Name: 完全性和部分主动脉闭塞治疗猪失血性休克 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-08-24T14:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 37 s
Description: 了解使用猪失血性休克模型进行主动脉闭塞的创伤救治方法。该技术通过模拟人体生理的大型动物模型，帮助研究人员测试血管内复苏策略，改善非压迫性躯干出血的治疗效果。

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我们感谢Rachel O'Connell&#160;和Jessica Lee在动物实验方面提供的帮助。我们还要感谢美国陆军退役少将Harold Timboe医学博士（公共卫生硕士），他在本项目中担任顾问和导师。

在使用动物开展研究时，研究人员遵守《动物福利法》条例及其他与动物及动物实验相关的联邦法规，同时遵循美国国家研究委员会最新版《实验动物护理和使用指南》中规定的原则。本研究方案已获得密歇根大学机构动物护理和使用委员会（IACUC）的批准。实验过程严格遵守有关研究中动物福利的所有法规和指导原则。
1. 动物选择与适应性饲养
<ol>
	<li>使用雌性约克夏-长白杂交猪进行实验（n = 每组2只，年龄范围：5 - 6个月，体重范围：40 - 60 kg）。</li>
	<li>动物到达设施后，将其单独饲养于笼中，但需确保相邻笼内的动物之间有充分的互动。</li>
	<li>动物饲养至少5天，以确保在进行实验前已完全适应环境。在此期间，给予标准饮食，并观察其健康状况，确认动物处于良好健康状态。</li>
	<li>手术前夜午夜后禁止动物进食和饮水，以防止插管过程中发生误吸风险。</li>
</ol>
2. 麻醉与插管
<ol>
	<li>在动物饲养区域，通过臀肌注射给予5 mg/kg的替来他明/唑拉西泮（IM）以镇静动物，同时注射0.05 mg/kg的阿托品（IM）作为抗胆碱能药物，以减少插管期间的分泌物。</li>
	<li>将动物从饲养区转移至手术室，并仰卧位固定于手术台上。</li>
	<li>使用吸入式异氟烷（2% - 5%）诱导麻醉，以21%氧气（0.4 L/min）与空气（4 L/min）混合作为载气输送吸入麻醉气体。</li>
	<li>在达到所需麻醉深度的同时，于耳缘静脉置入20 G外周静脉（IV）导管，以便根据需要进行液体、药物或麻醉剂的静脉输注。</li>
	<li>当动物达到理想麻醉深度后，轻柔清洗手术区域的排泄物和碎屑，包括左右腹股沟区、颈部左右两侧以及腹部。使用电动剃毛器彻底清除手术区域的所有毛发。通过夹捏动物后肢并观察其反应（或无反应）来评估麻醉深度。</li>
	<li>在插管前，使用外科棉绳将动物四肢分别固定于手术台上。</li>
	<li>使用一段短的外科棉绳抬起下颌连同舌头，以打开口腔；再用另一段棉绳向下牵拉上颌。若下颌松弛不足或声带塌陷，可短暂提高异氟烷浓度，并重复此步骤。</li>
	<li>用非优势手握住装有12英寸带光源Miller喉镜片的传统喉镜手柄，将喉镜片尖端经口咽部送入。操作过程中需谨慎保护牙齿及口腔黏膜。缓慢推进喉镜片，直至清晰看到会厌，并越过喉入口。利用手腕力量上抬喉镜片，抬高会厌，从而获得清晰的喉部视野。</li>
	<li>将一根6.5 Fr或7 Fr带导丝的气管插管（ETT）经声门插入气管。若因黏膜刺激引起喉痉挛，可在声带及中线舌会厌区局部应用2%利多卡因，随后重新评估。</li>
	<li>在牢固握住气管插管的前提下，于将其完全送入气管前取出导丝。向气囊内注入10 - 15 cm3空气，以防止气囊周围漏气及胃内容物误吸。</li>
	<li>通过呼吸过滤器（温湿交换器）将气管插管连接至机械呼吸机，并用棉质胶带围绕吻部（上颌）固定气管插管。</li>
	<li>若插管失败，应让动物短暂自主氧合并通气，再尝试下一次插管。</li>
	<li>确保机械通气参数设置恰当：使用21%氧气与空气混合气体；潮气量为7 - 10 mL/kg体重；呼吸频率为10 - 15次/分钟，以维持呼气末pCO2在40 mmHg ± 2 mmHg范围内。</li>
	<li>将脉搏血氧饱和度仪探头置于耳、舌或尾部，以监测血氧饱和度和心率。将直肠探头经肛门插入，用于持续监测体温。 
	注意：应使用加热控温手术台、加热垫或加热毯将动物体温维持在38 °C至40 °C之间。</li>
	<li>在整个操作过程中，使用异氟烷（1% - 3%）维持麻醉。期间通过夹捏后肢测试痛觉反射来评估麻醉深度，同时监测呼吸机上的呼吸频率是否与设定值一致。 
	注意：过度通气提示麻醉深度不足。</li>
</ol>
3. 手术部位消毒（准备与铺巾）
<ol>
	<li>为实验操作准备切口部位及其周围的大片区域。实验的切口部位包括双侧腹股沟区、双侧颈部以及下腹部。用大量聚维酮碘溶液擦洗手术部位5分钟，以进行消毒。</li>
	<li>使用干燥、无菌的纱布将皮肤上的聚维酮碘皂液彻底擦去。</li>
	<li>在手术区域周围放置无菌手术巾，以维持无菌手术区域。使用巾钳固定手术巾。用无菌洞巾覆盖动物身体，防止手术部位受到任何污染。</li>
</ol>
4. 插管
<ol>
	<li>股动脉和股静脉插管 
	注意：进行右侧股动脉、左侧股动脉和左侧股静脉插管。右侧股动脉使用14 Fr导入鞘管，用于主动脉球囊阻断导管的置入；左侧股动脉使用5 Fr导管，用于远端平均动脉压（MAP）监测；左侧股静脉置入8 Fr导管，用于液体输注和血液采集。所有插管均采用开放式Seldinger技术建立血管通路。15.
	<ol>
		<li>在进行切口前，通过捏压动物的后肢来评估麻醉深度。</li>
		<li>使用装有10号无菌外科刀片的手术刀，在右侧腹股沟皱襞上下方各4 cm处做一垂直的8 cm切口。</li>
		<li>切开皮下组织和肌肉，使用两个韦特兰纳拉钩以获得适当的术野暴露。必要时可使用陆军-海军拉钩进行额外牵拉。</li>
