AI106375，授予 BS］以及美国食品药品监督管理局［合同编号：HHSF223201710199C，授予 BML］。

所有涉及动物的操作均须获得研究人员所在机构动物护理与使用委员会（IACUC）的批准。
1. 细菌接种物的制备
<ol>
	<li>分离细菌菌落。
	<ol>
		<li>划线接种一种细菌菌株（例如, A. baumannii “HUMC1”) 接种于适当的无菌琼脂培养基上（例如，胰蛋白酶大豆琼脂），注意划线分离以获得单菌落。</li>
		<li>在适当条件下孵育（例如，37 °C 过夜。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>过夜培养
	<ol>
		<li>从琼脂平板上选择一个具有代表性的孤立菌落，用无菌接种环挑取，并接种于10 mL相应的无菌液体培养基中（例如胰蛋白胨大豆肉汤</li>
		<li>在适当条件下让样品达到稳定期（例如37 °C、200 rpm 振荡培养过夜，使用带透气盖的 50 mL 锥形管。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>进行继代培养。
	<ol>
		<li>用移液器将100 μL过夜培养物转移至10 mL新鲜无菌肉汤中。</li>
		<li>在适当条件下培养至对数生长期例如，37 °C、200 rpm 振荡培养3小时，使用带通气盖的50 mL锥形管。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>洗涤继代培养物。
	<ol>
		<li>从培养环境中取出传代培养物。</li>
		<li>在 4,000 × g 条件下离心 5 分钟，使细菌沉淀。</li>
		<li>吸出并弃去上清液。</li>
		<li>向沉淀中加入10 mL无菌磷酸盐缓冲液（PBS），充分涡旋振荡直至完全重悬。</li>
		<li>重复步骤 1.4.2 至 1.4.4 两次，共洗涤 3 次。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>调整细菌悬液的浓度。
	<ol>
		<li>使用在600 nm波长处测量光密度（OD）的分光光度计600），测定细菌悬液的光密度。</li>
		<li>向细菌悬液中加入无菌 PBS，直至接种物的光密度降至 OD600 0.5，使用公式 Ci×Vi = Cf×Vf，其中“C”为浓度，“V”为体积，i”为初始，而“f”是最终结果。*Cf 应始终为 0.5；Vf 是待求解的变量。</li>
		<li>如果细菌悬液的OD值低于600 0.5时，在4,000 × g离心5分钟以沉淀细菌，移除适量上清液以达到目标OD值600 0.5</li>
		<li>在无菌 PBS 中进行连续稀释（例如，三个1:100稀释度以达到1 × 10-6）并涂布于无菌琼脂平板，以测定相关系数，该系数可反映在特定OD值下每毫升菌落形成单位（CFUs/mL）的细菌浓度600 0.5 
		注意：该相关系数的数值因不同物种的不同菌株而异，必须在制备感染用接种物之前确定。</li>
		<li>在确定相关系数后，利用该系数制备所需浓度的接种物（例如, 2 × 108-&#160; 1 × 109 CFU/mL）；如果所需的接种量大于 OD600 将菌液OD600调至0.5后，在4,000 × g离心5分钟以沉淀细菌，弃去适量上清液，使菌液达到所需浓度。</li>
		<li>执行 体内 初步研究以确定每种细菌分离株在每种小鼠品系中的毒力，因为同一种细菌的不同分离株以及不同遗传背景的小鼠之间的毒力值可能存在差异。对于多种革兰氏阴性菌物种，其LD100 在小鼠中通常为 1 - 5 × 108 每只小鼠的菌落形成单位（CFUs），尽管某些菌株在较低接种量下即具致死性。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将相同分装样品冷冻保存，以备将来作为按需使用的精确接种物，方法如先前发表的文献所述8 （可选）
	<ol>
		<li>按照上述方法制备1 L细菌接种液，转移至两个500 mL锥形瓶中，在4,000 × g条件下离心5 min。</li>
