Name: 胎儿接触产妇炎症的穆林模型，研究急性胆管炎对新生儿肠道发育的影响 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-24T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 50 s
Description: 了解通过LPS诱导建立胎儿接触产妇炎症的穆林模型，用于研究急性胆管炎对新生儿肠道发育的影响及坏死性小肠结肠炎的发病机制。该方案为探索肠道损伤机制提供了重要工具。

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本工作部分得到了美国国立卫生研究院（DK097335）的支持 &amp;#38; T32AI007260）以及爱荷华大学斯台德家族儿科系。

所有动物实验均经爱荷华大学机构动物护理和使用委员会（协议编号 #8041401）批准。所有动物均饲养于爱荷华大学经国际实验动物评估和认可委员会（AALAC）认证的动物实验设施中。所有小鼠均为野生型 C57Bl/6J 品系。
1. 在妊娠小鼠中建立母体炎症致胎儿暴露模型（FEMI）
<ol>
	<li>LPS 制备
	<ol>
		<li>使用来自大肠杆菌的脂多糖（LPS） 大肠杆菌 O55:B5（储存浓度 2 mg/mL）。</li>
		<li>将LPS储备液用无菌生理盐水按1:100稀释，得到20的使用浓度 &#181;g/mL</li>
	</ol>
	</li>
	<li>母体LPS注射
	<ol>
		<li>在妊娠第15天（e15）对怀孕母鼠进行注射。该时间点约为小鼠妊娠期的75%，在发育阶段上与人类妊娠的早期第三孕期相似，而大多数由绒毛膜羊膜炎引发的早产发生于这一时期。</li>
		<li>注射前立即称量怀孕小鼠的体重，以确定适当的LPS剂量。</li>
		<li>使用以下公式计算工作浓度的剂量：5 &#181;L × 克体重（gbw），LPS 总剂量为 100 &#181;g/kg。对于对照组动物，使用等体积的生理盐水进行注射。</li>
		<li>每次注射前，将LPS溶液在高速下涡旋振荡三次，每次15秒。</li>
		<li>用1 mL注射器抽取LPS体积。</li>
		<li>用抓颈法固定怀孕小鼠，使其呈背卧位，然后进行注射。
		<ol>
			<li>将30号8 mm针头斜面向上插入腹部右下象限（以避开膀胱和腹腔血管），角度为30‒40&#176; 角度。插入约 &#188; 至 &#189; 针的长度。</li>
			<li>回拉注射器活塞，以确保注射前存在负压。若存在负压，则进行注射。</li>
			<li>注射后，观察小鼠约30分钟，随后将其放回笼中继续妊娠。</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 后代的分娩与护理，以及肠道组织采集
<ol>
	<li>在妊娠第20天（e20）通过阴道分娩正常产下仔鼠。 
	注意：该模型存在预期的剂量依赖性胎儿丢失率，如图1所示，并在下文结果部分中讨论。</li>
	<li>让仔鼠留在母鼠身边，自由进食。</li>
	<li>在取材当天（通常为出生后第14天，P14），根据机构动物护理和使用委员会（IACUC）的规程，通过颈椎脱位法对仔鼠实施安乐死。</li>
	<li>使用剪刀和镊子，沿腹中线自上而下切开皮肤和腹膜，切口贯穿整个腹部。用剪刀将小肠从胃部至盲肠处完整剪下，并用镊子去除肠系膜。&#160;</li>
	<li>分离并保留小肠远端的1/3部分（相当于人类回肠的区域），弃去近端小肠、盲肠和结肠。</li>
	<li>用剪刀将回肠部分均分为两半。</li>
	<li>将近端一半放入RNA稳定保存液中，用于后续RNA定量分析。</li>
	<li>将远端一半放入10%中性缓冲福尔马林溶液中，用于制片。</li>
</ol>
3. 肠道损伤评分
<ol>
	<li>将石蜡包埋的组织切片至5 µm厚度，并贴附于玻璃载玻片上。 
	 
