Name: 视交叉前，单次注射自体血以诱导大鼠模型中实验性蛛网膜下腔出血 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-06-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 14 s
Description: 了解通过视交叉前单次注射自体血建立大鼠实验性蛛网膜下腔出血模型的方法。该技术具有高重复性，可精确控制血容量，适用于研究病理生理机制及评估潜在治疗方案。

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本工作由伦德贝克基金会和伦德贝克卓越资助（编号：R59-A5404）支持。资助方在手稿的任何部分均未发挥任何作用。

本实验操作遵循欧盟关于保护用于科学目的动物的指令2010/63/EU，并已获得丹麦动物实验监察局批准（许可证号：2016-15-0201-00940）。手术尽可能采用无菌技术进行，包括使用无菌器械、手套、导管和缝合线。研究采用雄性和雌性Sprague-Dawley大鼠，体重为230–350 g，在12小时光照/12小时黑暗循环条件下群体饲养，环境温度恒定为22 °C（± 2 °C），相对湿度为55%（± 10%）。动物可自由摄取标准饲料和饮水。术后动物单笼饲养，但在颅内压探头移除后可恢复群养。本方案使用的麻醉剂为异氟烷气体，但腹腔注射氯胺酮（100 mg/mL）与赛拉嗪（20 mg/mL）按3:2比例混合液，剂量为1.5 mL/kg，同样有效21。
1. 准备工作
<ol>
	<li>改造16 G外周静脉导管用于插管。改造方法：将针头缩短1 cm，并将剩余的远端1 cm向注射阀方向弯曲30°。拆除导管翼（可多次使用）。</li>
	<li>制作ICP探针时，取一段20 mm长的聚乙烯管（内径：0.58 mm，外径：0.96 mm），将其一端加热熔化形成圆形薄片，同时保持管腔开放。在聚乙烯管周围包裹1 mm长的硅胶管（内径：1.0 mm，外径：3.0 mm），然后将一段10 mm长的硅胶管（内径：0.76 mm，外径：2.4 mm）连接至聚乙烯管的末端。</li>
	<li>打开笔记本电脑并启动数据采集软件。根据制造商说明书校准血压（BP）和颅内压（ICP）换能器以及激光多普勒仪。</li>
	<li>准备血气分析仪设备。 
	注意：确保异氟烷挥发罐中有足够的异氟烷。</li>
	<li>打开 O2 和大气空气&#160;流速。设置 O 的流速。2 在30%浓度和大气空气条件下&#160;70%</li>
	<li>将加热垫放置到位，并将温度设置为 37 °C。</li>
</ol>
2. 麻醉
<ol>
	<li>将大鼠放入麻醉室，通入30%的O2和70%的大气空气。向室内注入5%的异氟烷气体。充分麻醉约需4分钟。需仔细控制呼吸。</li>
	<li>麻醉后，将大鼠仰卧位固定于一块重板上，重板周围设有橡皮带。将大鼠的门齿置于橡皮带下方。</li>
	<li>用弯头镊子小心拉出舌头。用棉签清洁喉部。在咽喉正中位置放置外部光源，以观察声带。</li>
	<li>在吸气期间使用改良的16 G外周静脉导管进行插管。正确插入后，移除导丝。将导管连接至呼吸机。 
	注意：通过胸廓运动是否与呼吸频率同步来确认导管位置正确。若观察到腹部运动，应拔管并将大鼠重新放入麻醉罩中。由于可能损伤气道，该操作不应重复超过三次。</li>
	<li>插管成功后，以30%的O2和70%的大气空气维持人工通气。维持1.5%-3%的异氟烷麻醉浓度。根据血压调整异氟烷用量，使血压保持在80-100 mmHg之间。</li>
	<li>将呼吸机的吸气容积设定为3 mL，频率设定为40-45次/分钟。根据血气分析结果调整吸气容积。</li>
	<li>使用2-0缝线穿过颊部内侧软组织进行缝合。将缝线缠绕在注射管及外周静脉导管的注射阀上，以固定导管。</li>
	<li>将大鼠转移至手术区域，使其呈仰卧位，尾部朝向术者。</li>
	<li>必要时涂抹眼用凝胶，防止眼睛干燥。</li>
	<li>进行足趾夹捏以确认麻醉深度。&#160;在手术过程中持续评估并维持&#160;适当的麻醉深度。</li>
</ol>
3. 尾部导管
<ol>
	<li>用0.5%氯己定乙醇消毒尾部近端3-4 cm区域。 
	注意：此后可根据术者判断使用手术显微镜。</li>
	<li>在尾部近端腹侧做15-20 mm的皮肤切口。注意避免切开动脉。</li>