		<li>弃去每个锥形管中的上清液450 mL，用剩余的上清液重悬菌体沉淀。</li>
		<li>将浓缩的细菌接种物转移至含有磁力搅拌子的250 mL烧杯中，并置于搅拌器上以300 rpm持续搅拌。</li>
		<li>小心转移恰好 600 μL 的浓缩细菌接种物（例如, 1 × 1010 CFUs/mL）用移液器转移至含有恰好 300 μL 无菌 H 的 1.6 mL 冻存管中2O 和 300 μL 无菌甘油；混匀后于 -80 °C 保存。 
		注意：储存所需的甘油可能会干扰实验结果并导致过量死亡，因此必须将其洗去。</li>
		<li>准备使用时，在室温下解冻样本10分钟。</li>
		<li>将1 mL转移至50 mL锥形管中，加入9 mL无菌PBS，于4,000 × g离心5 min以沉淀细菌。吸除上清液，将预定数量的CFU（1 mL × 冻存液浓度，单位为CFU/mL）用适量PBS重悬，以获得感染接种物所需浓度。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 小鼠麻醉
<ol>
	<li>氯胺酮/赛拉嗪 
	注意：使用氯胺酮/赛拉嗪进行麻醉的持续时间较长，可为初次操作该技术的研究人员提供充足的时间，以在小鼠苏醒前完成接种操作。
	<ol>
		<li>通过混合8.5 mL药用级PBS、1 mL浓度为100 mg/mL的氯胺酮储备液（终浓度10 mg/mL）和0.5 mL浓度为20 mg/mL的赛拉嗪储备液（终浓度10 mg/mL），配制10 mL注射溶液。</li>
		<li>按 10 μL/g 剂量经腹腔（IP）注射给药例如，25克小鼠使用250 μL。</li>
		<li>对使用氯胺酮/赛拉嗪麻醉的小鼠眼部涂抹眼药膏，因其在长时间麻醉期间眼睛容易受损。</li>
		<li>将小鼠放入笼中，并监测直至其从麻醉状态中苏醒。 
		注意：动物在恢复足够的意识以维持胸卧位之前，不得无人看管。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>异氟烷 
	注意：小鼠在离开诱导室后会迅速从异氟烷麻醉中苏醒，因此该麻醉方法仅应在熟练掌握接种操作后使用。
	<ol>
		<li>将未处理的小鼠放入大小合适的诱导室中，并通入氧气。</li>
		<li>在密闭麻醉舱后，使用精密蒸发器将异氟烷以4%（v/v）浓度通入舱内，对小鼠麻醉至少5分钟；通过将一只小鼠移出诱导舱并记录其从麻醉状态恢复意识所需时间（约60秒）来确认麻醉效果。 
		注意：麻醉时间可能因各机构指南不同而有所差异，部分动物可能需要超过5分钟才能完全麻醉。</li>
		<li>通过调节异氟烷浓度至2%–3%来维持麻醉，最长可达10分钟；若总麻醉时间 &#62;15 分钟时，将眼用软膏涂抹于麻醉小鼠的眼睛。</li>
		<li>将小鼠放入笼中，并按照步骤2.1进行监测，直至其从麻醉状态中苏醒。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 接种/感染小鼠
<ol>
	<li>将麻醉的小鼠悬吊，使其上门齿钩住一根结实的细绳（例如，牙线）固定在高度约为小鼠体长两倍的固定物体上（例如，20 cm）高于操作台面（例如，实验台。</li>
	<li>使用无菌的钝头镊子轻轻将小鼠的舌头从其口腔中拉出。将舌头转移至一只无菌的戴手套的手指上，以防止意外压伤小鼠舌头。将舌头固定在口腔外，以便暴露口咽部，并防止接种物被吞咽至一侧。</li>
	<li>在固定小鼠舌头的同时，使用微量移液器将50 μL接种物（细菌悬液）注入其口咽部；口咽部位于口腔与咽部交界处，靠近口腔后方。 
	注意：使用移液器加样时，必须仅将液体加至微量移液器的第一档。当接种物被置于小鼠口咽部时，小鼠会短暂停止呼吸数秒；随后，通过反射性吸入作用，小鼠将吸入细菌悬液，此时可听到液体进入肺部时特有的爆裂音，从而导致肺炎感染。</li>
	<li>如果接种物未放置到足够深的位置以阻碍正常呼吸，则需用镊子夹住鼻孔，迫使动物通过口腔产生反射性吸气动作，从而吸入接种物。</li>