	注：我们将样本送至组织学核心实验室进行石蜡包埋、切片及贴片。</li>
	<li>根据标准操作程序对载玻片进行脱蜡。</li>
	<li>根据标准操作程序对切片进行苏木精-伊红染色。</li>
	<li>按照先前描述的方法42,43，采用3分制对切片的肠道损伤程度进行评分。
	<ol>
		<li>使用光学显微镜，由两名独立且不知分组情况的研究人员在20倍放大、数值孔径0.50条件下，依据绒毛完整性及其与基底膜分离情况，按3分制评估总体肠道损伤程度43（补充图1）。</li>
		<li>评分为0分表示黏膜正常。</li>
		<li>评分为1分表示轻度损伤，表现为上皮下Gruenhagen间隙形成、空泡化或局限于固有层或绒毛顶端的上皮下抬升。</li>
		<li>评分为2分表示重度损伤，表现为超过一半绒毛区域的上皮抬升和空泡化、绒毛结构扭曲，或黏膜溃疡及固有层崩解。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. 潘氏细胞和杯状细胞的定量分析
<ol>
	<li>脱蜡后，按照以下步骤，对第2.8步获得的组织切片进行阿利新蓝-过碘酸雪夫（Alcian Blue/Periodic Acid Schiff）染色，以标记杯状细胞和潘氏细胞44,45。 
	注意：尽管阿利新蓝-过碘酸雪夫染色对潘氏细胞或杯状细胞均无特异性，但根据我们的经验，经盲法评估的资深研究人员使用该染色方法进行细胞定量的结果与使用特异性靶向抗体的结果相当，且背景染色显著更少46。</li>
	<li>按以下步骤进行脱蜡、染色和脱水。
	<ol>
		<li>将切片浸入二甲苯中，每次10分钟，重复两次。 
		注意：二甲苯应在通风橱中使用。</li>
		<li>用100%乙醇（EtOH）冲洗。</li>
		<li>将切片依次浸入100%乙醇中3分钟、90%乙醇中3分钟、70%乙醇中3分钟，最后浸入50%乙醇中3分钟。</li>
		<li>在流动的自来水下冲洗5分钟。 
		注意：冲洗时应使组织切片面避开水流，以防组织样本脱落。</li>
		<li>使用标准咖啡滤纸过滤阿利新蓝染液。</li>
		<li>将切片置于阿利新蓝染液中染色15分钟，然后在流动的自来水下冲洗2分钟。</li>
		<li>将1 mg过碘酸溶于200 mL双蒸水中，将切片浸入该溶液中5分钟，随后在流动的自来水下冲洗1分钟。</li>
		<li>用雪夫试剂（Schiff’s reagent）染色10分钟，在流动的自来水下冲洗5分钟。</li>
		<li>用苏木精染色1分钟，然后在流动的自来水下冲洗2分钟。</li>
		<li>将切片浸入酸性酒精（1 mL盐酸与99 mL 70%乙醇混合）中1分钟。</li>
		<li>将切片浸入Scott氏自来水（自来水含0.1% NaHCO3）中1分钟，然后在流动的自来水下冲洗1分钟。</li>
		<li>脱水切片。
		<ol>
			<li>将每张切片在70%乙醇中浸蘸10次，然后在90%乙醇中浸蘸10次，在100%乙醇中浸蘸10次。</li>
			<li>将切片浸入100%乙醇中10分钟，随后在新鲜二甲苯中浸入两次，每次3分钟。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>在样本上滴加一滴封片介质，并盖上盖玻片。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>杯状细胞计数
	<ol>
		<li>使用光学显微镜计数杯状细胞（补充图2）。对每一块肠组织，计数杯状细胞数量及500个上皮细胞，将杯状细胞比例表示为每100个上皮细胞中的数量。杯状细胞的最佳计数条件为20倍放大倍数和0.5数值孔径。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>潘氏细胞计数
	<ol>
		<li>使用光学显微镜计数潘氏细胞（补充图2）。对每一块肠组织，以每条肠隐窝中潘氏细胞的数量表示比例。每块肠组织计数100条肠隐窝。潘氏细胞的最佳计数条件为20倍至60倍放大倍数和0.50至1.30数值孔径。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

绒毛膜羊膜炎影响2%–4%的足月分娩和25%–30%的早产分娩8,9。然而，绒毛膜羊膜炎的影响可能持续至出生后很长时间，因其已被证实对胎儿和新生儿具有显著影响10,11,12,13,14,15,16。尤为重要的是，绒毛膜羊膜炎已被证明与坏死性小肠结肠炎（NEC）的后续发生相关15,16。尽管目前尚不完全清楚，NEC的发病机制可能涉及肠道发育不成熟...