		<li>使用 Mixter 直角钳和&#160;使用电灼分离结缔组织，直至清晰暴露神经血管束。</li>
		<li>小心解剖动脉，保留最外侧的神经结构。</li>
		<li>小心地将位于最内侧的静脉从动脉旁分离出来。</li>
		<li>使用2-0丝线结扎控制动脉的近端和远端。</li>
		<li>使用20 G斜面穿刺针穿刺动脉。通过观察针另一端搏动性血液流出，确认针尖在血管腔内的适当位置。</li>
		<li>通过弯头针的管腔送入一根圆头0.35英寸导丝。</li>
		<li>沿导丝撤出针头。固定导丝，防止其发生移位。</li>
		<li>沿导丝插入10 Fr扩张器以扩张动脉开口。移除10 Fr扩张器。沿导丝插入14 Fr导入鞘。</li>
		<li>小心地将扩张器连同导丝从插入鞘中取出，同时保持套管位于动脉内。</li>
		<li>冲洗插入鞘以确保其位于血管腔内。</li>
		<li>使用3-0聚乳酸羟基乙酸缝线将导管末端固定到位。</li>
		<li>使用3-0尼龙缝线对覆盖的皮肤进行临时的连续缝合关闭。</li>
		<li>采用5 Fr导管（无需预先扩张）重复上述步骤，进行左侧股动脉插管。以类似方法游离左侧股静脉，并使用8 Fr导管进行插管。用3-0尼龙缝线行表层皮肤的临时连续缝合关闭。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>颈动脉和外颈静脉插管 
	注意：进行双侧颈外静脉和左侧颈总动脉插管。将5 Fr导管置入左侧颈总动脉用于近端平均动脉压（MAP）监测，8 Fr导管置入左侧颈外静脉以提供额外的中心静脉通路，用于液体输注和血管加压药输注。将9 Fr导管置入右侧颈外静脉，用于肺动脉导管插入术，配合肺动脉导管使用。例如，Swan-Ganz导管），同时在右侧颈总动脉放置血流探头以监测颈动脉血流速率。所有插管操作均采用Seldinger法进行血管通路建立。
	<ol>
		<li>使用10号手术刀，在颈部左侧距正中线约2 cm处做一条6 cm长的纵向切口。</li>
		<li>使用&#160;使用电灼分离皮下组织，直至暴露胸锁乳突肌（SCM）。</li>
		<li>在切口的近端和远端放置韦特兰牵开器，以实现充分牵开。</li>
		<li>沿胸锁乳突肌的外侧缘进行解剖，以暴露左侧颈外静脉。</li>
		<li>血管插管可通过执行步骤 4.1.8 - 4.1.14 实现。在静脉中插入、冲洗并固定一根 8 Fr 导管。</li>
		<li>暴露左侧颈总动脉时，解剖分离胸锁乳突肌内侧缘。放置韦特兰纳拉钩以扩大术野暴露。</li>
		<li>沿气管外侧缘纵向切开结缔组织。若遇到胸腺，则予以保留。</li>
		<li>暴露颈动脉三角，其内包含颈总动脉、颈内静脉和迷走神经。触诊颈总动脉以确定其走行方向。</li>
		<li>仔细分离颈总动脉与静脉和神经。</li>
		<li>按照步骤 4.1.8 - 4.1.14 进行颈动脉插管。按前述方法在动脉中插入、冲洗并固定一根 5 Fr 导管。</li>
		<li>重复步骤 4.1，解剖并分离右侧颈外静脉和右侧颈总动脉。</li>
		<li>在右侧颈总动脉周围放置一个4 mm的动脉血流探头。在血流探头与血管之间涂抹换能器凝胶，以获得最佳的血流信号传导和采集效果。</li>
		<li>按照步骤 4.1.8–4.1.14，使用 9 Fr 引入鞘管插管右侧颈外静脉。冲洗并固定导管位置。使用 3-0 尼龙缝线对覆盖的皮肤进行临时连续缝合关闭。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 肺动脉导管插入
<ol>
	<li>用生理盐水（NS）冲洗导管的注射端口、近端端口和远端端口，并将其连接至换能器管路。远端端口指定为肺动脉（PA）端口，近端端口指定为中心静脉压（CVP）端口。</li>
	<li>通过移动导管检查监护仪上是否存在伪影波形，以确认导管功能正常。</li>
	<li>将肺动脉导管经无菌套管推进。</li>
	<li>使用3 cm3注射器，向肺动脉导管的气囊内注入不超过1.5 cm3的空气以测试充气功能，随后放空气囊以便将导管插入置入鞘中。</li>
	<li>将肺动脉导管经9 Fr置入鞘插入。当肺动脉导管插入深度达到至少18 cm时，用不超过1.5 cm3的空气充气气囊。</li>
	<li>缓慢推进肺动脉导管，并在插入过程中观察监护仪是否有心律失常。若出现室性异位搏动，应充气并放空气囊以防止进一步进展。若插入过程中遇到任何困难，应放空气囊并将导管回撤后重新插入。</li>
	<li>观察监护仪，评估压力波形从右心房（RA）到右心室（RV），再到肺动脉（PA），最终形成肺动脉楔压（PWP）的转变过程。</li>
	<li>放空气囊，并确认肺动脉压力波形重新出现在监护仪上。 
	注意：从右侧颈外静脉穿刺点算起，导管的适当插入长度约为45–55 cm。</li>
	<li>将无菌套管末端连接至置入鞘，以固定导管在肺动脉内的位置。</li>
	<li>将肺动脉导管的插入端口连接至采集单元，以获取心输出量（CO）和静脉血氧饱和度（SVO2）。</li>
	<li>校准肺动脉导管监测系统。根据动物的体长和体重，对肺动脉导管监测&#160;系统进行体内（in vivo）校准。使用静脉血气分析，结合氧饱和度和血红蛋白水平进行进一步校准。</li>
</ol>
6. 耻骨上膀胱造瘘管置入
<ol>
	<li>使用10号手术刀在腹部正中线做一条5 cm的下腹部切口。</li>
	<li>使用&#160;电凝设备切开皮下组织和白线，解剖过程中应逐层辨认各解剖层次。</li>
	<li>将膀胱移出体外。</li>
	<li>用两把DeBakey镊子夹住膀胱腹侧表面，避开输尿管开口处。</li>
	<li>使用电凝设备在膀胱壁上做一个小切口，暴露其内腔。</li>
	<li>使用吸引器清除膀胱腔内的尿液。若尿液意外溢出至膀胱外，可用手术纱布处理。</li>
	<li>使用4-0聚丙烯缝线对膀胱进行临时荷包缝合关闭。</li>
