Name: 腹部小鼠心脏移植模型中的血液回路重建 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-03T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 37 s
Description: 学习小鼠异位腹部心脏移植的新型手术技术，通过将供体主动脉与受体腹主动脉、供体胸内下腔静脉与受体下腔静脉进行吻合，重建血液循环。该方法可缩短血管吻合时间，减少热缺血和复跳时间，提高移植成功率，为研究移植免疫学中的同种异体免疫反应提供更可靠的实验模型。

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感谢许云博士在配音方面的帮助，彭建华博士在视频编辑方面的协助，以及安妮卡·库克汉博士的评论与支持。本工作部分得到了德国研究基金会（DFG）为促进国际合作提供的资助（项目号：HO2581/4-1，授予AH）以及中国国家自然科学基金（NSFC；项目号：#81760291，授予FJ）的支持。

所有动物实验均遵循欧洲议会关于用于科学目的动物保护的第2010/63/EU号指令指南进行（伦理委员会批准，#G1071/09）。
注意：初步准备、麻醉、术后护理和监测工作与传统手术方法相同1,2,4。BALB/c小鼠作为心脏供体，C57BL/6J小鼠作为移植受体。小鼠年龄为8–12周，移植时体重约为30 g，在标准条件下饲养。
1. 准备步骤
<ol>
	<li>麻醉时，给予小鼠吸入式异氟烷（2%），直至其入睡，随后进行腹腔注射氯胺酮（100 mg/kg）+ 塞拉嗪（10 mg/kg）+ 乙酰丙嗪（2 mg/kg）。术后镇痛给予美他明唑（200 mg/kg）口服，卡洛芬（5 mg/kg）皮下注射。 
	注意：未使用抗生素，因为这些物质可能影响免疫反应。</li>
	<li>手术时使用一套显微器械，包括显微剪刀、显微镊子、持针器和显微止血钳。还需配备电外科笔。缝合使用7/0、10/0和&#160;4/0尼龙线。</li>
	<li>将小鼠置于异氟烷（2%）吸入盒中，持续40-60秒。用镊子夹压足掌以判断麻醉深度。若对该刺激完全无反应，则进入下一步。</li>
	<li>小鼠入睡后，称量其体重。</li>
	<li>对已麻醉的小鼠进行腹腔注射氯胺酮（100 mg/kg）+ 塞拉嗪（10 mg/kg）+ 乙酰丙嗪（2 mg/kg）。</li>
	<li>剪除腹部毛发，将小鼠置于手术台上。使用聚维酮碘消毒3次，然后用带孔洞的手术巾正确覆盖小鼠。</li>
</ol>
2. 供体手术操作步骤
<ol>
	<li>使用剪刀从颈部向下腹部剪开皮肤，并将皮肤全层剥离至双侧腋窝中线。</li>
	<li>使用剪刀剪开腹壁肌肉，轻轻将内脏向左（操作者视角）推移。用浸有生理盐水的纱布包裹内脏，以安全暴露下腔静脉。</li>
	<li>使用1 mL注射器将0.4 mL肝素溶液（含500 U肝素）缓慢注入下腔静脉，拔针前等待1分钟。</li>
	<li>拔出针头，使用显微剪刀同时剪断下腔静脉和腹主动脉&#160;以加速放血。</li>
	<li>使用剪刀通过U形切口打开胸腔，完全暴露心脏、肺脏及所有胸部血管。
	<ol>
		<li>暴露胸主动脉，切开其管腔的1/2，然后剪断肺静脉，以利于灌注和引流。</li>
		<li>将灌注管插入胸主动脉开口，注入至少2 mL的4 °C冷组氨酸-色氨酸-酮戊二酸盐心脏停搏液（Custodiol HTK溶液）9，直至肺静脉流出液完全澄清且心脏完全停止搏动。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>拔出灌注管并分离胸骨。</li>
