Name: 在 Vivo 感染利什曼病亚马孙病评估小鼠的寄生虫毒性 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-02-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: 了解利什曼原虫毒力评估方法，通过小鼠足底注射建立皮肤利什曼病感染模型。该技术可同时评估宿主炎症反应与寄生虫复制，为研究利什曼病控制策略提供可靠的体内实验手段。

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我们感谢圣保罗大学生物医学科学研究所动物中心的Niels Olsen Saraiva Câmara教授博士提供的支持，以及Silvia Reni Uliana教授博士提供玻璃组织研磨器。本工作由圣保罗研究基金会（FAPESP - MFLS资助号2017/23933-3）资助。

所有实验操作均经圣保罗大学生物科学研究所动物护理与使用委员会批准（CEUA 342/2019），并遵循圣保罗州《实验动物护理与使用政策和建议》（州法 11.977，2005年8月25日）以及巴西政府相关规定（联邦法 11.794，2008年10月8日）。第1至第5节中所述的所有步骤均应在层流柜内以无菌方式操作。处理活体Leishmania寄生虫时应使用个人防护装备。
1. L. amazonensis 前鞭毛体在体外非寄生条件下向无鞭毛体的分化15,20,35,36,37,38
注意：L. amazonensis（MHOM/BR/1973/M2269）（La）寄生虫用于本实验。根据研究目的的不同，感染性寄生虫形态可通过密度梯度法纯化前循环型获得，方法如前所述14，或通过将前鞭毛体体外分化为无菌型无鞭毛体，具体步骤如下。
<ol>
	<li>在含有 10 mL 无鞭毛体培养基（pro-medium，pH = 7.0）的 25 cm2 细胞培养瓶中培养 La 前鞭毛体。</li>
	<li>于 25 °C 培养 3 天。 
	注意：使用体外传代少于 10 代的前鞭毛体培养物，以避免寄生虫毒力丧失及非整倍性变化39,40,41,42,43,44。</li>
	<li>将 5 mL 对数生长期的前鞭毛体培养物移入一个新的 25 cm2 培养瓶中。</li>
	<li>加入 5 mL 无菌培养基（ama-medium，pH = 5.2）。</li>
	<li>于 34 °C 培养 3–4 天。</li>
	<li>按 1:3 的比例用 ama-medium 稀释培养物，并转移至新的 25 cm2 培养瓶中进行传代。</li>
	<li>于 34 °C 培养 3–5 天。 
	注意：无菌培养的无鞭毛体最多培养 5 天，此时代表成熟阶段的结束37。</li>
</ol>
2. C57BL/6 足垫感染 L. amazonensis
注意：实验所用雌性 C57BL/6 小鼠（6-8 周龄）购自圣保罗大学生物医学科学研究所动物中心，并在此中心饲养。动物可自由摄食和饮水。
<ol>
	<li>使用血细胞计数板（即Neubauer计数室），将溶于PBS中的无菌培养无鞭毛利什曼原虫悬液取适量稀释后进行计数。计数无鞭毛的虫体，即为无鞭毛体形态。 
	注意：也可使用台盼蓝（1:1）对可存活无鞭毛体的数量进行计数（即未被台盼蓝染色的细胞）。</li>
	<li>根据所需的接种剂量和接种数量，用 PBS 稀释无菌无鞭毛体（1 × 106 建议使用50 µL PBS中的无菌无鞭毛体。</li>
	<li>用27 G针头的结核菌素注射器吸取制备好的寄生虫悬液。</li>
	<li>使用异氟烷（3-5%）麻醉C57BL/6小鼠，具体操作参照约翰斯·霍普金斯大学动物护理与使用委员会的建议45通过测试小鼠对脚趾夹捏的反应来评估麻醉深度。</li>
	<li>接种50 µL均质化的寄生虫悬液（1 x 106 使用预先装填好的结核菌素注射器（步骤 2.3），将无菌的无鞭毛体或所需接种剂量注入左后足垫的皮下组织。</li>
</ol>
3. 小鼠足垫病变发展
<ol>
	<li>每周使用游标卡尺测量一次左后足垫（感染侧）和右后足垫（非感染侧）的厚度，以评估病灶的进展情况。</li>
	<li>每周计算左后足垫与右后足垫厚度之间的差值，用于评价病灶的发展进程。</li>
	<li>将计算得到的差值绘于Y轴，感染时间绘于X轴，并进行统计学显著性分析。 