	<li>将18 Fr Foley导尿管置入膀胱腔内，并用10 cm3注射器充盈气囊。将尿袋连接至Foley导尿管，并固定于手术台侧边。</li>
	<li>结扎4-0聚丙烯缝线，以固定Foley导尿管于膀胱腔内。</li>
	<li>使用3-0尼龙缝线对腹壁表面的皮肤进行临时连续缝合关闭。</li>
</ol>
7. 主动脉球囊导管的完全与部分插入
<ol>
	<li>将动物随机分组，分别接受完全性或部分性主动脉球囊阻断导管。</li>
	<li>通过右侧股动脉的14 Fr插入鞘管，置入0.035英寸、260厘米长的Amplatz硬质导丝，并在腹主动脉和胸主动脉超声引导下将其送入膈上腹主动脉（1区）。</li>
	<li>沿导丝将球囊阻断导管置入主动脉1区，以在出血后实施阻断。</li>
	<li>通过超声成像确认主动脉球囊阻断导管最终位于主动脉1区。</li>
</ol>
8. 术中血流动力学与实验室监测
<ol>
	<li>使用管路、换能器和连接管将有创导管连接至监护系统，并将有创监测系统在动物心脏水平处“调零”，以确保监测数据的准确性。</li>
	<li>在整个实验过程中记录生理数据，包括近端和远端平均动脉压（MAP）、心率（HR）、中心静脉压（CVP）、心输出量（CO）、肺动脉压（PA pressure）、混合静脉血氧饱和度（SVO2）、呼气末二氧化碳（end-tidal CO2）以及核心体温。</li>
	<li>在出血和球囊充气阶段每5分钟记录一次上述变量，在实验其余阶段每15分钟记录一次。</li>
	<li>在四个时间点采集血样：基线期（BL）、休克后（PS）、复苏后（PR）以及实验结束时（E）。每个时间点采集10 mL血液，用于血浆和血清分析。</li>
	<li>通过动脉血气（ABG）注射器采集最多1 mL血液进行动脉血气分析。在上述每个时间点以及实验过程中必要时进行ABG采样，并使用血气分析仪进行检测。 
	注意：每次采血后应在10分钟内完成分析，因为超过10分钟的延迟可能降低结果的准确性16。</li>
</ol>
9. 出血
<ol>
	<li>计算总血容量（TBV）。 
	TBV（单位：mL）= 体重（g） × 0.06 + 0.77</li>
	<li>在20分钟内使用自动泵放血TBV的35%。前7分钟放出一半，随后13分钟放出另一半。</li>
	<li>将血液收集至标准血袋中，并于4 °C保存，以备后续输血使用。</li>
	<li>若平均动脉压（MAP）降至30 mmHg以下，应立即停止放血，关闭异氟烷，静脉推注50–100 mL生理盐水（NS）。</li>
	<li>当平均动脉压（MAP）恢复至30 mmHg时，重新开始放血。</li>
</ol>
10. 主动脉球囊阻断导管充气与全血复苏
<ol>
	<li>用9 - 12 cm³的气体充胀主动脉球囊阻断导管3 直至远端平均动脉压（MAP）在进一步球囊充气后不再出现持续下降。</li>
	<li>从部分主动脉球囊阻断导管中移除导丝以促进远端主动脉血流，而完全主动脉球囊阻断导管则保留导丝。通过超声成像确认主动脉球囊阻断导管位于第1区，以排除导管移位。</li>
	<li>使用间断的3-0尼龙缝线将导管固定于皮肤。</li>
	<li>在主动脉阻断40分钟后，用相当于总血容量20%体积的全血对动物进行复苏 通过 在20分钟内通过自动泵经左侧股静脉导管输注。输血时使用血液加温器，目标温度为40 °C。</li>
	<li>复苏后，在5分钟内逐步放气减压气囊。</li>
	<li>从14 Fr插入鞘中取出主动脉球囊阻断导管。</li>
	<li>在此期间应密切监测血流动力学，因为已知存在缺血-再灌注损伤及其相关低血压的风险。</li>
</ol>
11. 重症监护、观察与复苏
<ol>
	<li>持续观察动物4小时，并连续监测其生理参数和实验室指标。</li>
	<li>给予维持性静脉输液（生理盐水以50 ml/h输注）。</li>
	<li>通过给予30 ml/kg的生理盐水快速推注，使中心静脉压（CVP）目标值达到6 mmHg；当CVP低于目标值时，给予20 ml/kg的生理盐水快速推注。每小时评估一次液体反应性。</li>
	<li>使用去甲肾上腺素输注（0.024 mg/ml）将平均动脉压（MAP）目标值维持在60 mmHg。</li>
	<li>使用加热毯维持生理体温在38–40 °C。</li>
	<li>4小时观察期结束后，通过注射戊巴比妥钠（100 mg/kg）对动物实施安乐死。</li>
</ol>
12. 尸体解剖
<ol>
	<li>移除动物身上所有必要的导管和管道。</li>
	<li>准备一个装有普通冰块的容器，并将其放置在手术台旁，以便在器官组织从体内取出后立即进行冷冻。</li>
	<li>使用手术刀沿左侧胸骨边缘做一条6 cm长的纵向切口，逐层切开皮肤、皮下组织、胸肌和肋软骨，进入胸腔以暴露心脏和肺脏。</li>
	<li>用手术刀切开心包膜，暴露心脏，用镊子夹住心尖，再用手术刀在心尖处切割一块5 × 5 cm的心脏组织。</li>
	<li>用剪刀从肺底前缘处剪取一块5 × 5 cm的肺组织。</li>
	<li>将胸廓切口向下延伸至腹部前正中线，暴露腹腔内脏器。</li>
	<li>用镊子夹住肝脏左叶，切割一块5 × 5 cm的肝组织。</li>
	<li>以相同方法获取脾脏组织样本。</li>
	<li>用右手建立通路进入左侧腹膜后间隙以获取肾脏；在游离肾实质后，横断肾动脉、肾静脉和输尿管，随后去除肾包膜。</li>
	<li>轻轻将粪便从一段长约5 cm的小肠段挤开，用剪刀从肠系膜侧剪取一段5 cm长的肠管。</li>
	<li>用手术刀从大腿股四头肌处切取一段5 × 2 cm的肌肉组织。</li>
	<li>将上述样本进一步切割成小块，放入微量离心管中；通过将离心管置于干冰或液氮中，对组织样本进行速冻处理。</li>
	<li>使用含有福尔马林溶液的50 ml&#160;锥形管，固定长约3 cm的细切组织样本，用于组织学评估。</li>
</ol>