绒毛膜在哺乳动物妊娠过程中发挥着至关重要的作用。它包括绒毛膜和羊膜，具有多种功能：包裹并保护胎儿，促进母体与胎儿隔室之间的旁分泌信号传递1，并在绒毛膜内部形成局部反馈环路，这些环路可能参与启动分娩过程1。目前对这些膜结构的认识表明，羊膜主要提供结构屏障功能，而绒毛膜则主要作为免疫缓冲层，保护发育中的胎儿免受母体免疫系统的攻击2。这些膜的炎症被称为绒毛膜羊膜炎。传统上，临床诊断绒毛膜羊膜炎需满足母体发热，并伴有至少一项胎儿或母体的临床表现3,4。然而，尽管该定义在临床上具有实用性，但其缺乏精确性，使得绒毛膜羊膜炎的研究面临挑战。2015年，美国尤妮斯·肯尼迪·施莱佛国立儿童健康与人类发育研究所（Eunice Kennedy Shriver National Institute for Child Health and Human Development）的一个专家小组通过研讨会，将绒毛膜羊膜炎定义为宫内炎症、感染或两者兼有（即“三I”：intrauterine inflammation, infection, or both）3。这一定义的澄清至关重要，因为虽然微生物引起的感染是子宫/羊膜炎症的重要原因，但其发生频率低于无菌性子宫/羊膜炎症5,6,7。总体而言，绒毛膜羊膜炎仍是一个重要的公共卫生问题，在足月分娩中发生率为2‒4%，在早产分娩中发生率高达25‒30%8,9。
绒毛膜羊膜炎可对胎儿和新生儿产生显著影响。文献中已有充分记载，绒毛膜羊膜炎与早产相关多种发病率风险升高有关，包括支气管肺发育不良10，脑白质损伤11脑室内出血12早产儿视网膜病变13，以及疑似和确诊的早发性新生儿败血症14,15由于我们关注的是未成熟肠道的损伤与修复机制，值得注意的是，绒毛膜羊膜炎还与早产儿坏死性小肠结肠炎（necrotizing enterocolitis, NEC）的后续发生相关。15,16坏死性小肠结肠炎（NEC）是一种早产儿严重的胃肠道疾病，可导致机体对炎症产生异常的免疫反应，并继发肠组织坏死。17每年，美国有超过4000名婴儿受到坏死性小肠结肠炎（NEC）的影响，其中多达三分之一的患儿死于该疾病。18新生儿坏死性小肠结肠炎的发病机制可能涉及肠道发育不成熟、未成熟免疫系统的调节失调、肠道炎症以及细菌移位等多种因素的共同作用19，最终导致肠道坏死的共同通路。值得注意的是，坏死性小肠结肠炎（NEC）的发病常出现在出生后数周，且存在宫内绒毛膜羊膜炎暴露史，因此绒毛膜羊膜炎与后续NEC发生之间的机制联系尚不明确20绒毛膜羊膜炎可能通过激活母体免疫系统，进而引发强烈的胎儿炎症反应，从而干扰胎儿正常的发育模式，这可能是其参与坏死性小肠结肠炎病理生理过程的一种潜在机制。21,22,23.
已有多种哺乳动物的绒毛膜羊膜炎模型，包括啮齿类动物和绵羊模型24,25,26,27,28,29,30,31,32。然而，关于绒毛膜羊膜炎所致母体炎症胎儿暴露（FEMI）后，肠道在新生儿早期之后的发育情况，相关数据仍十分有限。为了探究FEMI与未成熟肠道后续损伤发展之间的关系，我们采用了脂多糖（LPS）诱导的FEMI模型。脂多糖是革兰氏阴性菌胞外表面的主要成分，可强烈激活包括人类在内的多种真核生物的先天免疫系统33。母体注射LPS可引发无菌性炎症级联反应，避免了活菌带来的混杂效应，该模型已被广泛用于早产诱导研究34，同时也是急性绒毛膜羊膜炎及胎儿炎症反应综合征（FIRS）的成熟模型，而FIRS是绒毛膜羊膜炎最严重的形式24,35。已有研究证实，该模型可在绵羊模型中引起脑白质和灰质损伤36，并在小鼠模型中产生类似效应37,38,39,40。据我们所知，我们是首个利用该绒毛膜羊膜炎及FEMI模型，研究其对出生后胃肠道发育影响的研究团队，同时也是首个探索绒毛膜羊膜炎与坏死性小肠结肠炎（NEC）后期发生之间潜在机制联系的研究41,42。