	<li>使用弯头镊子将皮肤从下方结缔组织上分离。</li>
	<li>小心穿透筋膜，暴露动脉。</li>
	<li>使用弯头镊子小心地将尾动脉从下方组织中游离出来。</li>
	<li>将三根黑色丝线穿入血管下方。将其中一根尽可能远端地放置，并在动脉周围打紧外科结。用止血钳夹住线的游离端。</li>
	<li>将剩余两根线松松地绕在动脉周围。</li>
	<li>将近端的线尽可能向近端推移。用止血钳夹住该线的两端，轻轻牵拉，足以限制并阻断血流。将止血钳放置于腹部。</li>
	<li>以45°角剪切导管末端。修剪尖锐部分，以防穿破动脉壁。</li>
	<li>使用Vannas剪刀，在距远端结扎线3-5 mm处，以30°角做动脉切口，切口直径约为动脉直径的1/3。</li>
	<li>使用两把直头镊子将导管插入动脉。一把镊子夹住导管，另一把小心地将动脉拉至导管上。</li>
	<li>将导管沿血管向近端推进至近端结扎线处，松开止血钳上的结扎线。观察导管内的血流情况。将中间的线松松地固定在导管上。</li>
	<li>继续插入导管，尽可能达到或略微超过动脉再次被筋膜覆盖的位置。</li>
	<li>通过生理盐水冲洗控制导管位置及可能的渗漏。</li>
	<li>使用外科结扎法扎紧两根近端线。 
	注意：血压测量必须呈搏动性；若无搏动，则导管位置不正确。</li>
	<li>使用远端线在切口末端打外科结，固定导管。</li>
	<li>用两针不可吸收单丝4-0缝线松松缝合皮肤切口。注意避免刺穿导管。 
	注意：整个手术过程中应注意搏动幅度。若搏动较弱，用生理盐水冲洗导管。</li>
	<li>将动脉导管从压力换能器上松开，以允许血流用于血气采样。将微毛细管置于导管末端，使血液流入管内。采血后重新连接导管至换能器，并冲洗导管。</li>
	<li>将毛细管插入血气分析仪。测量pH、pCO2和pO2，并记录数值 
	&#8203;注意：根据血气和血压值调整通气频率。若平均动脉压（MAP）过低，尝试降低异氟烷的流速。检测反射以确认麻醉深度合适。</li>
</ol>
4. ICP 探针
<ol>
	<li>将大鼠置于立体定位仪框架中。确保大鼠对称放置非常重要。</li>
	<li>在立体定位仪框架下方放置一个圆柱形垫枕，以使颈部产生前屈。</li>
	<li>剃除大鼠头皮、颈部及耳后区域的毛发，并清除多余毛发。</li>
	<li>使用0.5%氯己定乙醇溶液对术区进行消毒。</li>
	<li>使用0.7 mL浓度为10 mg/5 µg/mL的含肾上腺素利多卡因进行局部麻醉，将针头从颅骨中线尾端刺入，向颈部肌肉注射0.3–0.4 mL，其余药液在前囟周围及前方皮下注射。</li>
	<li>从中线针刺点开始，向尾侧做长约8 mm的皮肤切口。</li>
	<li>逐层钝性分离所有肌肉组织，以辨认枕寰膜（位于颅骨中线尾侧、呈大理石样颜色的三角形结构）。</li>
	<li>使用Alm牵开器固定颈部肌肉组织，必要时将带齿牵开器置于尾侧。</li>
	<li>检查无菌ICP探头是否已连接至ICP传感器，用生理盐水冲洗ICP探头，确保探头内无气泡存在。</li>
	<li>使用23 G针头切开枕寰膜，制造一个小孔以便引导ICP探头穿过该膜。</li>
	<li>轻柔地将探头经枕寰膜送入，轻轻牵拉探头，确认其显示0–5 mmHg范围内的搏动性曲线。若未见搏动曲线，应撤出探头，检查其与传感器的连接，并确认管腔通畅。</li>
	<li>滴加两滴组织胶，将1 mm硅胶管向前推进至膜处，并额外添加组织胶，以降低ICP探头移位的风险。</li>
	<li>移除牵开器。</li>
	<li>使用不可吸收单股4-0缝线，在切口头端行一针水平褥式缝合，尾端行一针间断单纯缝合。</li>
</ol>
5. 针头与激光多普勒探头的放置
<ol>
	<li>在眼睛前方中线处做一切口，向尾侧延伸15 mm。</li>
	<li>用镊子去除结缔组织和肌肉。使用无菌棉签的末端作为探针，以识别前囟和冠状缝。</li>
	<li>放置阿尔姆牵开器。</li>
	<li>将25 G脊髓穿刺针置于立体定位仪框架上。将针尖精确置于前囟处，并记录位置。 
	注意：将立体定位仪框架的中线关节在垂直平面上向动物方向倾斜30°。</li>
	<li>将针从前囟处移开，将框架&#160;向前移动65 mm，然后将针重新置于中线上，以标记钻孔位置。</li>
	<li>钻孔直至在骨下方识别出硬脑膜。用直头镊子轻轻移除骨碎片，并用骨蜡填充骨腔。</li>