	<li>接种后，松开舌头，将小鼠从悬挂绳上取下，放入笼中，并像步骤2.1那样监测直至其从麻醉状态中苏醒。</li>
</ol>
4. 监测疾病进展
注意：由于动物可能遭受痛苦，应使用多种指标来判断小鼠是否进入濒死状态；一旦确定，应根据先前批准的IACUC方案对小鼠实施安乐死。濒死状态的多种标志包括体温、体重减轻、外观、步态以及可通过血液检测获得的其他生物标志物（例如，通过iSTAT）9,10,11,12,13,14,15,16。
<ol>
	<li>根据先前批准的IACUC方案对小鼠实施安乐死（例如，CO2 随后进行颈椎脱位。</li>
	<li>从安乐死的小鼠体内取出肺脏，切断靠近肺部的气管、肺动脉和肺静脉。
	<ol>
		<li>显微镜技术
		<ol>
			<li>将肺脏（或部分）放入标本模具中。</li>
			<li>将组织完全浸入最佳切割温度（O.C.T.）包埋剂中，填满样本模具。</li>
			<li>将样品在 -80 °C 冰冻保存。</li>
			<li>将样本送至病理科实验室，进行切片并固定于载玻片上，以备显微镜观察。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>细菌负荷
		<ol>
			<li>使用分析天平称量肺组织。</li>
			<li>将肺组织转移至含有 2–5 mL 无菌 PBS 的 50 mL 锥形管中（PBS 体积根据组织大小确定）。</li>
			<li>使用组织匀浆器匀浆肺组织。</li>
			<li>根据肺部预期的细菌负荷，用无菌PBS对匀浆进行连续稀释，以获得约1,000 CFUs/mL的浓度。
			<ol>
				<li>例如，如果 1 × 109 预期每毫克菌落形成单位（CFUs/mg），需进行三次1:100稀释：取100 μL匀浆液加入9.9 mL磷酸盐缓冲液（PBS）中，涡旋混匀，此为第一次1:100稀释；取100 μL第一次1:100稀释液加入9.9 mL PBS中，涡旋混匀，此为第二次1:100稀释；取100 μL第二次1:100稀释液加入9.9 mL PBS中，涡旋混匀，此为第三次也是最终的1:100稀释。</li>
				<li>若肺部细菌负荷未知，应进行一系列稀释以覆盖预期的范围。</li>
			</ol>
			</li>
			<li>在无菌琼脂平板上进行稀释。
			<ol>
				<li>制备无菌胰蛋白胨大豆肉汤（TSB）琼脂（TSA）平板：将30 g TSB、15 g琼脂与1 L水混合，使用磁力搅拌器搅拌，并加热至约100 °C沸腾，持续5 min。待其冷却后，在液体循环条件下高压灭菌15 min。冷却至约55 °C，将10 mL freshly autoclaved TSA转移至无菌培养皿中，静置冷却至室温。在实验台面上干燥2–5 d，或在生物安全柜中不加盖干燥10 min。</li>
				<li>将100 μL稀释液转移至含有无菌TSA的培养皿中，使用涂布棒或玻璃珠将其在TSA表面均匀涂布。</li>
				<li>将培养皿置于37 °C湿化培养箱中过夜孵育即37 °C 培养箱，内含一个未加盖的盛有水的 1-L 烧杯</li>
			</ol>
			</li>
			<li>根据琼脂平板法测定肺匀浆中的CFU/mL例如，上述第三次也是最后一次稀释液取100 μL涂布于TSA平板上，得到100个菌落形成单位，则结果为100 CFUs/100 μL × 100稀释#1 × 100稀释#2 × 100稀释#3 = 1×109 CFUs/mL</li>
			<li>根据肺组织匀浆液中每毫升的菌落形成单位（CFU/mL）除以每毫升匀浆液所含肺组织的毫克数（mg肺组织/mL匀浆液），计算每毫克肺组织的菌落形成单位（CFU/mg肺组织）。例如，如果上述样品使用了100 mg肺组织在5 mL PBS中匀浆，则为1 × 109 CFUs/mL ÷ 100 mg/5 mL = 5 × 107 CFUs/mg</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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</ol>