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<li>Nikolian, V. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Valproic+acid+decreases+brain+lesion+size+and+improves+neurologic+recovery+in+swine+subjected+to+traumatic+brain+injury%2C+hemorrhagic+shock%2C+and+polytrauma%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Trauma+and+Acute+Care+Surgery%22%5BJournal%5D)">Valproic acid decreases brain lesion size and improves neurologic recovery in swine subjected to traumatic brain injury, hemorrhagic shock, and polytrauma.</a> The Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 83 (6), 1066-1073 (2017).</li>
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<li>Frankel, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiologic+response+to+hemorrhagic+shock+depends+on+rate+and+means+of+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Physiologic response to hemorrhagic shock depends on rate and means of hemorrhage.</a> The Journal of Surgical Research. 143 (2), 276-280 (2007).</li>
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<li>White, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+porcine+model+for+evaluating+the+management+of+noncompressible+torso+hemorrhage%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Trauma%22%5BJournal%5D)">A porcine model for evaluating the management of noncompressible torso hemorrhage.</a> Journal of Trauma. 71, S131-S138 (2011).</li>
<li>Alam, H. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Putting+life+on+hold-for+how+long%3F+Profound+hypothermic+cardiopulmonary+bypass+in+a+Swine+model+of+complex+vascular+injuries%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Trauma%22%5BJournal%5D)">Putting life on hold-for how long? Profound hypothermic cardiopulmonary bypass in a Swine model of complex vascular injuries.</a> Journal of Trauma. 64 (4), 912-922 (2008).</li>
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<li>Georgoff, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alterations+in+the+human+proteome+following+administration+of+valproic+acid%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Trauma+and+Acute+Care+Surgery%22%5BJournal%5D)">Alterations in the human proteome following administration of valproic acid.</a> Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 81 (6), 1020-1027 (2016).</li>
<li>Dekker, S. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Different+resuscitation+strategies+and+novel+pharmacologic+treatment+with+valproic+acid+in+traumatic+brain+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Research%22%5BJournal%5D)">Different resuscitation strategies and novel pharmacologic treatment with valproic acid in traumatic brain injury.</a> Journal of Neuroscience Research. 96 (4), 711-719 (2017).</li>
<li>Georgoff, P. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Safety+and+Tolerability+of+Intravenous+Valproic+Acid+in+Healthy+Subjects%3A+A+Phase+I+Dose-Escalation+Trial%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Pharmacokinetics%22%5BJournal%5D)">Safety and Tolerability of Intravenous Valproic Acid in Healthy Subjects: A Phase I Dose-Escalation Trial.</a> Clinical Pharmacokinetics. 57 (2), 209-219 (2017).</li>
</ol>