	<li>在前囟右侧3–4 mm、冠状缝稍前方钻第二个孔，用于放置激光多普勒探头。无需完全穿透颅骨，注意避免损伤硬脑膜。</li>
	<li>寻找适合激光多普勒测量血流的血管。放置激光多普勒探头并检查读数。要求最小值达到100 FU。</li>
	<li>若读数仍可接受，滴加一滴胶水固定探头。</li>
	<li>重新检查确认读数是否高于80 FU。若读数低于80 FU，需取出并重新调整探头位置，直至读数超过80 FU。 
	&#8203;注意：FU为任意单位，用于表示脑血流量（CBF）。</li>
</ol>
6. 蛛网膜下腔出血（SAH）的诱导
<ol>
	<li>沿大脑半球之间的中线轻柔地将针头穿过颅骨，直至感受到颅底阻力。将针头回撤1 mm，以确保其准确地位于视交叉前方。</li>
	<li>将针头顺时针旋转90°，使针尖朝向右侧，以确保注射血液时获得最均匀的分布。取出针芯（图3）。</li>
	<li>平衡15分钟，并调整麻醉水平，使平均动脉血压维持在80–100 mmHg范围内。</li>
	<li>进行血气分析，并根据结果相应调整麻醉深度。</li>
	<li>使用带有钝头23 G针头的1 mL注射器，从尾部导管中抽取500 µL血液。</li>
	<li>用血液填充脊髓穿刺针腔内的死腔，以避免空气注入。取下已充满血液的注射器上的23 G针头，并确认注射器内含有300 µL血液。</li>
	<li>将注射器连接至脊髓穿刺针，牢固握住后手动推注血液，使其压力超过平均动脉压（MAP）。</li>
	<li>在笔记本电脑上观察颅内压（ICP）急剧升高和脑血流量（CBF）急剧下降。 
	&#8203;注意：为确保手术成功，脑血流量（CBF）应至少持续5分钟低于基线值的50%，参见 图4。&#160;假手术组大鼠不执行步骤6.1–6.7，因此不将脊髓穿刺针插入脑实质，以最大限度减少可能的自发性出血及医源性脑损伤。</li>
</ol>
7. 恢复与苏醒
<ol>
	<li>皮下注射卡洛芬（5.0 mg/mL），剂量为每100 g动物体重0.1 mL，以及等渗盐水，剂量为每100 g动物体重1 mL。给药前确保液体温度至少达到室温。</li>
	<li>蛛网膜下腔出血（SAH）后，继续使大鼠保持麻醉状态30分钟。</li>
	<li>取出针头和激光多普勒探头，然后用骨蜡填充空腔。使用不可吸收单股4-0缝线行水平褥式缝合关闭切口。</li>
	<li>若需通过颅池使用颅内压（ICP）探头进行注射，应移除硅胶管，并在聚乙烯管上安装一个针孔适配器。</li>
	<li>如无进一步干预计划，剪断间断缝线。用剪刀尽可能将ICP探头剪短，然后将其末端封胶以防止脑脊液（CSF）泄漏。使用不可吸收单股4-0缝线缝合切口。</li>
	<li>将大鼠从立体定位仪上取下，置于仰卧位。拆除尾部切口的松解缝线。</li>
	<li>在动脉导管近端深处放置一根缝线。拔出导管后结扎该缝线以防止出血。使用不可吸收单股4-0缝线缝合尾部切口。</li>
	<li>关闭异氟烷麻醉气体。</li>
	<li>尽可能清洁大鼠及其毛发。</li>
	<li>当大鼠恢复足底回缩反射，并在脱离呼吸机后出现自主呼吸时，拔除气管插管。</li>
	<li>将大鼠单独置于笼中，自由摄取食物和水。将笼子一半置于加热板上，并将大鼠放置于该区域。</li>
	<li>通过将针端注射器连接至精密注射器，经针端适配器进行鞘内给药。该操作可在清醒动物中实施。参见图5。</li>
</ol>
8. ICP 探头移除（如果手术期间未移除）
注意：由术者根据情况决定是否使用手术显微镜。
<ol>
	<li>将大鼠放入麻醉舱中，操作方法如前所述。</li>
	<li>麻醉后，将大鼠仰卧位放置于手术区域内的加热垫上。</li>
	<li>将大鼠鼻部置于麻醉面罩中。设定氧气（O2 ）浓度为30%，空气&#160;为70%，异氟烷浓度为2%。</li>
	<li>持续涂抹眼用凝胶以防止眼睛干燥。</li>
	<li>剪断尾侧的单纯间断缝线，打开切口，并清除可能存在的坏死组织或血凝块。</li>
	<li>尽可能使用剪刀缩短颅内压探针，并将末端封胶以防止脑脊液（CSF）泄漏。使用不可吸收的单股4-0缝线关闭切口。</li>
	<li>关闭异氟烷麻醉气体。</li>
	<li>当大鼠开始活动时，将其单独置于一个笼子中，并自由提供食物和水。将笼子的一半置于加热板上，并将大鼠放置于该区域。</li>
	<li>当大鼠恢复至正常状态后，在共同饲养的笼子中将其与其他动物重新合笼，并在最初15分钟内进行密切观察。</li>
</ol>

