Name: 在啮齿动物中进行体内和离体电阻抗肌图 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2022-06-08T13:10:00.000+00:00
Duration: 5 min 44 s
Description: 学习电阻抗肌图技术在小鼠和大鼠模型中进行体内和离体肌肉健康评估的方法。该技术为神经肌肉疾病的临床前研究提供快速、无创的诊断工具，有助于加速新疗法的开发。

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本工作由 Charley's Fund 和 NIH R01NS055099 资助。

本研究所述所有方法均已获得贝斯以色列女执事医疗中心机构动物护理和使用委员会的批准，方案编号为（031-2019；025-2019）。操作动物时应穿戴适当的个人防护装备，并严格遵守IACUC指南进行所有动物实验工作。
1. 体内 表面EIM
<ol>
	<li>将动物放入麻醉箱中以诱导麻醉。 
	注意：大鼠使用 1.5%–3.5% 异氟烷和 2 L·min-1 的 O2，小鼠使用 2% 异氟烷和 1 L·min-1 的 O2。</li>
	<li>当动物完全麻醉（通过捏其足部无反应来判断）后，将其俯卧位放置于实验台，并使用鼻罩维持麻醉，异氟烷浓度为 1.5%，氧气流速为 1 L·min-1。</li>
	<li>将待分析的动物腿部置于与髋关节呈 45° 角的位置（膝关节伸展），并用医用胶带固定足部。</li>
	<li>使用毛发剪刀修剪覆盖腓肠肌的毛发。</li>
	<li>在动物皮肤上涂抹一层厚厚的脱毛膏，静置 1 分钟。然后用生理盐水浸湿的纱布擦去脱毛剂。重复此过程最多三次，直至完全去除覆盖腓肠肌的所有毛发。 
	注意：在未进行测量时，应在皮肤上覆盖一块浸有生理盐水的纱布，以防止皮肤脱水。</li>
	<li>将表面阵列（图 1）连接至 EIM 设备，并让电极置于浸有生理盐水的纱布上静置。</li>
	<li>将表面阵列直接放置在覆盖腓肠肌的皮肤上，方向与肌纤维走向一致（纵向）。</li>
	<li>检查电极接触是否良好，若软件显示 50 kHz 下的电阻、电抗和相位值稳定性时所有条形均呈绿色，则可开始采集 EIM 测量数据。 
	注意：应实时检查曲线，以确保数据采集正确。</li>
	<li>将表面阵列旋转 90°，重新放置于腓肠肌皮肤上，以获取横向测量数据（检查绿色条形以确认稳定性）。</li>
	<li>重复步骤 1.7、1.8 和 1.9，每块肌肉共获得四次测量值：两次纵向和两次横向。 
	注意：每两周内脱毛剂使用不得超过一次（即单次最多连续使用三次），以避免皮肤过度刺激和损伤。去除脱毛膏后应于约 5–10 分钟内完成测量，因为脱毛剂可能引起局部皮肤水肿，从而影响所采集的阻抗数据。停止异氟烷麻醉后动物可立即恢复，该操作无需镇痛治疗。</li>
</ol>
2. 在体 针阵列EIM
<ol>
	<li>麻醉动物，并按照步骤 1.1–1.4 所述方法准备腿部。然而，在使用针阵列进行 体内 EIM 检测时，无需使用脱毛剂。</li>
	<li>将针阵列（图 2A–F）连接至 EIM 设备，并将其置于盛有生理盐水的称量皿中。检查连接状态和信号稳定性（以绿色条形指示）。</li>
	<li>用酒精对皮肤和针头进行消毒。将针阵列沿肌纤维纵轴方向放置，并用力将其压入皮肤，直至所有针头穿透皮肤并插入下方肌肉，直至阵列上的塑料护片接触皮肤。采集数据。</li>
	<li>轻柔取出阵列，然后以与第一次测量方向成 90° 角的方向，即横向方向，重新经皮肤插入肌肉中。采集数据。 
	注意：使用针阵列时，每个方向仅应采集一次测量数据，以减少针电极对皮肤和肌肉组织的影响。若出现出血，应在进行第二次测量前轻轻擦去血液。停止异氟烷麻醉后，动物可立即恢复，该操作无需镇痛治疗。</li>
</ol>
3. 离体 EIM
<ol>
	<li>准备 离体 介电细胞（图2G，H），向腔室中加入生理盐水溶液，并将细胞连接至EIM设备以获取参考值。 
	注意：在1 kHz至1 MHz的频率范围内，生理盐水的相位和电抗值应保持恒定，接近或等于零，其电阻值应保持在约100 ± 25 Ω的恒定范围内。</li>
	<li>根据相应的IACUC指南对动物实施安乐死。</li>
	<li>使用剪刀在跟腱附近剪开皮肤。用镊子向上牵拉皮肤，暴露下方的肌肉和筋膜。轻轻分离覆盖在腓肠肌上方的股二头肌，并切断坐骨神经。</li>
	<li>切断跟腱以游离腓肠肌和比目鱼肌的远端，用镊子轻轻向上牵拉跟腱，同时使用剪刀去除所有附着组织。待所有附着组织完全清除后，用剪刀切断比目鱼肌的近端并将其移除。</li>
	<li>使用剪刀解剖髌骨周围腓肠肌的肌头。 
	注意：去除腓肠肌后，务必记住肌纤维的原始方向。</li>
	<li>将腓肠肌置于牙科蜡片上，使用剃刀刀片和直尺进行切割，从腓肠肌中心获取一个10 mm × 10 mm的组织切片。 
	注意：电介质池的尺寸可根据需要定制。对于大鼠，使用10 mm x 10 mm的电介质池；对于小鼠，使用5 mm x 5 mm的电介质池。</li>
	<li>使用镊子将腓肠肌轻轻放入介电池中，确保肌纤维沿纵向排列（即肌肉的尾端和头端应分别接触电极）。确保肌肉与金属电极完全接触。</li>
	<li>连接介电细胞的上部，并将两根单极针（26 G）插入两个孔中。将EIM设备的导线连接到 离体 细胞的连接顺序如下：（1：I+，2：V+，3：V-，4：I-，其中 I 代表电流电极，V 代表电压电极）。采集纵向测量数据。</li>
	<li>打开介电细胞，通过将肌肉旋转90°使其重新定向至横向。重新安装介电细胞的顶部。采集横向测量数据。</li>
</ol>