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

诚然，小鼠并非微型人类。从小鼠模型中获得的结果必须结合具体背景进行考量，并根据小鼠与人类之间的差异和相似之处，判断其对人类的适用性6。此外，选择合适的小鼠品系至关重要，因为不同品系对某些感染的易感性存在差异；所选用的病原体菌株同样如此16。
必须以严谨且高度可重复的方式进行感染操作。接种物在某一剂量下可能对小鼠具有致死性，而在该剂量的90%时却可能完全无害。因此，本方案中列出的所有条件都必须以完全相同的方式重现，尤其是在制备接种物和实施感染时。此外，每种病原体在不同接种剂量下会引起不同程度的疾病。因此，有必要通过预实验确定每种病原体菌株在每种小鼠品系中的合适接种剂量。
对于革兰氏阴性菌，每只小鼠接种量≤5 × 108 CFU已足以导致毒力强的菌株引发死亡。不建议使用在每只小鼠≤1 × 109 CFU剂量下仍无致死效应的菌株，因为这表明所接种至肺部的菌量本身可能不足以真实反映其在发病机制中的...

下呼吸道感染是全球致死率最高的传染性疾病，也是发展中国家最常见的死亡原因1。全球范围内，此类感染每年导致超过320万人死亡1。此外，医院获得性肺炎是最常见且最致命的医疗相关感染之一，通常由最具抗生素耐药性的病原体引起2,3。无论是社区获得性肺炎还是医院获得性肺炎，其典型的细菌性肺炎感染途径均为口咽部分泌物误吸入肺泡。目前用于研究这些疾病的鼠类模型常采用鼻内接种方式4，但该方法会将大部分细菌沉积于肺外，导致鼻窦炎和物理性损伤等非靶向并发症和症状，与这些模型本应模拟的人类疾病进展过程不符。其他模型可能使用吸入舱或微雾化装置，这些方法能更准确地模拟病毒性、结核性及真菌性肺炎，却无法真实再现典型细菌性肺炎的正常感染途径。
小鼠经口咽部吸入性肺炎模型可用于模拟细菌性肺炎的自然感染途径及发病机制。通过移液器将50 µL细菌悬液接种至麻醉小鼠的口咽部，可引发反射性吸入，从而导致感染性肺炎。利用该模型，研究人员能够以更高保真度、更接近人类吸入性肺炎感染的方式，研究肺炎致病菌的发病机制以及针对这些疾病的新型治疗方法。此外，与通过口腔感染的类似模型5,6不同，该模型可确保全部接种物进入肺部，而非进入肠道，从而避免在非靶部位引发炎症和感染，例如胃炎和肠炎。最后，与另一种需要使用喉镜并通过气管接种的已发表模型7相比，该模型无需使用灌胃针阻塞气道，也无需通过注射方式递送接种物，而是依赖小鼠自身的自然吸入反射完成接种。