<table><tbody><tr><td>10%中性缓冲甲醛</td><td>Sigma</td><td>HT501128</td><td></td></tr><tr><td>阿辛蓝染色</td><td>新进人员供应</td><td>1003A</td><td></td></tr><tr><td>C57Bl6/J 小鼠</td><td>杰克逊实验室</td><td>664</td><td></td></tr><tr><td>乙醇</td><td>Decon 实验室</td><td>2701</td><td></td></tr><tr><td>HCl</td><td>Sigma</td><td>H1758</td><td></td></tr><tr><td>苏木精染色</td><td>Leica</td><td>381562</td><td></td></tr><tr><td>LPS</td><td>Sigma</td><td>L2880</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO₃</td><td>Sigma</td><td>S6014</td><td></td></tr><tr><td>尼康Eclipse Ni-U显微镜</td><td>尼康</td><td>2CE-MQVJ-1</td><td></td></tr><tr><td>高碘酸</td><td>ACROS</td><td>H5106</td><td>CAS# 10450-59-9</td></tr><tr><td>RNAlater</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>Am7021</td><td></td></tr><tr><td>希夫试剂</td><td>Sigma</td><td>S5133</td><td></td></tr><tr><td>Secor Imager 2400</td><td>Meso Scale Discovery (MSD)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>V-Plex 检测</td><td>Meso Scale Discovery (MSD)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>二甲苯</td><td>Sigma</td><td>534056</td><td></td></tr></tbody></table>

一种用于研究急性绒毛膜羊膜炎对新生儿肠道发育影响的小鼠母体炎症致胎儿暴露模型

A Murine Model of Fetal Exposure to Maternal Inflammation to Study the Effects of Acute Chorioamnionitis on Newborn Intestinal Development

绒毛膜羊膜炎是早产的常见诱因，且与早产相关的多种发病率密切相关，包括坏死性小肠结肠炎（NEC）。然而，这两种疾病之间的机制性联系尚未被阐明。我们采用了一种小鼠绒毛膜羊膜炎模型，该模型通过脂多糖（LPS）诱导母体炎症对胎儿的暴露（FEMI）。这种FEMI模型可引发无菌性的母体、胎盘及胎儿炎症级联反应，而这种反应在许多临床绒毛膜羊膜炎病例中同样存在。尽管已有使用活菌建立的模型，能更准确地模拟上行感染所致绒毛膜羊膜炎的病理生理过程，但这些方法可能对未成熟肠道及其伴随发育中的微生物组的发育产生间接影响。利用本方案，我们已证明LPS诱导的FEMI会导致妊娠丢失和早产呈剂量依赖性增加，并导致子代肠道正常发育的破坏。此外，我们还发现FEMI显著增加子代肠道损伤和血清细胞因子水平，同时减少杯状细胞和潘氏细胞的数量，而这两类细胞均在抵御肠道炎症的先天免疫中发挥第一道防线作用。尽管类似的LPS诱导FEMI模型已被用于研究绒毛膜羊膜炎与中枢神经系统后续异常之间的关联，但据我们所知，本方案是首个尝试阐明绒毛膜羊膜炎与后期肠道发育紊乱之间机制性联系的研究，从而为绒毛膜羊膜炎与NEC之间的关联提供潜在解释。

在胚胎发育第15天暴露于FEMI会导致剂量依赖性的妊娠丢失以及剂量依赖性的早产率（图1）42。在实验中，我们选择使用100 µg/kg的LPS剂量，以尽量减少妊娠丢失和早产（早产与宫内胎儿死亡合计丢失率为50%），同时使胎儿暴露于显著的炎症刺激。
采用该方法，我们随后考察了母体炎症（FEMI）对子代后续损伤的影响。使用3分制组织学评分来评估总体肠道损伤程度，我们发现出生时（P0）以及成年期（P56或生后8周）均存在显著的肠道损伤（图2）。值得注意的是，这些动物除受到FEMI影响外，并未接受任何其他额外刺激，这表明FEMI本身即可破坏新生小鼠肠道的正常稳态。由于小鼠出生时肠道相对不成熟，并在出生后前4周内持续发育47,48，这一现象与同样具有不成熟肠道的早产儿具有相关性。
<p class="j...