	<li>使用显微剪刀切除胸腺，并轻微剥离主动脉弓周围的脂肪组织。</li>
	<li>使用直头和弯头镊子暴露肺动脉主干（位于主动脉弓右侧），并用10/0缝线结扎。</li>
	<li>使用显微镊子分离附着于IIVC的脂肪和结缔组织，暴露上腔静脉（位于主动脉弓左侧），用7/0缝线结扎，并使用显微剪刀在结扎后方将其剪断。</li>
	<li>在主动脉弓下方、IIVC以及双侧心耳下方的心脏基底部绕置7/0缝线。随后结扎肺动脉分支和肺静脉血管。</li>
	<li>使用显微剪刀尽可能远端切断主动脉弓，剪断结扎线下方的肺血管及靠近膈肌处的IIVC。将心脏从胸腔中取出。</li>
	<li>将移植供体心脏置于4 °C冷HTK心脏停搏液中，暂时保存。</li>
</ol>
3. 受体手术操作步骤
注意：初始操作步骤与之前展示的供体小鼠操作类似，包括麻醉和消毒。
<ol>
	<li>横向切开腹部皮肤，用生理盐水浸湿的纱布覆盖腹部器官。</li>
	<li>使用显微镊子暴露下腔静脉和腹主动脉，并将其从周围脂肪组织中游离出来。</li>
	<li>使用显微镊子结扎或电凝肾血管下方的侧支血管（位于静脉/主动脉侧面或下方）。</li>
	<li>使用施夹器镊子在来自右侧的静脉/主动脉腹段放置两个微型止血夹，两个夹子之间距离超过1 cm，以确保在两者之间有足够的空间进行吻合口构建。</li>
	<li>使用显微剪刀在靠近下端止血夹的位置对主动脉做切口（较靠近下夹而非上夹）。或者，可先用30 G针头刺一个小孔，再用显微剪刀扩大开口。</li>
	<li>调整受体小鼠体位，使主动脉朝向操作者，下腔静脉位于对侧。然后将供体心脏放入腹腔，并用一小块湿润纱布覆盖。</li>
	<li>使用10/0缝线从尾端开始将供体主动脉与受体主动脉对合缝合，打结后连续缝合至切口顶端（约4–5针）。随后将心脏向右翻转（从受体视角看），再次覆盖纱布，继续在左侧完成缝合直至尾端，最后打结。</li>
	<li>使用灌注管注入至少0.5 mL的4 °C HTK心脏停搏液，冲洗供体下腔静脉（IIVC）。</li>
	<li>使用显微剪刀在受体小鼠腹段下腔静脉上剪出一个圆形开口，其大小应与供体IIVC管腔一致。切口位置应位于主动脉吻合口上方，且静脉切口应大于主动脉切口。</li>
	<li>使用10/0缝线从尾端开始将供体IIVC与受体下腔静脉缝合，先打结，然后连续缝合至切口顶端（共约5针），再继续在左侧缝合，最后在尾角处打结，并小心收紧（注意不要过度牵拉）。</li>
	<li>将止血海绵小块放置于静脉和主动脉吻合口周围。</li>
	<li>使用施夹器镊子先移除下方、再移除上方的微型止血夹，并用38.0°C温育的0.9%氯化钠溶液冲洗腹腔。</li>
	<li>使用显微镊子移除止血海绵。</li>
	<li>观察移植心脏的搏动情况。</li>
	<li>使用镊子将肠管复位至腹腔内，采用两层缝合（先缝合腹肌，再缝合皮肤），使用4/0缝线关闭腹部切口。</li>
	<li>将小鼠放入带有氧气和温度控制的工作站培养箱（例如INVIVO2-400）中，为移植后小鼠提供温暖且富氧的环境以促进恢复，直至小鼠苏醒。</li>
	<li>术后镇痛处理：手术后立即给予美洛昔康（Metamizol）200 mg/kg口服；术后4小时和16小时分别给予美洛昔康（Metamizol）200 mg/kg口服 + 卡洛芬（Carprofen）5 mg/kg皮下注射。后续随访期间，术后连续三天每日一次给予卡洛芬（Carprofen）5 mg/kg皮下注射。</li>
</ol>