本工作由美国陆军医学研究与物资司令部根据合同编号 W81XWH-16-C-0102 提供支持。本报告中包含的观点、意见和/或研究成果均为作者（们）的观点，除非由其他文件明确指定，否则不应被视为美国陆军官方立场、政策或决策。

在本实验方案中，我们重点介绍了一种猪的出血性休克模型。该模型已被证明具有良好的可靠性和可重复性16,17,18,19。类似的模型已被多项科学研究采用，用于探讨出血性休克对动物生理功能的影响16,20。此外，该模型还被成功用于测试出血性休克的药物和外科治疗干预措施12,13,16,19,21。
<p class="jove_content"...

出血仍是创伤事件患者可预防性死亡的主要原因，在军事环境中占创伤相关死亡的90%，在平民人群中占创伤后死亡的40%1,2。尽管直接加压可治疗可压缩性出血，但非压缩性躯干出血仍难以处理，若不及时进行止血控制，可能致命。传统的复苏性开胸术或剖腹术联合主动脉钳夹术已被证明具有极强的侵入性3,4。该干预措施还需要复杂的筛选算法，以确定遭受创伤的患者是否适合接受此类治疗5。
近年来，人们对一种既往已描述的方法——复苏性主动脉腔内球囊阻断术（resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta, REBOA）6,7,8——重新产生了浓厚兴趣。尽管REBOA在出血情况下可带来短期生存优势，但球囊充气期间对主动脉进行长时间完全阻断可能引发严重问题，包括不可逆的终末器官缺血9,10。为了克服这种潜在的并发症，研究人员正在设计其他替代性的腔内干预策略以控制出血。其中一种受到越来越多关注的策略是主动脉部分阻断11,12。主动脉球囊部分阻断的理念在于，可在阻断部位远端维持血管床的灌注，改善近端主动脉的生理学收缩压（MAP），并在球囊放气后逐步降低后负荷。这些参数的改变正是针对出血动物生理状态所期望的优化。在该方法应用于人体之前，完全性和部分性主动脉球囊阻断导管已在猪的失血性休克模型中进行了广泛测试11,12,13。
多年来，猪已被用于涉及失血性休克的研究。目前对失血性休克病理生理学的大多数认识均来源于利用动物模型（包括猪）开展的研究。猪在出血后病理性容量缺失状态下的生理学特征及稳态反应，特别是与血液凝固和心血管反应相关的方面，已有充分记录，且与人类相似14。失血性休克的猪模型还为研究失血性休克及其他创伤性损伤的治疗策略提供了机会。
本研究中，我们建立了一种在猪身上模拟临床真实情况的失血性休克模型，用于评估血管内治疗策略，包括主动脉完全和部分球囊阻断。我们假设，在接受可控固定体积失血的猪模型中，与主动脉完全阻断相比，部分阻断可产生更优的生理学和实验室指标。
本研究旨在比较部分性与完全性主动脉阻断在猪模型中用于治疗失血性休克时的生理效应。部分性主动脉阻断采用创伤选择性主动脉球囊阻断（SABOT）导管实现（图1）。SABOT导管为双球囊系统，允许管腔内血液流动，从而向阻断远端的血管床提供部分主动脉血流。完全性主动脉阻断则采用单球囊主动脉阻断导管（例如，CODA）实现（图1）。治疗组随机接受复苏性主动脉阻断，分别使用完全性或部分性主动脉球囊阻断导管（n = 2/组）。
该模型的主要步骤包括麻醉诱导与插管、麻醉维持、仪器连接、35% 总血容量（TBV）的失血（总时长20分钟；前7分钟完成一半，后13分钟完成另一半）、主动脉球囊阻断及全血复苏（阻断持续60分钟；在阻断的最后20分钟内进行20%全血复苏）、重症监护监测（240分钟）并进行血流动力学观察，以及安乐死后组织采集。图2展示了本实验所采用的模型。