	注意：根据动物护理与使用委员会的建议，必须在感染病灶发生溃疡前处死动物，因为皮肤溃疡可能导致继发性感染。如补充图1所示，在本实验所用的寄生虫剂量（106 无菌无鞭毛体）和宿主品系（C57BL/6）条件下，病灶出现溃疡征象约需10周时间。因此，应在观察到溃疡征象之前对小鼠实施安乐死并取出病灶组织。</li>
</ol>
4. 小鼠足垫病灶提取与寄生虫限稀释法
<ol>
	<li>为有限稀释实验准备一个96孔板（平底）46,47 通过向所有孔中加入 180 µL 前体培养基。 
	注意：每只动物使用四孔（即半块板），代表四次重复检测（例如，动物1 = A-D孔；动物2 = E-H孔）。</li>
	<li>每处病灶加入1 mL预培养基至玻璃组织研磨管中，并称量管重。 
	注意：试管必须保持无菌，因此若在超净工作台外进行称重，应使用无菌盖子，并连同盖子一起称量。</li>
	<li>用 CO₂ 处死动物2 按照动物护理与使用委员会的建议，将动物放入隔离室。用70%乙醇喷洒对动物进行消毒。</li>
	<li>在脚跟处切除动物的足部以取出感染的足垫，并用70%乙醇喷洒足垫进行消毒。通过将剪刀和镊子浸泡在70%乙醇中，确保其灭菌。</li>
	<li>将受感染的足垫置于无菌培养皿中，使用无菌镊子和手术刀进行解剖，收集所有软组织，弃去骨骼。 
	注意：建议在解剖步骤中保持操作的一致性，以避免组织回收出现偏差。</li>
	<li>将收集的组织转移至含有前体培养基的玻璃组织研磨管中，再次称量试管重量以确定病灶组织重量。 
	注意：避免将镊子和手术刀直接放入培养基中，以免带出少量培养基，导致组织重量被低估。病灶组织的重量通过以下方式计算：用含有预培养基及所收集组织的试管重量减去仅含预培养基的试管重量。</li>
	<li>使用研磨器对组织进行10次匀浆，以实现完全的组织破碎。</li>
	<li>静置混合物10分钟，然后收集20 µL上清液。</li>
	<li>在1中加入20 µL上清液st 1 的列st 步骤4.1中准备的96孔板的孔中。对接下来的三个孔重复此操作，使每只动物有四个复孔（例如，对于动物1，向每个孔中加入20 µL，并标记为A1、B1、C1和D1）。</li>
	<li>将96孔板中的每个孔充分匀浆st 使用多通道移液器将稀释后的样品从第1列转移20 µL至第10列。然后，从第1列的稀释样品中转移20 µLst 柱至第2nd 柱 
	注意：必须将每一列到下一列的每个孔充分混匀10次。</li>
	<li>重复步骤 4.10 至所有剩余的列，直至最后一列（12）th）并弃去稀释后样品的最后20 µL。 
	注意：每次稀释后均需更换枪头，以避免交叉污染。</li>
	<li>用封板膜密封，在25 °C的湿盒中孵育7天。</li>
</ol>
5. 病变部位寄生虫负荷测定
<ol>
	<li>使用倒置显微镜在培养7天后分析培养板，确定每道中最后一个含有寄生虫的孔。 
	注意：通过目视观察培养基颜色变化和浑浊度，也可对寄生虫生长情况或细胞密度作出初步判断。</li>
	<li>通过将稀释倍数除以病灶重量，计算每道的寄生虫组织负荷量。 
	注意：在某一特定道中，若寄生虫仅存在于第1至第5列（即A1-A5孔显示寄生虫生长阳性），则表明第5列每孔含有1个寄生虫，第4列每孔含有10个寄生虫，依此类推，以十倍递增。第1列每孔含有104个寄生虫，代表初始20 µL上清液（步骤4.7中的未稀释样品）中的寄生虫数量。由于这20 µL已与180 µL前体培养基混合稀释，因此初始管中的寄生虫总数为5 × 105个：(1 × 104) / (0.02 mL) = 5 × 105 个/1 mL。随后，可通过将初始寄生虫浓度除以病灶重量，计算该病灶的寄生虫负荷量：(5 × 105) / 病灶重量（见步骤4.6）。</li>
	<li>以对数Y轴绘制每只动物四重复实验结果的平均值。</li>
</ol>
6. 统计分析
<ol>
	<li>使用每实验组至少五只动物作为重复，以平均值 ± 标准差表示数据。</li>
	<li>采用非配对双尾检验进行统计分析，以 p 值 &#60; 0.05 为差异具有显著性。</li>
</ol>

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

本方案中描述的体内感染实验可使任何研究人员在系统性情境下，结合宿主与寄生虫的相互作用，评估体内皮肤利什曼病。许多研究团队已采用过此类实验22,24,27,29,31,32,34,49，本文在此整合了一套标准化的分步操作流程，同时考虑了部分研究团队可能面临的基础设施限制。该方案还可用于通过体内生物成像技术评估转基因Leishmania寄生虫的毒力50,51,</sup...