<ol><li>Corry, R., Winn, H., Russell, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li>
<li>Habertheuer, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+tissue-specific+exosome+profiling+enables+noninvasive+monitoring+of+acute+rejection+in+mouse+allogeneic+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Donor tissue-specific exosome profiling enables noninvasive monitoring of acute rejection in mouse allogeneic heart transplantation.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (6), 2479-2489 (2018).</li>
<li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Surgery%22%5BJournal%5D)">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> Journal of Investigative Surgery. 26, 223-228 (2013).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+technique+for+blood+circuit+reconstruction+in+mouse+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Novel technique for blood circuit reconstruction in mouse heart transplantation model.</a> Microsurgery. 26, 594-598 (2006).</li>
<li>Alamran, F. G., Shahkolahi, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Total+arterial+anastomosis+heterotopic+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Total arterial anastomosis heterotopic heart transplantation model.</a> Transplantation Proceedings. 45, 625-629 (2013).</li>
<li>Melanie, L., et al. Potential of Heterotopic Cardiac Transplantation in Mice as a Model for Elucidating Mechanisms of Graft Rejection. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMelanie%2C+L+%22Cardiac+Transplantation%22">Cardiac Transplantation</a>. Moffatt-Bruce, S. D., et al. , IntechOpen (2012).</li>
<li>Westhofen, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+heterotopic+heart+transplantation+in+mice+as+a+small+animal+model+to+study+mechanical+unloading+-+Establishment+of+the+procedure%2C+perioperative+management+and+postoperative+scoring%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">The heterotopic heart transplantation in mice as a small animal model to study mechanical unloading - Establishment of the procedure, perioperative management and postoperative scoring.</a> PLoS One. 14 (4), 0214513(2019).</li>
<li>Wang, C., Wang, Z., Allen, R., Bishop, G. A., Sharland, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Modified+Method+for+Heterotopic+Mouse+Heart+Transplantion%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion.</a> Journal of Visualized Experiments. (88), e51423(2014).</li>
<li>Mokbel, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate+Solution+for+Donor+Heart+Preservation+Is+Safe+for+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Thoracic+Surgery%22%5BJournal%5D)">Histidine-Tryptophan-Ketoglutarate Solution for Donor Heart Preservation Is Safe for Transplantation.</a> Annals of Thoracic Surgery. 109 (3), 763-770 (2020).</li>
<li>Song, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+Suture+Technique+in+a+Mouse+Heart+Transplant+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Asian+Journal+of+Surgery%22%5BJournal%5D)">Modified Suture Technique in a Mouse Heart Transplant Model.</a> Asian Journal of Surgery. 34 (2), 86-91 (2011).</li>
<li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+graft+function+in+rodent+models+of+heart+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Assessment of graft function in rodent models of heart transplantation.</a> Microsurgery. 28 (7), 565-570 (2008).</li>
<li>Wu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cold+storage+using+a+new+histidine-tryptophan-ketoglutarate-based+preservation+solution+in+isogeneic+cardiac+mouse+grafts%5BTitle%5D)+AND+%22European+Heart+Journal%22%5BJournal%5D)">cold storage using a new histidine-tryptophan-ketoglutarate-based preservation solution in isogeneic cardiac mouse grafts.</a> European Heart Journal. 32 (4), 509-516 (2011).</li>
<li>Türk, T. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduction+of+chronic+graft+injury+with+a+new+HTK-based+preservation+solution+in+a+murine+heart+transplantation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Cryobiology%22%5BJournal%5D)">Reduction of chronic graft injury with a new HTK-based preservation solution in a murine heart transplantation model.</a> Cryobiology. 64 (3), 273-278 (2012).</li>
</ol>

小鼠异位腹部心脏移植手术技术非常具有挑战性，这限制了该模型的广泛应用。
传统技术的缺点之一是供体肺动脉（PA）的长度受限。其长度通常约为2 mm，而本模型中所用供体心脏的下腔静脉（IIVC）长度一般约为1 cm（图2）。这意味着在改良后的模型中，IIVC吻合术能够更清晰地暴露手术操作区域，从而改善吻合操作，并避免缝合过紧或血管损伤等不良情况的发生（图4）。即使是经验丰富的操作者，构建肺动脉以及完成IIVC吻合也具有挑战性。肺动脉本身非常纤细且管壁极薄，而小鼠的IIVC则更薄，可能更为脆弱。因此，操作者必须意识到这一限制，在缝合IIVC时应格外谨慎。然而，需要强调的是，尽管IIVC管壁非常薄，但它具有一个显著优势：血管长度不会对血管连接造成张力，从而使精确缝合更容易实施，且不易造成损伤。由于血管缝合操作的谨慎与安全性对手术成功至关重要，建议将手术区域放大10至20倍进行操作。
此外，下腔静脉胸段末端形成典型的喇...