我们建立了一种绒毛膜羊膜炎模型，以模拟胎儿在无活体生物并发症的情况下暴露于母体炎症（FEMI）的环境，从而研究FEMI对子代肠道发育的影响。该模型可用于探讨绒毛膜羊膜炎后肠道损伤发生机制的相关病因。

绒毛膜羊膜炎是早产的常见诱因，且与早产相关的多种发病率密切相关，包括坏死性...

该FEMI方案可用于研究胎儿期暴露于母体炎症后对新生儿的长期影响。这一点对于坏死性小肠结肠炎（NEC）的发生发展尤为重要。该技术模拟了绒毛膜羊膜炎中常见的无菌性炎症，且由于不存在活菌，可避免对发育中的肠道及微生物组产生混杂效应。本方案中最重要的步骤是注射LPS以诱导FEMI。必须使用适当剂量的LPS，并确保注射过程不会对妊娠小鼠造成腹腔内创伤。首先用无菌生理盐水将LPS储备液稀释100倍，得到每毫升含20微克的工作浓度。在妊娠第 E15 天对怀孕母鼠进行注射。注射前立即称量小鼠体重，以确定适当的 LPS 剂量，并对对照组动物使用等体积的生理盐水。将 LPS 溶液在高转速下涡旋振荡三次，每次 15 秒。然后用一支一毫升注射器吸取该液体。使用抓颈法固定怀孕小鼠，并使其保持背侧卧位。将30号、8毫米长的针头斜面向上，以30至40度角插入腹部右下象限区域，进针深度约为针头的四分之一至二分之一。回拉注射器活塞以确认负压。若存在负压，则继续进行注射。观察小鼠约30分钟，随后将其放回笼中继续妊娠。 在E20天通过阴道分娩产出仔鼠，并让其与母鼠共同饲养，自由摄食。在出生后第14天采集肠道组织。使用剪刀和镊子沿腹壁中线自上而下切开皮肤和腹膜，切口贯穿整个腹部长度。从胃到盲肠处切除小肠，并去除肠系膜。分离小肠远端的三分之一部分，弃去近端小肠、盲肠和结肠。使用剪刀将回肠部分均分为两段。然后将近端一半组织置于RNA稳定溶液中，用于RNA定量；远端一半组织置于10%中性缓冲福尔马林中，用于制片。将石蜡包埋的组织切成5 µm厚的切片，并贴附于玻璃载片上。对载片进行脱蜡处理，然后按照标准操作流程用苏木精和伊红染色。采用光学显微镜，由两名独立且不知分组情况的研究人员根据三级评分系统对肠道总体损伤情况进行评估，评估内容包括绒毛完整性及其与基底膜的分离程度。正常黏膜评分为0分；轻度损伤评分为1分，其特征包括上皮下Gruenhagen间隙形成、空泡化，或局限于固有层或绒毛顶端的上皮下剥离。将损伤程度评为2分，表示重度损伤，其特征为超过一半绒毛出现上皮剥离和空泡化、绒毛变形，或黏膜溃疡以及固有层崩解。将切片浸入二甲苯中两次，每次10分钟，然后用100%乙醇冲洗。将切片依次浸入100%乙醇、90%乙醇、70%乙醇和50%乙醇中，每种浓度各3分钟。随后将切片置于流动水下冲洗5分钟，冲洗时使组织面背向水流，以防止组织样本脱落。使用标准咖啡滤纸过滤阿尔新蓝染色液，并用其对切片染色15分钟。然后用流动的自来水冲洗两分钟。将1毫克高碘酸溶解于200毫升双蒸水中，并将玻片浸入该溶液中5分钟。用流动水冲洗1分钟后，用希夫试剂（Schiff's reagent）染色10分钟，再用流水冲洗5分钟。接着，用苏木精染色1分钟，然后用水清洗2分钟。将切片浸入酸性酒精中1分钟，随后浸入Scott氏流水1分钟，再用流动的自来水冲洗1分钟。为脱水起见，将每张切片分别在70%乙醇、90%乙醇和100%乙醇中各浸入10次。将切片浸入100%乙醇中10分钟，随后浸入新鲜二甲苯中两次，每次3分钟。在标本上滴加一滴封片剂，然后盖上盖玻片。在显微镜下计数杯状细胞。针对每一块肠组织，计数杯状细胞和500个上皮细胞的数量，然后以每100个上皮细胞中的杯状细胞数表示其比例。同时计数潘氏细胞。针对每一块肠组织，记录每个肠隐窝中潘氏细胞的数量比例，每块肠组织需计数100个肠隐窝。胚胎发育第15天母体炎症的胎儿暴露（FEMI）可导致剂量依赖性的妊娠丢失以及剂量依赖性的早产率。FEMI在出生时及出生后八周均会引发显著的肠道损伤。这种损伤在未对动物施加任何额外刺激的情况下发生，表明仅FEMI即可破坏新生小鼠肠道的正常稳态。研究人员定量分析了小肠远端三分之一区域中产黏蛋白的杯状细胞和产抗菌肽的潘氏细胞的数量。结果发现，与未接受FEMI处理的动物相比，FEMI通过诱导这两类细胞的丢失，破坏了肠道上皮的正常组成。为了研究FEMI对新生鼠炎症反应的影响，定量检测了多种血清炎症标志物，包括白细胞介素-1β、白细胞介素-10、KCGRO和白细胞介素-6，样本来源于经FEMI处理与未处理的幼鼠血清。在出生当天（P0），FEMI显著增强了所有细胞因子的炎症级联反应。在后续不同时间点，炎症级联反应的变化因时间点和细胞因子种类而异。有趣的是，在P7至P28期间，FEMI组与假手术组的IL6水平相似。然而，在 P56 时，FEMI 组的水平显著更高，尽管未进行二次干预。进行初始 LPS 剂量梯度实验至关重要，因为不同批次的 LPS 可能具有不同的活性。我们发现，新生期结局依赖于用于诱导 FEMI 的 LPS 剂量。