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</ol>

作者声明无利益冲突。

脑池前单次注射SAH模型模拟了人类SAH的多个重要特征，包括颅内压（ICP）急剧升高、脑血流（CBF）减少、短暂性全脑缺血、神经炎症标志物上调以及脑血管痉挛（CVS）14,15,16,18,19,20。ICP探针还被用作鞘内给药的通道（图5）。此外，研究显示该模型在雄性和雌性动物中的表现相似21。该模型不包含动脉瘤的形成及其随后破裂的过程。已有多种模型尝试通过手术或药物诱导全身性高血压，并结合使用弹性蛋白酶削弱动脉壁，以产生动脉瘤破裂所致的SAH25,<sup class...

非创伤性蛛网膜下腔出血（SAH）是一种脑卒中，约占所有脑卒中病例的5%。非创伤性SAH最常见的原因是动脉瘤突然破裂（aSAH），占SAH病例的85%。其他原因包括动静脉畸形破裂、凝血功能障碍以及中脑周围出血中的静脉破裂1。其发病率为每年每10万人中有9例，死亡率约为三分之一，另有三分之一的患者在SAH后需要日常生活支持2,3。
在初步稳定并确诊后，治疗方案取决于出血的严重程度。病情最严重的患者需在脑室内植入脑室外引流管以降低颅内压（ICP），并转入神经重症监护病房进行密切监测。患者将接受血管造影以确定（可能的）动脉瘤位置，随后通过弹簧圈栓塞或夹闭动脉瘤以防止再出血4。尽管已开展多项药物治疗的临床试验，但目前仅有钙通道拮抗剂尼莫地平被证实可改善预后5。目前仍有多个临床试验正在进行中。有关详细列表，请参见Daou及其同事的综述6。
动脉瘤破裂常被描述为突然出现的前所未有的最剧烈头痛，或称为“霹雳样头痛”。破裂导致颅内压（ICP）急剧升高，继而引起脑血流（CBF）减少。这种减少可导致全脑缺血，进而引起意识丧失。这种更为机制性的病理通路，加上外渗血液成分的启动性分解，引发细胞因子释放并激活固有免疫系统，从而导致无菌性神经炎症。此外，常可观察到血脑屏障的破坏，引起脑水肿以及离子稳态的紊乱。所有这些变化以及其他相关改变被统称为早期脑损伤（EBI），在发病最初数天内发生，并导致神经元丢失和细胞凋亡7。
大约1/3的aSAH患者会在发病后第4至14天出现迟发性脑缺血（DCI）8。DCI的定义为：在排除癫痫发作和再出血等其他原因后，出现局灶性神经功能缺损，或格拉斯哥昏迷评分持续至少1小时下降至少2分。DCI与aSAH后死亡风险增加及功能预后不良相关9。脑血管痉挛（CVS）即脑动脉狭窄，数十年来已知与DCI相关，曾被认为是导致DCI的唯一原因。然而后续研究发现，CVS可能在不发生DCI的情况下出现，且目前已确认其他多种因素也参与其中，包括微血管血栓形成与收缩、皮质扩散性抑制以及早期脑损伤（EBI）引发的炎症反应10,11,12。
由于早期脑损伤（EBI）和迟发性脑缺血（DCI）对疾病进程及患者预后具有重大影响，动物模型需要在保持可重复性的前提下，尽可能地模拟这些病理过程。研究人员已采用多种动物（从小鼠到非人灵长类）建立了多种不同的模型，以尝试模拟动脉瘤性蛛网膜下腔出血（aSAH）。目前最常用的实验动物是Sprague-Dawley和Wistar野生型大鼠，最常见的模型包括血管内穿刺模型、小脑延髓池双次注射模型，以及本文将要描述的视交叉前单次注射模型13。
Prunell 及其同事最初开发了视交叉前单次注射模型，以克服其他实验模型的一些不足之处14。该手术一旦掌握，具有高度可重复性，并能最大限度地减少动物间的个体差异。该模型在多个方面模拟了人类蛛网膜下腔出血（SAH），包括注射血液后颅内压（ICP）急剧升高，导致脑血流（CBF）下降而引发短暂性全脑缺血15,16。该模型影响的是前循环，而人类大多数动脉瘤性蛛网膜下腔出血（aSAH）也发生在前循环17。其死亡率根据研究和注射血量的不同，介于10%至33%之间14,18。迟发性细胞死亡和神经炎症可在术后第2天和第7天被检测到，从而为研究早期脑损伤（EBI）和迟发性脑缺血（DCI）的后果提供了可评估的指标19,20。
本研究提供了大鼠视交叉前单次注射模型的更新描述，并介绍了如何将颅内压探头（ICP探头）用作鞘内给药的通道。