<table><tbody><tr><td>琼脂</td><td>BD</td><td>214530</td><td>与胰蛋白胨大豆肉汤（TSB）混合制备胰蛋白胨大豆琼脂（TSA）</td></tr><tr><td>硼硅酸盐玻璃珠</td><td>Kimble</td><td>135003</td><td>每次使用前通过烘烤或高压灭菌进行灭菌</td></tr><tr><td>烧杯，250 mL</td><td>Pyrex</td><td>1003</td><td>用于精确分装高浓度细菌接种物</td></tr><tr><td>离心机</td><td>Sorvall</td><td>ST 40R</td><td>可在 4&amp;times;g 和 4&amp;deg;C 条件下运行</td></tr><tr><td>麻醉室</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>VetFlo-0720</td><td>最多可容纳 5 只小鼠</td></tr><tr><td>冷冻模具，中等尺寸</td><td>Sakura Tissue-Tek</td><td>4566</td><td>一次性乙烯基标本模具，15&amp;times;15&amp;times;5 mm</td></tr><tr><td>牙线</td><td>Oral-B</td><td>37000469537</td><td>系于距实验台高度约 6&quot; 的稳固柱上</td></tr><tr><td>镊子</td><td>VWR</td><td>82027-440</td><td>用于轻柔地将小鼠舌头拉出口腔</td></tr><tr><td>肺组织匀浆器</td><td>Omni International</td><td>TM125-115</td><td>首次使用前进行高压灭菌；样品间需冲洗</td></tr><tr><td>用于麻醉的异氟烷</td><td>Abbott</td><td>10015516</td><td>可使用其他替代药物；相应调整操作步骤</td></tr><tr><td>iSTAT 检测卡</td><td>Abbott</td><td>03P79-25</td><td>提供多种型号以满足不同需求</td></tr><tr><td>氯胺酮，100 mg/mL</td><td>Western Medical Supply</td><td>4165</td><td>用 PBS 稀释 1:10 至 1 mg/mL，并与浓度为 1 mg/mL 的赛拉嗪混合使用</td></tr><tr><td>眼部软膏</td><td>Akorn</td><td>Tears Renewed</td><td>避免 dispenser 尖端接触眼睛</td></tr><tr><td>最佳切割温度（O.C.T.）包埋剂</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-730-571</td><td>用于在 -80 &amp;deg;C 下冷冻肺组织样本，以便进行病理切片</td></tr><tr><td>培养皿</td><td>VWR</td><td>25384-302</td><td>聚苯乙烯材质，一次性，已灭菌，100&amp;times;15 mm</td></tr><tr><td>磷酸盐缓冲液（PBS）</td><td>Corning</td><td>21-031-CM</td><td>不含钙和镁的杜尔贝科磷酸盐缓冲液（Dulbecco's PBS）</td></tr><tr><td>移液器吸头，200-&amp;mu;L</td><td>VWR</td><td>10017-044</td><td>使用前进行高压灭菌</td></tr><tr><td>移液器，200-&amp;mu;L</td><td>Gilson</td><td>Pipetman P200</td><td>使用前进行高压灭菌并校准</td></tr><tr><td>细菌涂布棒</td><td>Bel-Art</td><td>F377360006</td><td>每次使用前通过烘烤或高压灭菌进行灭菌</td></tr><tr><td>磁力搅拌子，直径 7.9 mm &amp;times; 长度 38.1 mm</td><td>VWR</td><td>58948-150</td><td>用于分装过程中搅拌高浓度细菌接种物</td></tr><tr><td>磁力搅拌器</td><td>Corning</td><td>PC-620D</td><td>用于分装过程中搅拌高浓度细菌接种物</td></tr><tr><td>胰蛋白胨大豆肉汤（TSB）</td><td>BD</td><td>211822</td><td>与琼脂混合制备 TSA</td></tr><tr><td>锥形瓶，无菌，50 mL</td><td>Corning</td><td>431720</td><td>用于制备细菌接种物</td></tr><tr><td>锥形瓶，无菌，500 mL</td><td>Corning</td><td>431123</td><td>用于浓缩接种物以制备冷冻接种物</td></tr><tr><td>冻存管，2.0 mL</td><td>Corning</td><td>430659</td><td>用于高浓度细菌接种物的低温保存</td></tr><tr><td>赛拉嗪，20 mg/mL</td><td>Akorn</td><td>AnaSed Injection</td><td>用 PBS 稀释 1:20 至 1 mg/mL，并与浓度为 1 mg/mL 的氯胺酮混合使用</td></tr></tbody></table>

小鼠经口咽部吸入式呼吸机相关及医院获得性细菌性肺炎模型

Murine Oropharyngeal Aspiration Model of Ventilator-associated and Hospital-acquired Bacterial Pneumonia

小鼠感染模型对于理解疾病发病机制以及测试旨在对抗致病病原体的新型治疗手段的有效性至关重要。感染性肺炎是临床患者中最常见的感染之一，因此需要建立合适的体内模型。典型的肺炎模型采用经鼻接种方式，但这种方法会将过量的病原体沉积于肺外，导致靶外并发症和症状，例如鼻窦炎、胃炎、肠炎、物理性损伤，或通过微粒雾化模拟更接近病毒性、结核性或真菌性肺炎的气溶胶传播。这些模型无法准确反映典型的社区获得性或医疗机构相关性细菌性肺炎的发病过程。相比之下，本研究所描述的小鼠口咽部吸入性肺炎模型可模拟医疗机构相关性肺炎中的飞沫传播途径。将50 µL细菌悬液接种至麻醉小鼠的口咽部，可引发反射性吸入，从而导致肺炎。利用该模型，研究人员可深入探究引起肺炎的病原体的致病机制，并评估针对这些疾病的新疗法。