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胎儿接触产妇炎症的穆林模型，研究急性胆管炎对新生儿肠道发育的影响

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坏死性小肠结肠炎（NEC）是最严重的胃肠道（GI）疾病，常发生于早产儿，尤其是极低出生体重儿，具有高死亡率且发病机制尚不明确。NEC的病因可能与炎症性免疫调节系统异常有关。建立NEC动物模型是研究NEC疾病免疫机制不可或缺的工具。目前NEC动物模型通常采用C57BL/6J新生小鼠；而BALB/c新生小鼠则较少被使用。相关研究表明，小鼠感染时，与C57BL/6J小鼠相比，BALB/c小鼠更倾向于Th2细胞分化。已有研究提示，NEC的发生与发展与辅助性T细胞2型（Th2）细胞的增加相关，并常伴随感染。因此，本研究采用新生BALB/c小鼠建立NEC模型，该模型具有与NEC患儿相似的临床特征和肠道病理改变。尚需进一步研究以明确该动物模型是否可用于NEC中Th2细胞应答的研究。...

一种新生BALB/c小鼠的坏死性小肠结肠炎模型

本方案描述了一种 体外 坏死性小肠结肠炎（NEC）模型，可用于疾病发病机制的机制性研究。该模型采用微流控芯片，芯片中接种了来源于人类新生儿肠道的肠类器官、内皮细胞以及一名重症NEC新生儿的肠道微生物组。...

结合人类新生儿肠类器官与失调微生物组的坏死性小肠结肠炎微流控模型

建立小鼠阴道上行感染、早产及新生儿发病模型

本方案概述了一种坏死性小肠结肠炎（NEC）的新生小鼠模型，以及随后从新生小鼠小肠固有层中分离免疫细胞的方法。...

一种用于免疫细胞分析的坏死性小肠结肠炎新生小鼠模型及固有层分离方法

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建立早孕期母体免疫激活小鼠模型以评估产前炎症对神经发育的影响

了解通过LPS诱导建立胎儿接触产妇炎症的穆林模型，用于研究急性胆管炎对新生儿肠道发育的影响及坏死性小肠结肠炎的发病机制。该方案为探索肠道损伤机制提供了重要工具。

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