<table><tbody><tr><td>16 G 外周静脉导管</td><td>BD Venflon</td><td>393229</td><td>针头缩短，远端 1 cm 弯曲，翼片已去除</td></tr><tr><td>麻醉罩/麻醉室</td><td>未知</td><td></td><td></td></tr><tr><td>血气分析仪</td><td>Radiometer</td><td>ABL80</td><td></td></tr><tr><td>血压（BP）监测仪</td><td>Adinstruments</td><td>ML117</td><td>连接至 Powerlab</td></tr><tr><td>弯头镊子，12 cm × 3</td><td>F.S.T</td><td>11001-12</td><td>用于麻醉</td></tr><tr><td>圆柱形垫枕，28 cm × 4 cm</td><td>自制</td><td></td><td>由手术巾制成</td></tr><tr><td>数据采集硬件</td><td>Adinstruments</td><td>ML870 Powerlab</td><td></td></tr><tr><td>数据采集软件</td><td>Adinstruments</td><td>LabChart 6.0</td><td></td></tr><tr><td>钻机</td><td>KMD</td><td>1189</td><td></td></tr><tr><td>钻机控制器</td><td>Silfradent</td><td>300 IN</td><td></td></tr><tr><td>柔性光源</td><td>Schott</td><td>KL200</td><td></td></tr><tr><td>加热垫</td><td>Minco</td><td>1135</td><td></td></tr><tr><td>皮下注射针头，20 G</td><td>KD Medical</td><td>301300</td><td>连接至立体定位仪</td></tr><tr><td>颅内压（ICP）监测仪</td><td>Adinstruments</td><td>ML117</td><td>连接至 Powerlab</td></tr><tr><td>异氟烷蒸发器</td><td>Ohmeda</td><td>TEC3</td><td></td></tr><tr><td>笔记本电脑</td><td>Lenovo</td><td>T410</td><td></td></tr><tr><td>激光多普勒监测仪</td><td>Adinstruments</td><td>ML191</td><td></td></tr><tr><td>激光多普勒探头</td><td>Oxford Optronics</td><td>MSF100XP</td><td>连接至激光多普勒监测仪</td></tr><tr><td>持针器，13 cm</td><td>F.S.T</td><td>12001-13</td><td>用于麻醉</td></tr><tr><td>精密注射器，0.025 mL</td><td>Hamilton</td><td>547407</td><td></td></tr><tr><td>立体定位仪</td><td>Kopf Instruments</td><td>M900</td><td></td></tr><tr><td>手术显微镜</td><td>Carl Zeiss</td><td>F170</td><td></td></tr><tr><td>缝合针</td><td>Allgaier</td><td>1245</td><td>用于麻醉</td></tr><tr><td>温度控制器</td><td>CWE,INC.</td><td>TC-1000</td><td></td></tr><tr><td>换能器 × 2</td><td>Adinstruments</td><td>MLT0699</td><td>连接至血压和颅内压监测仪</td></tr><tr><td>呼吸机</td><td>Ugo Basile</td><td>7025</td><td></td></tr><tr><td>兽用剪毛器</td><td>Aesculap</td><td>GT421</td><td></td></tr><tr><td>三齿 Blair 拉钩，13.5 cm</td><td>Agnthos</td><td>17022--13</td><td></td></tr><tr><td>钝头 Alm 拉钩</td><td>F.S.T</td><td>17008-07</td><td></td></tr><tr><td>弯头镊子，12 cm × 2</td><td>F.S.T</td><td>11001-12</td><td></td></tr><tr><td>持针器，13 cm</td><td>F.S.T</td><td>12001-13</td><td></td></tr><tr><td>直头 Dumont 镊子，11 cm</td><td>F.S.T</td><td>11252-00</td><td></td></tr><tr><td>直头 Halsted-Mosquito 止血钳 × 2</td><td>F.S.T</td><td>13008-12</td><td></td></tr><tr><td>直头 Iris 剪，9 cm</td><td>F.S.T</td><td>14090-09</td><td></td></tr><tr><td>直头 