通过严格遵循实验方案，可轻松获得可重复且可靠的数据。为了使实验之间具有可比性，必须严格遵守自定义的接种物制备方案。在感染操作过程中，正确处理小鼠也至关重要。务必先将小鼠放入不含异氟烷的麻醉舱中。如果将小鼠直接放入预先充满异氟烷的麻醉舱，它们会惊慌失措，并可能承受过度应激，从而可能影响实验结果。在盖紧容器盖后，应逐步将异氟烷浓度从0%缓慢增加至4%（v/v）；快速给予异氟烷同样可能导致小鼠恐慌。当小鼠失去意识后，将异氟烷浓度降低至2–3%（v/v），并让其在舱内继续维持数分钟。此时，小鼠已准备好进行感染（图1）。
将小鼠从麻醉室中取出，并用其上门齿将其悬挂，以便接触舌头（图2）。使用钝头镊子轻轻拉出舌头（图3），然后将夹持着舌头的镊子转移至无菌手套包裹的手指上（<strong ...

感染性肺炎是人类最常见的感染之一。合适的体内模型对于理解疾病发病机制和测试新型治疗药物的疗效至关重要。利用这种小鼠经口咽部吸入性肺炎模型，可研究此类致命感染的发病机制并评估新的治疗方法。

小鼠感染模型对于理解疾病发病机制以及测试旨在对抗致病因子的新型治疗手段的有效性至关重要……

该方法有助于解答抗生素耐药性领域中关于新型治疗手段在呼吸机相关性肺炎治疗中的关键问题。该技术的主要优势在于能够以快速且易于重复的方式准确模拟临床感染。接种小鼠时，将第一只麻醉后的动物用一根坚固的细绳悬挂于其上门齿处。将其固定在操作台面上方约等于小鼠体长两倍高度的固定物体上。使用无菌钝头镊子轻轻拉出小鼠舌头，并用无菌戴手套的手指握住舌头，以暴露口咽部。将微量移液器的推杆按压至第一停点，将50 µL接种物注入口咽部，直至小鼠通过反射性吸入将细菌悬液吸入。当将接种物置于小鼠口腔咽部时，小鼠会停止呼吸数秒钟，随后反射性吸入会导致细菌悬液进入肺部，此时可听到液体进入肺部特有的爆裂音。然后将动物放回笼中，并进行监测，直至完全恢复卧位。在适当的实验终点，剪断气管、肺动脉和肺静脉，以便取出肺组织。为了进行疾病进展的组织病理学分析，将肺组织放入标本模具中，并加入适量的最佳切割温度包埋剂，直至完全浸没组织。然后将样本在负80摄氏度条件下冷冻，直至进行切片和分析。为了估算细菌负荷量，将收获的肺组织转移至一个50毫升的锥形瓶中，并用分析天平称量其质量。然后向瓶中加入5毫升无菌PBS。使用组织匀浆器匀浆肺组织。根据感染肺组织中预期的细菌负荷，在匀浆液和无菌 PBS 中进行系列稀释，以获得每毫升约 1000 个菌落形成单位（CFU）。取每种稀释液 100 微升，分别接种于胰蛋白酶大豆琼脂平板上，并使用玻璃珠将匀浆液均匀涂布。然后将平板置于加湿的37摄氏度培养箱中过夜。在计算每稀释度的菌落形成单位数之前，需用不同接种浓度感染小鼠，以确定LD 100。在这些代表性实验条件下，每只小鼠接种 2 × 10⁸ CFU 剂量过高；5 × 10⁷ 和 2 × 10⁷ CFU 剂量过低；而 1 × 10⁸ CFU 剂量恰到好处。在口服咽部吸入常与人类呼吸机相关性肺炎相关的细菌物种前后以及24小时后，对肺组织切片进行苏木精-伊红染色，通常会观察到明显的肺泡炎症。在进行该实验操作时，重要的是要牢记，为了获得可重复的结果，每次实验的接种物必须以相同的方式制备且用量一致。观看本视频后，您应能够充分掌握如何利用小鼠模型再现呼吸机相关性肺炎。

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呼吸机相关和医院获得性肺炎的小鼠口咽吸入模型

来源： Lenhard, A. 等 一种小鼠模型用于研究转变过程 肺炎链球菌 从定植者到病原体：病毒共感染重现年龄加剧的疾病进程 视频实验杂志 (2022)本视频展示了一种小鼠共感染模型，其中流感病毒引发向 肺炎链球菌...

