小鼠右冠状动脉永久性结扎诱导右心室心肌梗死的建立与表征

右心室比左心室更耐受缺血。我们建立了一种右心室感染模型的制备技术，有助于阐明右心室梗死发生过程中的病理生理机制。通过血管染色定位右冠状动脉，并确定结扎区域，这对于成功构建小鼠右心室梗死模型至关重要。

本实验操作由本实验室的博士后林海若进行演示。将小鼠仰卧置于垫子上，并通过脚趾回缩反应消失来确认麻醉深度。用缝线固定其门齿，并用胶带固定四肢。

使用脱毛膏去除颈部至剑突区域的毛发。用镊子轻轻拉出舌头，用压舌板抬起下颌以暴露声门。通过将22号套管插入声门进行气管内插管。

正确连接心电图电极至小鼠四肢，并记录心电图。为打开胸腔，使用眼科剪在皮肤上沿右侧第三肋骨平行方向做一厘米长的切口。再次确定第三肋间位置，并根据胸骨角度确保有足够的操作空间。

用剪刀和显微镊子在第三肋间隙上方分离并剪开胸大肌和胸小肌。随后，用弯头镊子钝性分离肋间肌以暴露手术区域，然后切开心包膜。用无菌棉签抬起右心房，并用无菌8-0尼龙线结扎右冠状动脉，结扎范围为3至5毫米。

结扎右冠状动脉后，观察监测的心电图 III 导联，可见 ST 段抬高。移除棉球，使用无菌 5-0 尼龙线缝合肌肉和皮肤。然后将小鼠置于加热垫上以促进恢复。

将小鼠仰卧位固定在用于动物固定的超声平台上，并进行超声操作。将其爪子用胶带固定在电极上，通过连接至超声仪的系统获取心电图记录。使用脱毛膏去除小鼠胸部的毛发，并在胸部皮肤上涂抹超声耦合剂。

将平台调至水平位置。使换能器与左腿平行，获取左心室长轴图像。顺时针旋转探头90度，获取左心室短轴切面图像。

按下动态存储按钮以保存图像。将平台左上角调至最低点。在B模式下，将换能器垂直下移，保持其位于小鼠上腹部且在膈肌下方的位置。

通过旋转平台的 X 轴和 Y 轴，微调其位置，直至屏幕上显示右心室、右心房、左心房和左心室。然后按 cine store 或 frame 按钮保存图像。按下 M-Mode。

当出现两条 X 指示线后，将指示线定位至三尖瓣口，以获取三尖瓣环平面的运动情况。再次按下 M 型超声按钮，然后按下动态存储或单帧存储按钮，以保存数据和图像。

将平台左侧倾斜至最低点。将探头沿右侧腋前线与水平轴成30度角放置。旋转平台的X轴和Y轴，以显示右心室。

按下M-Mode按钮，将指示线定位至室间隔高回声点，以获取右心室界面的M-Mode图像。再次按下M-Mode按钮，然后按下动态存储（cine store）按钮以保存图像。

进行气管插管并设置动物呼吸机参数。在剑突上方皮肤做一厘米长的双侧切口，使用眼科剪剪断膈肌和肋骨以暴露心脏。用32号针头穿刺右心室游离壁。

取下针头，用棉球按压伤口以止血。通过穿刺点将导管尖端插入右心室，并缓慢向前推进导管。调整导管尖端的位置，以在监测仪和记录系统上获得典型的右心室压力波形。

稳定10分钟后，记录右心室收缩压、右心室舒张压以及右心室最大压力上升和下降速率的数据。点击选择按钮，选取用于计算的心动周期，然后点击分析按钮，计算所选心动周期的平均值。

将动物仰卧位固定于垫上，进行气管插管以实施人工通气。使用手术剪刀打开胸腔，暴露心脏。用眼科剪刀在右心房处剪出一个3毫米的切口，通过注射器从心尖部向心脏灌注5 mL生理盐水。

用主动脉钳阻断主动脉中的血液。通过注射器从心尖注入0.1 mL浓度为1 mg/mL的硝酸甘油，以扩张冠状动脉。再从心尖注入1 mL铸型试剂灌注心脏，并等待两到三小时。

用50%氢氧化钠腐蚀心脏两到三天，然后用生理盐水冲洗以去除肌肉组织或结缔组织。冠状动脉前降支结扎后，心电图的第3导联可见ST段抬高。

2,3,5-三苯基四氮唑氯化物染色显示，术后24小时右心室游离壁的梗死区域占45%。超声心动图显示，右心室舒张末期内径在RV1组中增加，且超过假手术组的两倍以上。

右心室缩短分数、右心室射血分数以及三尖瓣环平面收缩期位移在右心室梗死组中显著减小。右心室与左心室面积比值增加了约50%。右心室血流动力学测量显示，在右心室梗死组中，右心室收缩压、右心室压力最大和最小上升速率以及右心室收缩力均显著降低。右心室舒张压和右心室舒张指数的指数时间常数则明显高于假手术组。

在梗死区域可见右心室动脉瘤。RVI组的体重校正心重比和胫骨长度校正心重比略高。Masson染色显示右心室游离壁存在明显纤维化。

此外，RVI组中极少在室间隔出现纤维化。相比之下，梗死区域仅存少量存活的心肌细胞。暴露结扎区域并准确掌握进针深度及范围，对于提高手术成功率和动物存活率至关重要。