Vannas 剪，10.5 cm</td><td>F.S.T</td><td>15018-10</td><td></td></tr><tr><td>可吸收棉片</td><td>Kettenbach</td><td>31603</td><td></td></tr><tr><td>黑色丝线，4-0，5 × 15 cm</td><td>V&amp;ouml;mel</td><td>14757</td><td></td></tr><tr><td>骨蜡</td><td>Aesculap</td><td>1029754</td><td></td></tr><tr><td>卡波姆眼用凝胶 2 mg/g</td><td>Paranova</td><td></td><td></td></tr><tr><td>棉签</td><td>Heinz Herenz</td><td>WA-1</td><td></td></tr><tr><td>棉签头涂抹器 × 4</td><td>Selefa</td><td>120788</td><td></td></tr><tr><td>皮下注射针头，23 G × 2</td><td>KD Medical</td><td>900284</td><td>连接至三通阀，去除远端</td></tr><tr><td>皮下注射针头，23 G × 3</td><td>KD Medical</td><td>900284</td><td>去除远端，2 个连接至三通阀，1 个连接至注射器</td></tr><tr><td>颅内压（ICP）探头：</td><td>自制</td><td></td><td>由以下材料制成：</td></tr><tr><td>聚乙烯管，20 mm</td><td>Smiths medical</td><td>800/100/200</td><td>内径（ID）：0.58 mm，外径（OD）：0.96 mm</td></tr><tr><td>硅胶管，10 mm</td><td>Fisher</td><td>15202710</td><td>ID：0.76 mm，OD：2.4 mm</td></tr><tr><td>硅胶管，2 mm</td><td>Fisher</td><td>11716513</td><td>ID：1.0 mm，OD：3.0 mm</td></tr><tr><td>微量压积管</td><td>Brand</td><td>7493 11</td><td></td></tr><tr><td>手术巾，45 cm × 75 cm</td><td>M&amp;ouml;lnlycke</td><td>800430</td><td></td></tr><tr><td>PinPort 接头，22 G</td><td>Instech</td><td>PNP3F22</td><td></td></tr><tr><td>PinPort 注射器</td><td>Instech</td><td>PNP3M</td><td></td></tr><tr><td>聚乙烯管，2 × 20 cm</td><td>Smiths medical</td><td>800/100/200</td><td>连接至注射器，ID：0.58 mm，OD：0.96 mm</td></tr><tr><td>橡胶圈</td><td>未知</td><td></td><td></td></tr><tr><td>手术刀，10 号刀片</td><td>Kiato</td><td>23110</td><td></td></tr><tr><td>脊髓穿刺针，25 G × 3.5''</td><td>Braun</td><td>5405905-01</td><td></td></tr><tr><td>三通阀系统，Discofix × 2</td><td>Braun</td><td>16494C</td><td>连接至换能器</td></tr><tr><td>缝线，4-0，单股，不可吸收 × 3</td><td>Ethicon</td><td>EH7145H</td><td></td></tr><tr><td>注射器，1 mL</td><td>BD Plastipak</td><td>1710023</td><td></td></tr><tr><td>注射器，鲁尔锁接头，10 mL × 4</td><td>BD Plastipak</td><td>305959</td><td>连接至换能器</td></tr><tr><td>组织粘合胶</td><td>3M</td><td>1469SB</td><td></td></tr><tr><td>0.5% 氯己定乙醇溶液</td><td>Faaborg Pharma</td><td>210918</td><td></td></tr><tr><td>卡洛芬 50 mg/mL</td><td>ScanVet</td><td>43715</td><td>稀释 1:10</td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Baxter</td><td></td><td></td></tr><tr><td>等渗盐水</td><td>Amgros</td><td>16404</td><td></td></tr><tr><td>利多卡因-肾上腺素 10 mg/5 &amp;micro;g/mL</td><td>Amgros</td><td>16318</td><td></td></tr></tbody></table>