<ol><li>Rutkove, S. B., Sanchez, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+methods+in+neuromuscular+assessment%3A+An+overview%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Perspectives+in+Medicine%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview.</a> Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).</li>
<li>Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography%3A+Background%2C+Current+State%2C+and+Future+Directions%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions.</a> Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).</li>
<li>Sanchez, B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Present+uses%2C+future+applications%2C+and+technical+underpinnings+of+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Neurology+and+Neuroscience+Reports%22%5BJournal%5D)">Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography.</a> Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86(2017).</li>
<li>Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Discriminating+neurogenic+from+myopathic+disease+via+measurement+of+muscle+anisotropy%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy.</a> Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).</li>
<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Loss+of+electrical+anisotropy+is+an+unrecognized+feature+of+dystrophic+muscle+that+may+serve+as+a+convenient+index+of+disease+status%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status.</a> Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).</li>
<li>Wang, L. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+alterations+in+the+electrical+impedance+of+muscle+after+experimental+nerve+injury+via+finite-element+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).</li>
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<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessment+of+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy.</a> Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).</li>
<li>Semple, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Using+electrical+impedance+myography+as+a+biomarker+of+muscle+deconditioning+in+rats+exposed+to+micro-+and+partial-gravity+analogs%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs.</a> Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).</li>
<li>Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age-+and+gender-associated+differences+in+electrical+impedance+values+of+skeletal+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Measurement%22%5BJournal%5D)">Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle.</a> Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).</li>
<li>Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Potential+utility+of+electrical+impedance+myography+in+evaluating+age-related+skeletal+muscle+function+deficits%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Physiology%22%5BJournal%5D)">Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits.</a> Frontiers in Physiology. 12, 666964(2021).</li>
<li>Kapur, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+size+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+immature+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice.</a> Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).</li>
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<li>Pandeya, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Predicting+myofiber+cross-sectional+area+and+triglyceride+content+with+electrical+impedance+myography%3A+A+study+in+db%2Fdb+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+and+Nerve%22%5BJournal%5D)">Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice.</a> Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).</li>
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<li>Hu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Antisense+oligonucleotide+and+adjuvant+exercise+therapy+reverse+fatigue+in+old+mice+with+myotonic+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Therapy+-+Nucleic+Acids%22%5BJournal%5D)">Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy.</a> Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).</li>
<li>Sanchez, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+assessment+of+muscle+injury+in+healthy+and+dystrophic+animals+with+electrical+impedance+myography%5BTitle%5D)+AND+%22Muscle+%26+Nerve%22%5BJournal%5D)">Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography.</a> Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).</li>
<li>Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differentiation+of+the+intracellular+structure+of+slow-+versus+fast-twitch+muscle+fibers+through+evaluation+of+the+dielectric+properties+of+tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Physics+in+Medicine+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue.</a> Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).</li>
<li>Shefner, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+ALS+progression+with+a+dedicated+electrical+impedance+myography+system%5BTitle%5D)+AND+%22Amyotrophic+Lateral+Sclerosis+%26+Frontotemporal+Degeneration%22%5BJournal%5D)">Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system.</a> Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).</li>
<li>Lungu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+muscle+asymmetries+in+cervical+dystonia+with+electrical+impedance%3A+a+preliminary+assessment%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment.</a> Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrical+impedance+myography+for+assessing+paraspinal+muscles+of+patients+with+low+back+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Electrical+Bioimpedance%22%5BJournal%5D)">Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain.</a> Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).</li>
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<li>Rutkove, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+ALS+clinical+trials+through+frequent+at-home+self-assessment%3A+a+proof+of+concept+study%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Clinical+and+Translational+Neurology%22%5BJournal%5D)">Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study.</a> Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).</li>
</ol>