<table><tbody><tr><td>约克夏-长白猪</td><td>密歇根州立大学兽医农场</td><td></td><td></td></tr><tr><td>麻醉剂：替来他索</td><td>辉瑞</td><td></td><td>剂量：2–8 mg/kg；肌内注射</td></tr><tr><td>抗胆碱药：阿托品</td><td>辉瑞</td><td></td><td>剂量：1 mg；肌内注射</td></tr><tr><td>麻醉剂：异氟烷</td><td>百特</td><td></td><td>剂量：1–5%；吸入</td></tr><tr><td>聚维酮碘</td><td>Humco</td><td></td><td></td></tr><tr><td>70% 酒精</td><td>Humco</td><td>NDC 0395-4202-28</td><td></td></tr><tr><td>Datex-Aespire 麻醉机</td><td>GE 医疗</td><td>7900</td><td></td></tr><tr><td>气管插管</td><td>DEE 兽用</td><td>20170518</td><td>根据动物选择合适尺寸（6.5 或 7.0F）</td></tr><tr><td>喉镜</td><td>Miller</td><td>85-0045</td><td></td></tr><tr><td>导丝</td><td>Hudson RCI</td><td>5-151--1</td><td></td></tr><tr><td>Jelco 20G 静脉留置针</td><td>史密斯医疗</td><td>4054</td><td></td></tr><tr><td>手术室监护仪（生命体征监护仪）</td><td>SurgiVet Advisor</td><td>V9201</td><td>至少需要 2 台</td></tr><tr><td>手术衣</td><td>金伯利-克拉克</td><td>90142</td><td>为外科医生选择合适尺寸。</td></tr><tr><td>无菌外科手套</td><td>Cardinal Health（Allegiance）</td><td>22537-570</td><td>为外科医生选择合适尺寸。</td></tr><tr><td>电凝笔</td><td>Medline</td><td>ESPB 2000</td><td></td></tr><tr><td>吸引管</td><td>Medline</td><td>DYND50251</td><td></td></tr><tr><td>吸引头：Yankauer</td><td>Medline</td><td>DYND50130</td><td></td></tr><tr><td>Bovie Aaron 1250 电凝仪</td><td>Bovie Medical Co. FL</td><td>BOV-A1250U</td><td></td></tr><tr><td>萨尔佩尔刀片 - #10 号</td><td>Cardinal Health（Allegiance）</td><td>32295-010</td><td></td></tr><tr><td>手术刀柄</td><td>Martin</td><td>10-295-11</td><td></td></tr><tr><td>Debakey 镊子</td><td>Roboz</td><td>RS-7562</td><td></td></tr><tr><td>Weitlander 拉钩</td><td>Roboz</td><td>RS-8612</td><td></td></tr><tr><td>梅奥剪刀</td><td>Roboz</td><td>RS-76870SC</td><td></td></tr><tr><td>军用-海军拉钩</td><td>Teleflex</td><td>164715</td><td></td></tr><tr><td>Mixter 直角钳</td><td>Teleflex</td><td>175073</td><td></td></tr><tr><td>5F（1.7 mm）11 cm 插入鞘，带 0.35&quot; 导丝</td><td>波士顿科学</td><td>16035-05B</td><td></td></tr><tr><td>8F（2.7 mm）11 cm 插入鞘，带 0.35'' 导丝</td><td>波士顿科学</td><td>16035-08B</td><td></td></tr><tr><td>20G 角度穿刺针</td><td>Arrow</td><td>AK-09903-S</td><td></td></tr><tr><td>14F（4.78 mm）13 cm 插入鞘，带 10F 扩张器</td><td>Cook Medical</td><td>G08024</td><td></td></tr><tr><td>2-0 丝线，18''（45 cm）</td><td>Ethicon</td><td>A185H</td><td></td></tr><tr><td>3-0 Vicryl 缝线，36''（90 cm）</td><td>Ethicon</td><td>J344H</td><td></td></tr><tr><td>3-0 尼龙线，18''（45 cm）</td><td>Ethicon</td><td>663G</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Prolene 缝线，30''（75 cm）</td><td>Ethicon</td><td>8831H</td><td></td></tr><tr><td>20 ml 注射器</td><td>美敦力/柯惠</td><td>8881512878</td><td></td></tr><tr><td>3 mL 注射器</td><td>美敦力/柯惠</td><td>1180300555</td><td></td></tr><tr><td>6 mL 注射器</td><td>美敦力/柯惠</td><td>1180600777</td><td></td></tr><tr><td>1000 ml 0.9% 氯化钠溶液</td><td>百特</td><td>2B1324X</td><td></td></tr><tr><td>导尿管（18F 30 cc）</td><td>Bard</td><td>0166V18S</td><td></td></tr><tr><td>尿液引流袋</td><td>Bard</td><td>154002</td><td></td></tr><tr><td>9F 10 cm 插入鞘</td><td>Arrow</td><td>AK-09903-S</td><td></td></tr><tr><td>Swan-Ganz 肺动脉导管（8F）</td><td>爱德华生命科学公司，加利福尼亚州伊萨卡</td><td>746F8</td><td></td></tr><tr><td>颈动脉血流探头系统</td><td>Transonic，纽约州伊萨卡</td><td></td><td>3、4 或 6 mm 探头</td></tr><tr><td>SABOT 导管</td><td>Hayes 公司</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CODA 球囊导管</td><td>Cook Medical</td><td>8379144</td><td></td></tr><tr><td>超声仪，M-Turbo</td><td>SonoSite</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Amplatz 硬质导丝（0.035 英寸，260 cm）</td><td>Cook Medical</td><td>G03460</td><td></td></tr><tr><td>动脉血气针</td><td>史密斯医疗</td><td>4041-2</td><td></td></tr><tr><td>动脉血气分析仪</td><td>Nova 生物化学</td><td>ABL800</td><td></td></tr><tr><td>Masterflex 泵</td><td>科尔-帕默</td><td>HV-77921-75</td><td></td></tr><tr><td>采血管</td><td>泰尔茂</td><td>1BBD606A</td><td></td></tr><tr><td>大容量静脉输液管路</td><td>Hospira</td><td>12672-28</td><td></td></tr><tr><td>戊巴比妥</td><td>辉瑞</td><td></td><td>剂量：100 mg/kg；静脉注射</td></tr><tr><td>Eppendorf 管</td><td>Sorenson</td><td>11590</td><td></td></tr><tr><td>50 cc 锥形管</td><td>Falcon</td><td>352097</td><td></td></tr><tr><td>福尔马林</td><td>飞世尔品牌</td><td>431121</td><td></td></tr><tr><td>Bair Hugger 常温维持系统</td><td>Arizant Healthcare 公司</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

猪出血性休克治疗中的完全性与部分性主动脉阻断

Complete and Partial Aortic Occlusion for the Treatment of Hemorrhagic Shock in Swine