小鼠异位腹部心脏移植手术技术是移植免疫学研究中的标准模型1,2,3。然而，该手术操作极具挑战性，从而限制了该模型的广泛应用4,5。
在传统的小鼠心脏移植（THTx）中，供体主动脉与受体腹主动脉进行吻合，同时肺动脉与受体下腔静脉进行吻合6,7,8。
在这种改良的小鼠心脏移植技术中，供体主动脉与受体腹主动脉吻合，供体下腔静脉（IIVC）与受体下腔静脉吻合(3,4,6)（图2 和 图3）。

<table><tbody><tr><td>30G针头</td><td>Braun</td><td>456300</td><td></td></tr><tr><td>乙酰丙嗪</td><td>CP Pharma</td><td>Tranquisol P</td><td></td></tr><tr><td>BALB/c AnNCrl小鼠</td><td>Charles River. 德国</td><td>无目录编号</td><td></td></tr><tr><td>Bepanthen眼膏</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 01578675</td><td></td></tr><tr><td>Bonn显微镊</td><td>FST</td><td>11083-07</td><td></td></tr><tr><td>保温与供氧装置箱体</td><td>RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/6J&amp;nbsp; 小鼠</td><td>Charles River. 德国</td><td>无目录编号</td><td></td></tr><tr><td>卡洛芬</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>CATHETER-FEP 26G导管</td><td>TERUMO</td><td>Surflo-W</td><td></td></tr><tr><td>夹子施加器镊子</td><td>FST</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>弯头镊子</td><td>WPI</td><td>14114-G</td><td></td></tr><tr><td>custodiol/HTK</td><td>Dr. Franz K&amp;ouml;hler Chemie</td><td>无目录编号</td><td></td></tr><tr><td>Cutasept皮肤消毒剂</td><td>VWR</td><td>BODL980365</td><td></td></tr><tr><td>电外科笔</td><td>Bovie</td><td>CHANGE-A-TIP</td><td></td></tr><tr><td>纱布垫、棉签</td><td>Lohmann-Rauscher</td><td>13353</td><td></td></tr><tr><td>加热垫</td><td>THERMO MAT PRO 30W</td><td>HTP-30</td><td></td></tr><tr><td>止血海绵</td><td>CuraSpon</td><td>J1276A</td><td></td></tr><tr><td>肝素溶液</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 03029820</td><td></td></tr><tr><td>冰盒</td><td>PETZ</td><td>无目录编号</td><td></td></tr><tr><td>吸入麻醉装置</td><td>GROPPLER</td><td>BKGM 0616</td><td></td></tr><tr><td>保温与供氧装置</td><td>RUSKINN</td><td>INVIV</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>CP Pharma</td><td>Isofluran CP 1 ml/ml</td><td></td></tr><tr><td>氯胺酮</td><td>Zoetis</td><td>无目录编号</td><td></td></tr><tr><td>安乃近</td><td>WDT</td><td>无目录编号</td><td></td></tr><tr><td>显微剪刀</td><td>FST</td><td>15000-00,15000-10</td><td></td></tr><tr><td>显微止血夹（钳）弯头/16 mm</td><td>FST</td><td>18055-06</td><td></td></tr><tr><td>显微镜</td><td>Leica</td><td>LEICAMZ6</td><td></td></tr><tr><td>显微镜光源</td><td>SCHOTT</td><td>KL2500LED</td><td></td></tr><tr><td>生理盐水（0.9% NaCl）</td><td>Haus-Apotheke</td><td>PZN 06178437</td><td></td></tr><tr><td>剪刀</td><td>Peha Instruments</td><td>991083/4</td><td></td></tr><tr><td>小型培养皿</td><td>Sarstedt</td><td>833900</td><td></td></tr><tr><td>直头镊子</td><td>WPI</td><td>14113-G</td><td></td></tr><tr><td>手术胶带</td><td>BSN</td><td>4120</td><td></td></tr><tr><td>打结镊 - 10 cm</td><td>FST</td><td>18025-10</td><td></td></tr><tr><td>缝合线（10-0）</td><td>Medtronic</td><td>N2540</td><td></td></tr><tr><td>缝合线（4-0）</td><td>ETHILON</td><td>V4940H</td><td></td></tr><tr><td>缝合线（7-0）</td><td>ETHILON</td><td>1647H</td><td></td></tr><tr><td>注射器（0.3 mL）</td><td>BD</td><td>324826</td><td></td></tr><tr><td>注射器（1 mL）</td><td>BD</td><td>320801</td><td></td></tr><tr><td>赛拉嗪</td><td>Bayer</td><td>Rompun</td><td></td></tr></tbody></table>