利什曼病是全球流行的寄生虫性传染病，在发展中国家构成重要挑战，被世界卫生组织认定为最重要的被忽视热带病之一1,2。利什曼病的临床表现包括皮肤型、黏膜型和/或内脏型。皮肤利什曼病通常由L. amazonensis、L. mexicana、L. braziliensis、L. guyanensis、L. major、L. tropica和L. aethiopica引起3。由于可诱导保护性细胞免疫反应，该病在人体中通常可自愈。然而，细胞免疫反应可能失效，导致疾病进展为播散性皮肤利什曼病4,5。由于Leishmania物种的多样性以及宿主遗传背景的差异，目前尚无可用疫苗6,7。治疗选择也十分有限，因为目前大多数可用药物价格昂贵、具有毒性，和/或需要长期治疗8,9。此外，已有针对现有疗法产生耐药性的报道10,11。
利什曼病的病原体是原生动物寄生虫Leishmania。该寄生虫在其生命周期中呈现两种不同的形态：前鞭毛体，即存在于白蛉体内的具鞭毛形式；以及无鞭毛体，即存在于哺乳动物宿主巨噬细胞内含寄生虫空泡中的细胞内形式12,13。无鞭毛体能够在脊椎动物宿主巨噬细胞的防御机制下入侵、存活并复制的能力，已成为众多研究的主题14,15,16,17。因此，多个研究团队已陆续报道了体外巨噬细胞感染实验，用于评估特定环境因素以及寄生虫和宿主基因对寄生虫感染能力的影响。该实验具有多项优势，例如可适应高通量研究模式、获得结果所需时间相对较短，以及减少实验动物的使用数量18。然而，体外实验的结果存在局限性，因其并不总能重现体内实验的结果14,19,20,21。体内实验能够提供宿主-寄生虫相互作用的系统性生理全景，这是体外实验无法完全模拟的。例如，可通过采集的足垫组织切片或甚至腘窝淋巴结进行免疫组织化学实验，以分析回收的免疫细胞22。
在生物和生物医学研究中，动物常被用作人类疾病的模型，以更好地理解这些疾病的潜在生理机制23。以利什曼病为例，接种途径、接种部位或接种剂量均会影响疾病结局24,25,26,27。此外，人类和小鼠对感染的易感性与抗性在很大程度上受到宿主和寄生虫遗传背景的调控4,5,22,28,29,30,31。BALB/c小鼠对L. amazonensis引起的皮肤感染高度易感，表现为疾病迅速进展，并伴随寄生虫向淋巴结、脾脏和肝脏的播散32。由于疾病可能发展为皮肤转移，感染可导致死亡。相比之下，C57BL/6小鼠在L. amazonensis感染实验中通常形成慢性病灶，并持续携带寄生虫33。因此，利用该特定小鼠品系建立的L. amazonensis感染模型被认为是一种研究人类慢性皮肤利什曼病的优良模型，因其对疾病进展的模拟优于BALB/c小鼠感染模型5,34。
因此，我们认为，小鼠体内感染是研究Leishmania毒力生理学并应用于人类疾病的一种有效方法，可系统性地揭示宿主与寄生虫之间的相互作用。通过对已有成熟检测方法22的重新审视，本文提供了一套完整的、分步操作的C57BL/6小鼠体内感染L. amazonensis的实验方案，内容包括无鞭毛体体外分化、小鼠足垫皮肤接种、病损形成以及寄生虫负荷量的测定。该方案可适用于其他小鼠品系及引起皮肤利什曼病的其他Leishmania物种。总之，本文所述方法对于发现新的抗Leishmania药物靶点和疫苗，以及研究宿主对Leishmania感染的免疫与代谢反应的生理机制至关重要。