出血仍是创伤中可预防性死亡的首要原因。近年来，不可压迫躯干出血的血管内治疗已成为创伤救治的前沿手段。由于完全性主动脉阻断存在严重隐患，部分主动脉阻断的概念日益受到关注。本文介绍一种用于研究新型部分主动脉球囊阻断导管效果的大型动物失血性休克模型，并将其与基于完全性主动脉阻断原理的导管进行比较。猪在麻醉和仪器准备后，接受可控的固定容积失血，同时监测血流动力学和生理参数。失血后，将主动脉球囊阻断导管插入并充盈于膈上主动脉，持续60分钟，在此期间动物接受相当于总血容量（TBV）20%的全血复苏。球囊放气后，动物在重症监护环境下继续监测4小时，期间根据需要给予液体复苏和血管加压药物。结果显示，部分主动脉球囊阻断在球囊充气期间可改善远端平均动脉压（MAP），降低缺血标志物水平，并减少液体复苏量和血管加压药物的使用。由于猪在失血后的生理特征和稳态反应已有充分记录，且与人类相似，因此猪的失血性休克模型可用于测试多种治疗策略。除用于出血治疗外，主动脉球囊阻断导管因其在心脏骤停、心脏与血管手术以及其他高风险择期手术中的作用而日益普及。

血流动力学与生理参数：
出血后平均动脉压（MAP）立即下降（图3A–3D）。在球囊充气阶段，完全阻断组动物的近端MAP高于部分阻断组动物（图3A和3B）。球囊充气期间，部分阻断组的平均远端MAP高于完全阻断组（球囊充气阶段平均远端MAP；部分阻断组：31 ± 2.9 mmHg，完全阻断组：16.5 ± 1.14 mmHg；p > 0.05），反映了部分保留的远端主动脉血流（图3C和3D）。复苏后，两组的近端和远端MAP均升高，并在球囊放气后恢复至基线水平，此状态持续至重症监护阶段的剩余时间（图3A–3D）。
<p class="jove_content" fo:ke...

本文介绍了一种在猪身上建立的出血性休克模型实验方案，该模型利用主动脉阻断作为创伤后确定性治疗前的过渡手段。该模型可用于测试多种外科和药物治疗策略。

出血仍是创伤中可预防死亡的首要原因。针对不可压迫性躯干出血，血管内治疗手段已处于……

该方法有助于解答创伤救治领域中的关键问题，包括治疗非压迫性躯干出血的策略。此技术的主要优势在于，可在生理状态与人类相似的临床真实感大型动物模型中，评估相关的血管内复苏策略。该技术的应用前景可延伸至创伤导致的失血性休克治疗，而失血性休克是创伤中可预防性死亡的首要原因。通常，初次接触该方法的人会遇到困难，因为该操作需要具备外科手术技能以及对重症监护生理学的了解。通过后肢夹捏确认达到适当的镇静水平后，使用配备12英寸带光源Miller喉镜片的传统喉镜，将喉镜片尖端经麻醉猪的口咽部送入。注意避免损伤口腔黏膜或牙齿，缓慢推进喉镜片尖端至会厌部位，用喉镜片抬起会厌，并继续越过喉口，直至清晰暴露喉部结构。将一根6.5或7号弗朗奇气管导管插入导丝后，经声门置入气管，然后向气囊注入10至15立方厘米空气，以防止气体从气囊周围泄漏或胃内容物误吸。随后，通过呼吸过滤器将气管导管连接至机械通气机，并用棉质胶带将导管固定于上颌。进行股动脉和股静脉插管时，用大量聚维酮碘对术区消毒五分钟，并在术区周围铺置无菌手术巾，以保持手术区域的无菌状态。使用装有10号无菌外科刀片的手术刀，确定腹股沟皱褶位置，在右侧腹股沟皱褶上方四厘米和下方四厘米处，沿垂直方向做一条八厘米长的切口。逐层分离皮下组织，并在切口中放置两个Weitlaner牵开器。使用Mixter直角止血钳和电凝设备，分离结缔组织和肌肉，直至清晰暴露血管神经束，并小心分离动脉，注意保护外侧神经。使用20号斜面穿刺针穿刺动脉，并通过斜面针的管腔送入圆头、0.35英寸的导丝。导丝到位后，在导丝上撤出穿刺针，同时对动脉切口处施加轻微压力以防止出血，然后沿导丝插入14 French的导入鞘。随后，按照上述方法插管左侧股动脉和股静脉。进行颈动脉和左颈外静脉插管时，使用10号刀片手术刀在颈部左侧距正中线约2厘米处作一条6厘米长的纵向切口。使用电凝刀分离皮下组织，直至暴露胸锁乳突肌，并沿该肌的外侧缘进行分离，以暴露左侧颈外静脉。随后，如前所示，使用8F导管对该血管进行插管。暴露左侧颈总动脉时，解剖胸锁乳突肌内侧缘，直至观察到包含颈总动脉、迷走神经和颈内静脉的颈动脉三角。使用5F导管如前所述进行颈总动脉插管。对对侧进行解剖时，分离右侧颈外静脉和右侧颈总动脉，操作方法与其同侧对应结构的分离方法相同。然后，使用9 French的引入鞘管穿刺右侧颈外静脉，并将直径为4毫米的颈动脉血流探头放置于右侧颈总动脉周围。接着，将肺动脉导管经9 French插入鞘管插入右侧颈外静脉，深度为15至18厘米。导管到位后，用不超过1.5 mL的空气充盈球囊。推进导管，并观察监护仪以评估压力从右心房到右心室，再到肺动脉，最后到肺动脉楔压的转变过程。随后放气球囊，确认监护仪上恢复肺动脉压力波形。对于膀胱造瘘管置入术，使用10号刀片手术刀在下腹部正中做一5厘米长的切口，并将膀胱引出至体外。使用电灼术在膀胱上做一个小切口，吸出尿液，并用4-0聚丙烯缝线对膀胱进行临时荷包缝合关闭。将18法式 Foley 导尿管置入膀胱腔内，使用10立方厘米注射器充盈气囊。然后打结固定缝线，以确保导尿管稳定位于膀胱腔内。进行主动脉球囊导管插入时，将一根0.035英寸、260厘米长的Amplatz硬质导丝经14 French插入鞘管送入。使用超声确认导丝位于腹腔干上方的主动脉内，随后沿导丝将球囊阻断导管插入至腹腔干上方的主动脉。计算出总血容量后，使用自动泵在20分钟内将总血容量的35%放血至标准采血袋中，并在4摄氏度下保存。当所有血液储存完毕后，用9至12立方厘米的空气充盈主动脉球囊阻断导管，或持续充气直至再次充盈球囊后远端平均动脉压不再进一步下降为止。阻断40分钟后，使用自动泵经左侧股静脉导管在20分钟内以相当于总血容量20%的全血对动物进行复苏。 随后，在五分钟内逐步放气。在球囊充气阶段，完全阻断组动物的近端平均动脉压高于部分阻断组动物，而部分阻断组在球囊充气期间的远端平均动脉压高于完全阻断组，反映了远端主动脉存在部分血流。复苏后，两组动物的近端和远端平均动脉压均升高，并在球囊放气后恢复至基线水平，直至重症监护阶段结束。所有动物在出血后均立即出现反射性心动过速，并在两组的球囊充气阶段逐渐加重。出血后，两组动物的中心静脉压均下降，在球囊放气后上升，并在复苏后恢复至基线水平。同样，两组动物的心输出量在出血后下降，在球囊充气期间上升，并在复苏阶段球囊放气后恢复至基线水平。出血后，两组的颈动脉血流均立即减少，完全阻断组的颈动脉血流率高于部分阻断组。复苏及球囊放气后，两组的颈动脉血流率均恢复至接近基线水平，但完全阻断组的恢复水平较低。观看本视频后，您应能更好地理解如何利用大型动物模型，通过血管内策略测试主动脉阻断的效果。此外，与其他外科手术一样，必须小心操作器械，才能确保手术安全进行。