腹部小鼠心脏移植模型中的血液回路重建

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

小鼠异位腹腔心脏移植的外科技术是移植免疫学研究中的标准模型。本文介绍了一种改良的异位腹腔心脏移植模型中血管通路重建的既定技术。该方法采用供体心脏的胸内下腔静脉（IIVC）而非肺动脉，与受体的下腔静脉进行吻合。此改良术式可简化操作并提高小鼠腹腔心脏移植的成功率。

本文介绍了一种由本实验室先前建立并已成功应用16年的改良小鼠异位腹部心脏移植技术。此前报道显示，在40例下腔静脉-下腔静脉吻合术（V-V组）与40例传统肺动脉-下腔静脉吻合术（P-V组）的比较中4（表1），V-V组的血管吻合时间为20.8±1.3 min，显著短于P-V组（27.5±1.3 min，p&lt;0.01）。V-V组的热缺血时间、受体总手术时间及移植心脏复跳时间分别为25.5±1.2 min、42.0±1.5 min和1.1±0.2 min，均显著短于传统P-V组（所有指标均p&lt;0.05）（图1）。尽管该模型的长期存活率无显著差异10,11，但该改良技术显著缩短了热缺血时间和移植心脏复跳时间，从而优化了小鼠腹部心脏移植的操作。
基于这些已发表的数据以及我们在过去16年中使用...