<table><tbody><tr><td>96孔板</td><td>Greiner bio-one</td><td>655180</td><td>用于有限稀释实验的平底板</td></tr><tr><td>腺嘌呤</td><td>Sigma</td><td>A8626</td><td>添加至M199细胞培养基中的补充剂</td></tr><tr><td>卡尺</td><td>Mitutoyo</td><td>700-118-20</td><td>用于测量足垫厚度的卡尺</td></tr><tr><td>细胞培养瓶</td><td>Corning</td><td>353014</td><td>体积为25 cm&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt;的细胞培养瓶，用于培养利什曼原虫</td></tr><tr><td>离心机</td><td>Eppendorf</td><td>5804R</td><td>用于根据密度分离样品的设备</td></tr><tr><td>CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 培养箱 34 &amp;deg;C</td><td>Thermo Scientific</td><td>3110</td><td>用于无鞭毛体分化的培养箱</td></tr><tr><td>乙醇</td><td>Merck</td><td>K50237083820</td><td>用于一般物品的消毒剂</td></tr><tr><td>胎牛血清</td><td>Gibco</td><td>12657-029</td><td>添加至M199细胞培养基中的补充剂</td></tr><tr><td>玻璃组织研磨管</td><td>Thomas Scientific</td><td>3431 E04</td><td>用于收集并破碎感染足垫组织的管子</td></tr><tr><td>葡萄糖</td><td>Synth</td><td>G1008.01.AH</td><td>添加至M199细胞培养基中的补充剂</td></tr><tr><td>GraphPad Prism 软件</td><td>GraphPad</td><td></td><td>用于绘制数据图表并计算统计学显著性的软件</td></tr><tr><td>血红素</td><td>Sigma</td><td>H-2250</td><td>添加至M199细胞培养基中的补充剂</td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Promega</td><td>H5303</td><td>添加至M199细胞培养基中的补充剂</td></tr><tr><td>培养箱 25 &amp;deg;C</td><td>Fanem</td><td>347CD</td><td>用于前鞭毛体培养的培养箱</td></tr><tr><td>倒置显微镜</td><td>Nikon</td><td>TMS</td><td>用于直观分析前鞭毛体和无鞭毛体培养物的设备</td></tr><tr><td>异氟烷</td><td></td><td></td><td>用于小鼠的吸入性麻醉剂（3-5%）</td></tr><tr><td>层流柜</td><td>Veco</td><td>VLFS-09</td><td>用于无菌操作区域的生物安全柜</td></tr><tr><td>M199细胞培养基</td><td>Gibco</td><td>31100-035</td><td>用于利什曼原虫培养的细胞培养基</td></tr><tr><td>微量离心管</td><td>Axygen</td><td>MCT150C</td><td>用于样品收集、处理和储存的微量管</td></tr><tr><td>多通道移液器</td><td>Labsystems</td><td>F61978</td><td>用于有限稀释实验的多通道移液器</td></tr><tr><td>NaHCO&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;</td><td>Merck</td><td>6329</td><td>添加至M199细胞培养基中的补充剂</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>Sigma</td><td>S8045</td><td>添加至M199细胞培养基中的补充剂</td></tr><tr><td>血球计数板</td><td>HBG</td><td>2266</td><td>用于计数寄生虫悬液的血细胞计数器</td></tr><tr><td>光学显微镜</td><td>Nikon</td><td>E200</td><td>用于计数寄生虫的光学设备</td></tr><tr><td>封口膜</td><td>Bemis</td><td>349</td><td>一种柔韧且耐久的塑料膜，用于密封培养板</td></tr><tr><td>青霉素/链霉素</td><td>Gibco</td><td>15140122</td><td>添加至M199细胞培养基中的补充剂</td></tr><tr><td>培养皿</td><td>TPP</td><td>93100</td><td>用于解剖足垫组织的无菌培养皿</td></tr><tr><td>移液器套装</td><td>Gilson</td><td>F167360</td><td>包含四支移液器（P2、P20、P200、P1000）的微量移液器套装</td></tr><tr><td>电子天平</td><td>Quimis</td><td>BG2000</td><td>用于称量采集的足垫病灶组织的设备</td></tr><tr><td>手术刀</td><td>Solidor</td><td>10237580026</td><td>用于切割和采集足垫组织的手术刀</td></tr><tr><td>10 mL 血清移液管</td><td>Nest</td><td>327001</td><td>用于转移毫升体积液体的无菌移液管</td></tr><tr><td>移液枪头</td><td>Axygen</td><td></td><td>用于转移微升级别液体的移液器枪头</td></tr><tr><td>台盼蓝</td><td>Gibco</td><td>15250-061</td><td>用于计数活寄生虫的染料</td></tr><tr><td>胰蛋白胨</td><td>Merck</td><td></td><td>添加至M199细胞培养基中的补充剂</td></tr><tr><td>结核菌素注射器</td><td>BD</td><td>305945</td><td>带有27G针头的注射器，用于接种寄生虫悬液</td></tr></tbody></table>