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完全性和部分主动脉闭塞治疗猪失血性休克

失血性休克是严重创伤患者中的一种严重并发症，可导致危及生命的氧供不足。本文介绍一种通过猪放血诱导失血性休克的标准化方法，该方法由血流动力学和脑微循环氧合指标指导。...

基于脑部氧合监测与扩展血流动力学监测的猪标准化失血性休克诱导方法

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肾下腹主动脉瘤的猪模型

一种商用导管旨在实现真正意义上的部分主动脉腔内球囊阻断（REBOA），并解决与完全主动脉阻断相关的并发症。早期临床报告显示，与完全阻断相比，部分REBOA可改善再灌注过渡过程，减轻远端缺血，并延长安全阻断时间。...

用于出血性休克的完全性与部分性复苏性主动脉内球囊阻断

本方案描述了一种用于猪升主动脉缩窄的微创外科手术方法。...

一种猪主动脉瓣狭窄的微创模型

本研究提出了一种用于猪腋部连接性出血的混合定量模型，可提高院前止血干预评估的准确性。...

一种用于猪腋部连接性出血新型混合定量评估模型

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经主动脉途径干预正常巴马猪瓣下结构的外科手术方法

出血性休克模型一直是可靠且可重复的研究工具，有助于识别和理解创伤后与炎症及器官损伤相关的信号通路。本文详细描述了小鼠出血性休克实验过程中涉及的手术与机械操作步骤。...

固定容量或固定压力：一种小鼠出血性休克模型

我们介绍一种高度可重复的啮齿类动物主要脑血管永久性闭塞的方法。该技术可实现极小的周围组织损伤、最少的失血量、较高的长期存活率，以及与人类临床人群相符的稳定梗死体积。...

永久性脑血管阻塞 通过 双结扎与横断

本方案描述了一种用于追踪颞叶癫痫（TLE）患者内侧网络测量指标演变过程的方法。该方法基于颅内记录与一种新颖的数值数据分析技术的结合。具体而言，我们提出了一种针对卵圆孔记录数据的网络分析方案。...

耐药性颞叶癫痫患者卵圆孔电极记录的网络分析

可摘除的聚甲基丙烯酸甲酯（PMMA）义齿容易发生细菌黏附和菌斑形成。与义齿菌斑相关的感染是老年人群中严重口腔及全身性并发症的来源。本文介绍一种新型处理方法，使用2-甲基丙烯酰氧乙基磷酸胆碱共聚物 poly(MPC-co-BMA-co-MPAz) 对 PMMA 义齿进行处理，以抑制 PMMA...

2-甲基丙烯酰氧基乙基磷酸胆碱聚合物处理全口义齿以抑制义齿菌斑沉积

了解使用猪失血性休克模型进行主动脉闭塞的创伤救治方法。该技术通过模拟人体生理的大型动物模型，帮助研究人员测试血管内复苏策略，改善非压迫性躯干出血的治疗效果。

猪出血性休克治疗中的完全性与部分性主动脉阻断

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