一种用于研究致病性转变的小鼠模型 肺炎链球菌 继发性病毒感染

来源：Nielsen, T. B., et al., 呼吸机相关性和医院获得性细菌性肺炎的小鼠口咽部吸入模型。J. Vis. Exp.

制备小鼠口咽部吸入模型以建立细菌性肺部感染

本视频展示了在免疫功能健全的啮齿类动物模型中建立肺部感染的方法 通过...

在免疫功能健全的啮齿类动物模型中支气管内接种Streptococcus pneumoniae

我们通过气管内注射铜绿假单胞菌（Pseudomonas...

Pseudomonas aeruginosa 诱导的肺损伤模型

尽管 体外 宿主-病原体相互作用的研究有助于表征特定的免疫应答， 体内 需要使用模型来观察复杂反应的影响。 白色念珠菌 暴露后...

研究微生物群落 体内宿主介导的相互作用模型 白色念珠菌 和 铜绿假单胞菌 在气道中

文献中已描述了多种在小鼠中建立细菌性肺炎模型的方法。本文介绍一种非侵入性、低成本且快速的方法，通过将细菌接种物滴加至口咽部，使其吸入（即，经气道吸入）以诱导肺炎。同时详细阐述了用于评估肺部固有免疫反应的后续检测方法。...

一种用于小鼠实验性细菌性肺炎诱导与表型分析的非侵入性且技术简便的方法

本方案在小鼠中诱导急性肺损伤，其病理发生过程与人类观察到的酸性肺炎高度相似。我们通过开放式气管造口术结合环周压力释放，产生最大程度的急性非致死性低pH肺损伤，并考虑了啮齿类与人类在呼吸系统解剖结构上的差异。...

开放气管切开胃酸误吸小鼠急性肺损伤模型可诱导最大程度的急性非致死性肺损伤

本文介绍了一种在免疫功能健全的啮齿类动物中建立肺部感染的方法。熟练掌握后，该方法可快速、简便地用于诱导由多种S. pneumoniae、H. influenzae、P. aeruginosa、K. pneumoniae和A.

一种用于评估抗菌疗效的免疫健全啮齿类动物肺炎稳健模型S. pneumoniae,H. influenzae,K. pneumoniae,P. aeruginosa或A. baumannii

本文介绍了一种改进继发性细菌性肺炎研究的方法，通过非侵入性方式将病原体接种至下呼吸道，随后进行病原体回收和转录组分析。这些操作步骤具有可重复性，且无需使用套管、导丝或光纤电缆等特殊设备即可完成。...

一种用于小鼠继发性细菌性肺炎模型的精准病原体递送与回收系统

本文描述了建立小鼠肺炎感染模型的方法，以及对损伤修复过程的相应表征，并介绍了细菌培养和经气管灌注的技术。文中还描述了一种利用高维流式细胞术评估免疫格局的新方法。...

评估肺炎消退的实验模型

本文描述了一种新型小鼠模型，用于研究肺炎链球菌在病毒感染期间从无症状定植者转变为致病性病原体的过程。该模型可轻松适用于研究疾病进展不同阶段以及多种宿主中多微生物与宿主-病原体之间的相互作用。...

小鼠模型在转变过程中的应用 肺炎链球菌 从定植者到病原体：病毒共感染重现年龄加剧的疾病进程

了解小鼠口咽吸入肺炎模型的建立方法，用于研究呼吸机相关肺炎的发病机制及新型治疗方案。该技术可快速、可重复地模拟临床感染，帮助研究人员评估抗生素耐药性问题。

小鼠经口咽部吸入式呼吸机相关及医院获得性细菌性肺炎模型

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