体内感染 leishmania amazonensis 评估小鼠体内寄生虫毒力

In Vivo Infection with Leishmania amazonensis to Evaluate Parasite Virulence in Mice

利什曼原虫 spp. 是引起利什曼病的原生动物寄生虫，该病临床表现多样，从皮肤型病变到内脏型病变不等。目前估计有1200万人感染 利什曼原虫 全球范围内，超过10亿人面临感染风险。 Leishmania amazonensis 在中美洲和南美洲呈地方性流行，通常导致皮肤型疾病，该类型可在动物模型中直接观察到。因此， L. amazonensis 菌株是皮肤利什曼病研究的良好模型，因为它们也易于在体外培养。C57BL/6小鼠可模拟 L. amazonensis驱动的疾病进展，被认为是研究皮肤利什曼病的最佳小鼠品系之一。在脊椎动物宿主体内，尽管巨噬细胞具有防御机制，这些寄生虫仍可在其内生存。已有许多研究采用体外巨噬细胞感染实验，以评估不同条件下寄生虫的感染能力。然而，体外方法仅限于孤立的细胞系统，忽略了整个机体的免疫应答。本文整合了一种体内小鼠感染方法，可系统性地反映宿主与寄生虫相互作用的生理状态。以下为C57BL/6小鼠体内感染的详细实验方案 L. amazonensis 包括寄生虫向感染性无鞭毛体的分化、小鼠足垫皮肤接种、病灶形成及寄生虫负荷量测定。我们推荐这一成熟的方法作为研究宿主对皮肤利什曼病免疫与代谢反应生理学的最适宜方法。

Leishmania 原虫寄生虫在其无脊椎动物和脊椎动物宿主中的生活史中存在两种发育形态：前鞭毛体（promastigotes），即存在于雌性白蛉肠腔内的增殖形态；以及无鞭毛体（amastigotes），即存在于哺乳动物宿主细胞内含虫空泡中的增殖形态。前鞭毛体具有长约20 µm、宽约1.5 µm的细长体形，通常从其前端伸出一根鞭毛。无鞭毛体呈圆形或卵圆形，大小范围为长2–6 µm、宽1.5–3 µm，具有一根不明显的鞭毛12,13（图1A）。当无脊椎宿主（属于 Psychodidae 科的吸血昆虫）吸血时，会摄入含有 Leishmania 无鞭毛体的巨噬细胞。一旦这些细胞进入白蛉的消化道，无鞭毛体即被释放，并分化为前循环前鞭毛体（procyclic promastigotes）（图1</...

此处，我们提供了一套整合的实验方案，用于评估小鼠皮肤感染情况 Leishmania amazonensis这是一种研究寄生虫毒力的可靠方法，可系统地观察脊椎动物宿主对感染的反应。