在大鼠模型中通过视交叉前单次注射自体血诱导实验性蛛网膜下腔出血

Pre-Chiasmatic, Single Injection of Autologous Blood to Induce Experimental Subarachnoid Hemorrhage in a Rat Model

尽管过去几十年中治疗手段不断进步，蛛网膜下腔出血（SAH）仍然具有较高的发病率和死亡率，且主要影响相对年轻的群体。为研究SAH背后的病理生理机制并测试药物干预措施，已开发出多种SAH动物模型。本文介绍的是一种在大鼠中建立的经视交叉前单次注射模型，该模型可精确控制注入的血量。简要而言，动物经麻醉后进行气管插管，并接受机械通气支持。使用加热垫维持体温。在尾动脉插入导管，用于持续监测血压及采集血样。切开枕骨大孔膜，并将一根导管置入小脑延髓池，以监测颅内压；该导管也可用于鞘内治疗干预。将大鼠固定于立体定位仪上，在前囟前方钻孔，经此孔将导管插入并置于视交叉前方。从尾动脉导管采集自体血（0.3 mL），手动注入。此操作可导致颅内压升高及脑血流下降。动物维持镇静30分钟，并皮下注射生理盐水和镇痛药物。随后拔除气管插管，将动物放回笼中。由于采用预设血量，该视交叉前模型具有较高的可重复性，且个体间变异较小。该模型较好地模拟了人类SAH的病理过程，因此是SAH研究中具有相关性的实验模型。

与男性相比，女性发生动脉瘤性蛛网膜下腔出血（aSAH）的风险更高。尽管如此，由于雌性动物动情周期的异质性可能带来实验偏倚，目前实验中仍主要使用雄性啮齿类动物。此处展示的代表性结果来自最近一项比较雌性和雄性大鼠的研究，证实该模型在雌性动物中的结果与雄性大鼠相似21。该研究共纳入34只雌性Sprague-Dawley大鼠（18只SAH模型组和16只假手术组）。假手术组未将脊髓针下降至视交叉水平，也未注射血液，其余操作均与SAH组完全相同。两组之间的所有生理参数均具有可比性。最后，研究还对既往在雄性大鼠中进行实验的数据进行了荟萃分析，并与本研究的结果进行了比较21。
旋转杆实验是一种评估粗略感觉运动功能的测试。将动物放置在一根长150 cm、直径45 mm的可旋转杆的一端，杆的转速最高可达10 rpm。实验目标是让动物到达杆的另一端，该处放置有一个笼子。与假手术组动物相比，SAH大鼠在第1天和第2天的旋转杆测试中表现显著更差（图1）。...

蛛网膜下腔出血在人类中仍具有较高的死亡率和致残率。为了促进对该疾病及其病理生理机制的进一步研究，本文介绍了一种视交叉前单次注射模型。

尽管过去几十年在治疗方面取得了进展，蛛网膜下腔出血（SAH）仍然具有较高的发病率和死亡率，主要原因在于……

这种蛛网膜下腔出血模型有助于我们更深入地理解其病理生理机制及所导致的后果，有望推动治疗方法的开发，减轻患者疾病的负担。该技术的主要优势在于其高度可重复性，因为可注入固定量的血液。此外，它在关键参数上类似于人类的蛛网膜下腔出血。制作颅内压探头时，将一段20毫米长的聚乙烯管一端烧灼，形成一个圆形板状结构，同时保持管腔开放。然后在聚乙烯管上套入一个1毫米长的硅胶管环，再将一段10毫米长的硅胶管连接到聚乙烯管的末端。接下来，将一只Sprague Dawley大鼠麻醉、插管并置入导管，然后将其固定于立体定位仪中。在给予局部麻醉后，从正中线的针刺部位向尾侧做一条8毫米的皮肤切口。在解剖显微镜下，逐层钝性分离所有肌肉，以暴露枕骨寰椎膜。然后使用牵开器固定颈部肌肉组织，必要时将牵开器置于尾侧。确认无菌颅内压（ICP）探头已连接至ICP传感器后，用生理盐水冲洗ICP探头，确保探头内无气泡。使用23号针头切开枕寰膜，制造一个小孔，轻柔地引导ICP探头穿过该膜。轻轻拉动探头，确保其显示在0至5毫米汞柱之间的搏动性曲线。若未出现该曲线，应取出探头，重新检查与换能器的连接，并确认管腔内有液体流通。在枕寰膜包绕探头的区域，滴加两滴组织胶。然后将1 mm硅胶管向膜方向前移，再涂抹额外的胶水，以尽量降低颅内压探头移位的风险。颅内压探头粘牢后，移除牵开器。接着使用不可吸收的单股4-0缝线，在切口尾端缝合一针水平褥式缝合线，在头端缝合一针单纯间断缝合线。为放置激光多普勒探头，从眼睛前方稍远处开始，在中线处向尾侧做一条15毫米的切口。用镊子去除结缔组织和肌肉后，使用无菌棉签的末端作为探针，确定前囟和冠状缝的位置。放置好牵开器后，将一支25号脊髓穿刺针准确置于立体定位仪的前囟位置，并记录坐标。接下来，将针头从前囟移开。将框架向前移动 6.5 毫米。然后将针头重新插入中线，以标记钻孔位置。钻孔直至在骨下识别出硬脑膜。使用直血管钳轻轻去除骨碎片，然后用骨蜡填充骨腔。接下来，在冠状缝前方、bregma 右侧外侧 3 至 4 毫米处，为激光多普勒仪钻另一个孔。注意不要穿透硬脑膜。寻找激光多普勒仪可测量血流的血管位置。放置激光多普勒并检查数值。需要至少达到100个灌注单位。如果移除显微镜后数值仍然可接受，则添加一滴胶水以固定探头。重新检查以确认数值是否高于80流明单位。为诱导蛛网膜下腔出血，将针头沿大脑半球间中线轻柔插入颅骨，直至因颅底阻力而感到阻碍。随后将针头回撤1毫米，以确保其准确置于视交叉前方的适当位置。为确保注射血液时获得最均匀的效果，顺时针旋转针头90度，使针尖朝向右侧。然后移除针芯。经过15分钟平衡后，调整麻醉水平，使平均动脉血压维持在80至100毫米汞柱范围内。然后进行血气分析，以确认pH值、二氧化碳分压和氧气分压处于生理参数范围内。接下来，使用带有钝头23号针头的1毫升注射器，从尾部导管中抽