介绍了一种在异位腹部小鼠心脏移植模型中进行血路重建的新技术。

小鼠异位腹部心脏移植手术技术是移植免疫学研究中的标准模型。此处，……

小鼠心脏移植是研究同种免疫反应的重要模型。本文介绍一种新的小鼠异位腹腔心脏移植手术技术。在传统的小鼠心脏移植中，供体主动脉与受体腹主动脉进行吻合，肺动脉则与受体下腔静脉进行吻合。在此项新的小鼠心脏移植手术中，供体主动脉与受体腹主动脉吻合，供体胸内下腔静脉与受体下腔静脉吻合。现在我们开始实验演示。将小鼠放入异氟烷吸入麻醉箱后，称量小鼠体重。根据小鼠体重，给予腹腔注射氯胺酮、赛拉嗪和乙酰丙嗪以麻醉小鼠。待麻醉生效后，将小鼠固定于手术台上并进行消毒。从颈部向下腹部切开皮肤。切开腹壁肌肉，并将内脏轻轻向左移除。接着，暴露下腔静脉。将0.4毫升肝素溶液缓慢注入下腔静脉，拔出针头前等待一分钟。拔出针头后，用剪刀剪断下腔静脉和腹主动脉以加速放血。通过做U形切口打开胸腔。完全暴露心脏、肺脏及所有胸部血管。暴露胸主动脉，切开其管腔的一半。将灌注管插入胸主动脉的开口处。剪开肺静脉以利于灌注和引流。注入至少2毫米的4摄氏度HTK溶液。心脏将完全停止跳动，直至肺静脉流出道完全排空。拔出灌注管并分离胸骨。移除胸腺。轻轻剥离主动脉弓周围的脂肪组织。暴露肺动脉干，并用10-0缝线结扎。分离附着在胸腔内下腔静脉上的脂肪和结缔组织。暴露上腔静脉，用7-0缝线结扎，并在结扎线后方剪断。在主动脉弓下方的心脏基底部做一个七零缝合。下腔静脉和双侧耳廓，然后结扎肺动脉分支和肺静脉血管。尽可能远端切断主动脉弓，但需确保保留一个清晰的管腔，且无侧支开口。结扎下方的肺血管以及靠近膈肌的胸内下腔静脉。现在将心脏从胸腔中取出。将移植供体的心脏置于4摄氏度的HDK溶液中，以暂时保存。务必确保冷缺血时间不超过60分钟。现在，我们开始演示受体手术操作。初始操作步骤与之前展示的供体小鼠类似，包括麻醉和消毒。 横向切开腹部皮肤。肠管分离后，用生理盐水浸湿的纱布覆盖腹部器官。暴露下腔静脉和腹主动脉，并去除周围脂肪组织。必要时，在肾血管下方结扎或电凝侧支血管。从右侧将第一把微型止血钳插入脑和肾血管下方的主动脉上部。从右侧将第二把微型止血钳插入脑和主动脉的下部。在两把止血钳之间，主动脉和静脉用于吻合的空间均超过1厘米。在主动脉上做切口，位置稍靠近下方的止血钳，而非上方的止血钳。此外，也可使用30G针头刺一个小孔，再用显微剪刀将其扩大。将心脏放入腹腔内，使主动脉位于视野中，另一侧为下腔静脉，并用一小块湿纱布覆盖。从尾端开始，将供体主动脉与受体主动脉对合并缝合。打结后，继续沿切口向上进行连续缝合，缝合4到5针。接着将心脏向右翻转，再次覆盖，并继续在左侧缝合，直至到达尾端，然后打结固定。使用显微剪刀在受体腹侧下腔静脉上剪出一个圆形孔洞，其大小应与供体胸腔内下腔静脉管腔相同。切口应位于计划的主动脉吻合口头侧。静脉切口应大于主动脉切口。冲洗供体胸内下腔静脉。从尾侧开始，将供体胸内下腔静脉缝合至受体下腔静脉。打结后连续缝合，直至到达切口顶端。使用五针缝线，并继续向左侧缝合。最后，在尾角处打一个结并小心收紧，注意不要过度拉紧。将止血海绵的小块放置于静脉和主动脉吻合口周围。先移除下方的微型止血钳，再移除上方的微型止血钳，用温热的0.9%氯化钠溶液冲洗腹腔。取出止血海绵。观察移植心脏的搏动情况。如果一切正常，心脏将重新开始收缩。将肠管放回腹腔，并用4-0缝线关闭腹腔。为移植后的小鼠提供温暖且富含氧气的环境以促进恢复。在我们之前的研究工作中，报道了40例下腔静脉至下腔静脉吻合术与40例传统肺动脉至下腔静脉吻合术的对比。下腔静脉至下腔静脉组的血管吻合手术时间明显短于传统的肺动脉至下腔静脉组。小鼠异位腹部心脏移植的外科技术是移植免疫学研究中的标准模型。本文介绍的这种用于小鼠腹腔心脏移植中血流回路重建的新技术，有助于实现腹腔心脏移植。该方法可同时减少移植心脏的热缺血时间和再搏动时间，从而提高该模型的手术成功率。

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我们介绍一种易于建立的、用于大鼠原位肝移植的经典双袖套技术的改良方法。...

大鼠原位肝移植

学习小鼠异位腹部心脏移植的新型手术技术，通过将供体主动脉与受体腹主动脉、供体胸内下腔静脉与受体下腔静脉进行吻合，重建血液循环。该方法可缩短血管吻合时间，减少热缺血和复跳时间，提高移植成功率，为研究移植免疫学中的同种异体免疫反应提供更可靠的实验模型。

腹部小鼠心脏移植模型中的血液回路重建

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