体内感染 Leishmania amazonensis 评估小鼠体内寄生虫毒力

利什曼原虫属（Leishmania spp.）是一类引起利什曼病的原生动物寄生虫，该病具有广泛的临床表现，从皮肤型到……

该方案适用于研究利什曼原虫的毒力，因为它能够提供脊椎动物宿主对皮肤感染的系统性视角。采用该方案的主要优势在于，可使研究人员同时评估宿主的炎症反应和寄生虫的复制情况。该方法可用于表征多个与毒力相关的靶点和治疗方法，从而为皮肤利什曼病的防控提供新的见解。该方法也可应用于其他小鼠品系以及引起皮肤利什曼病的利什曼原虫物种。本实验包含若干关键步骤，例如需要由经过培训的人员操作，操作者应熟练进行小鼠操作，并具备足垫注射经验，以避免意外接触感染性材料。本实验操作将由本实验室技术员 Ricardo Zampieri 博士演示。首先，在含有10毫升pro-培养基的25平方厘米细胞培养瓶中，于25摄氏度下培养L.amazonensis前鞭毛体3天。孵育结束后，用移液器将5毫升处于对数生长期的前鞭毛体培养物转移至新的培养瓶中。向该培养瓶中加入5毫升ama-培养基，并在34摄氏度下孵育3至4天。在新的培养瓶中，用新鲜的ama培养基以1:3的比例稀释培养物，进行传代培养。然后继续孵育3至5天。取一份用PBS稀释的无菌阿米巴体悬液，转移至血细胞计数板，计数无鞭毛的寄生虫。然后，根据所需的接种剂量和计划接种的数量，用 PBS 稀释该悬液。用 27 号针头的结核菌素注射器吸取制备好的寄生虫悬液。通过脚趾夹捏法确认小鼠已完全麻醉，随后将 50 µL 悬液接种于左后足垫的皮下组织中。每周记录一次病灶的进展情况，使用卡尺测量感染和未感染足垫的厚度，并计算两个足垫之间的厚度差以评估病灶进展。每个病灶加入1 mL预培养基至玻璃组织研磨管中，并称量该管重量。用70%乙醇喷洒足垫进行消毒，从动物脚跟处截下足部以取出感染的足垫。将剪刀和镊子浸泡在70%乙醇中以确保其无菌。将足垫置于无菌培养皿中，用镊子和手术刀进行解剖。收集所有软组织，并弃去骨骼。将收集的组织转移至玻璃组织研磨管中，再次称量管重以确定病灶组织重量。使用研磨器将组织充分研磨10次，确保组织完全破碎，随后静置使混合物沉淀。取20微升上清液，加入根据文稿说明预先准备好的96孔板的第一列第一孔中。对接下来的三个泳道重复此步骤，以获得每只动物的四份平行结果。使用多通道移液器将每个孔中的样品充分混匀10次，并将20微升稀释后的样品从第一列转移至第二列。继续进行连续稀释，直至最后一列，最后将最后一列多余的20微升稀释样品弃去。用封板膜密封培养板，在湿润环境中于 25 摄氏度孵育七天。孵育结束后，在倒置显微镜下观察培养板，确定每道中最后一个含有寄生虫的孔。利什曼原虫寄生虫在其无脊椎动物和脊椎动物宿主生命周期中存在两种发育形态：前鞭毛体和无鞭毛体。无菌条件可在体外模拟不同的宿主环境，维持寄生虫的形态和活力。无菌条件下培养无鞭毛体可模拟脊椎动物宿主体内的酸性环境和升高的温度。在这些条件下，前鞭毛体将分化为无鞭毛体。当转移至中性pH环境并在25摄氏度下培养时，无

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Research

科研

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Immunology and Infection

免疫学与感染

在 Vivo 感染利什曼病亚马孙病评估小鼠的寄生虫毒性

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in vivo 活体成像转基因Leishmania 寄生虫在活体宿主中的分布

通过在背部皮肤进行皮内注射Leishmania前鞭毛体，优化用于皮肤利什曼病的实验性仓鼠模型。该方法在接种、后续观察、病灶特征描述、治疗实施以及临床样本采集过程中均具有优势。动物的运动能力、觅食与饮水行为、嬉戏及社交活动均保持正常。...

仓鼠背部皮肤的皮肤利什曼病：一种用于抗利什曼原虫药物筛选的有效模型

本视频通过用前鞭毛体处理巨噬细胞，研究Leishmania的毒力，从而形成细胞内无鞭毛体。通过核酸荧光染料染色确认Leishmania的毒力。该研究有助于利什曼病新疗法的开发。...

在培养的巨噬细胞中评估Leishmania Virulence

本视频展示了一种用于定量检测寄生虫在骨髓来源巨噬细胞（BMMs）内生长的实验方法。巨噬细胞被运动型和非运动型侵袭期寄生虫感染，...

一种体外定量检测寄生虫在巨噬细胞内生长的实验方法

本文报道了一种利用活体显微成像结合特定图像采集与分析方法，对小鼠肝脏血管系统中单个血管内血流速度进行动态测量与定量的详细实验方法。...

肝脏活体显微成像 利什曼原虫 感染：肝脏血流动力学评估

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巨噬细胞内生长的定量分析是一种快速可靠的毒力评估方法 利什曼原虫 寄生虫

本文通过生物发光成像和PCR技术，对经腹腔（IP）或牙龈内（IG）途径感染L. infantum-Luc的金黄地鼠进行纵向评估。在感染后第1天（1 dpi）、感染后第1周（8 dpi）和感染后第3周（22 dpi）对动物进行评估，并于感染后第50天（50th...

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