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Research

科研

JoVE Journal

Neuroscience

神经科学

视交叉前，单次注射自体血以诱导大鼠模型中实验性蛛网膜下腔出血

本方案中描述的小鼠自体血注射脑出血模型采用双次注射技术，以最大限度降低血液沿针道反流的风险，泵系统中不使用抗凝剂，并且消除了系统中的所有死腔和可扩张的管路。...

自体血注射法建立小鼠自发性脑内出血模型

动脉瘤性蛛网膜下腔出血（SAH）是指动脉瘤破裂后血液流入蛛网膜下腔所引起的出血。尽管由于治疗手段的不断改进，该疾病的发病率和死亡率已呈下降趋势，但蛛网膜下腔出血后脑血管痉挛的风险仍与数年前持平。自1979年Barry et al. 首次在实验性脑血管痉挛模型中使用大鼠以来，建立一种全面且可重复的动物模型以识别脑血管痉挛的启动事件，一直是研究的重点。早期在大鼠中的研究表明，向小脑延髓池单次注射自体血可导致急性（数分钟内发生）但不会引起迟发性脑血管痉挛3, 6,...

一种低死亡率的大鼠模型用于评估实验性蛛网膜下腔出血后迟发性脑血管痉挛

本视频演示了建立蛛网膜下腔出血大鼠模型的操作步骤。对麻醉后的大鼠植入探针，用于测量颅内压和脑血流量。确定目标位置后，将针头插入视交叉前位置。随后将自体血注入蛛网膜下腔，导致颅内压升高、脑血流量下降，从而成功建立模型。...

建立自体血注射诱导的蛛网膜下腔出血大鼠模型

来源：Tang, X. 等. 通过自体血双次注射建立桥脑大量出血模型. J. Vis. Exp.

通过自体血注射在大鼠模型中诱导桥脑大量出血

一种蛛网膜下腔出血的小鼠模型

脑出血的临床前模型用于模拟临床疾病的某些方面，从而可研究损伤机制及潜在的治疗策略。本方案中描述了两种脑出血模型，即自体血或胶原酶注入纹状体（基底节）。...

纹状体内注射自体血或梭状芽胞杆菌胶原酶作为脑内出血的小鼠模型

兔实验性颅内压控制的血液分流蛛网膜下腔出血（SAH）模型结合了标准操作步骤——锁骨下动脉插管和经皮小脑延髓池穿刺，可高度模拟人类SAH后的病理生理状态。本文提供了详细的分步操作说明，并讨论了成功建立实验性SAH模型的关键手术要点。...

用于研究蛛网膜下腔出血急性期与远期后遗症的兔血液分流模型：技术要点

本方案中，我们描述了一种通过向小脑延髓池两次注射自体全血来建立标准化的蛛网膜下腔出血（SAH）小鼠模型的方法。这种双次注射操作具有高度的标准化，属于一种中度至急性SAH模型，且在死亡率方面相对安全。...

经大池双次直接注射血液作为蛛网膜下腔出血模型

我们提出了一种通过两次注射自体血在大鼠中建立大规模脑桥出血模型的方案。...

双侧注射自体血所致的大面积脑桥出血

本方案描述了一种非病毒性方法，用于将遗传载体递送至活体啮齿类动物大脑的特定区域。该方法包括质粒制备、微移液管制作、新生大鼠幼崽手术、载体的微量注射以及 体内...

通过非脑室途径质粒注射与电穿孔法向新生大鼠脑组织递送基因

了解通过视交叉前单次注射自体血建立大鼠实验性蛛网膜下腔出血模型的方法。该技术具有高重复性，可精确控制血容量，适用于研究病理生理机制及评估潜在治疗方案。

在大鼠模型中通过视交叉前单次注射自体血诱导实验性蛛网膜下腔出血

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