S. B. Rutkove 持有 Myolex 公司的股权，并担任该公司的顾问和科学顾问，该公司设计用于临床和科研用途的阻抗设备，包括本研究中使用的 mView 系统。他同时也是该公司董事会成员。该公司还拥有选择权，可许可一项专利阻抗技术，S. B. Rutkove 是该专利技术的发明人之一。其他作者除上述披露外，未与任何在经济利益上与本文所述主题或材料存在利益关系或利益冲突的组织或实体有其他相关关联或财务参与。

本文提供了在啮齿类动物中进行EIM的基本方法 体内 和 离体为获得可靠的测量结果，必须执行一系列关键步骤。首先，需要准确定位目标肌肉，因为不同肌肉对疾病、治疗及病理状态的反应各不相同。应注意，在某一肌肉（如腓肠肌）上获取的数据并不能等同于另一肌肉（如胫骨前肌）所获得的信息。其次，必须谨慎选择最适合的电极阵列以进行阻抗测量。尽管各类电极阵列均具有各自的优缺点，但仍需根据实验设计，并结合疾病进展及其对解剖结构的影响（如严重萎缩）来选择合适的阵列。最后，EIM技术可在数秒内采集大量数据，但必须严格进行质量控制，以确保数据中无伪迹干扰。
EIM 系统在多个层面上具有高度可定制性。尽管本研究所使用的系统专为临床和临床前数据采集而设计，但任何多频阻抗测量系统均可用于此目的，只要其能提供各个频率的数据即可。通常，阻抗系统会输出标准的 .csv 文件。同样，电极阵列也可进行额外修改，因为真正所需的是将四个电极排成一条直线。例如，在本方案中，已使用多种自制电极来满足特定需求，但也可使用简单（如环氧胶、皮下针头）或复杂（如3D打印机）的工具，根据个体需求定制阵列。此...

生物阻抗肌电图（electrical impedance myography, EIM）提供了一种评估肌肉状态的有力方法，有望用于神经肌肉疾病的诊断、疾病进展的监测以及治疗反应的评估1,2,3。该方法可同时应用于动物疾病模型和人类，从而实现从临床前研究到临床研究的相对无缝转化。EIM 测量可通过四个线性排列的电极轻松完成，其中两个外侧电极向组织施加一个无痛、微弱的交流电流，频率范围通常在 1 kHz 至约 2 MHz 之间，两个内侧电极则用于记录产生的电压1。通过这些电压数据，可以获得组织的阻抗特性，包括电阻（R），即反映电流通过组织难易程度的指标；以及电抗（X）或称组织的“电荷可存储性”，该指标与组织储存电荷的能力（电容）相关。由电抗和电阻可按以下公式计算相位角（θ）：<img alt="三角学概念；theta 等于 arctan(X/R)；角度计算的数学公式。" src="/files/ftp_upload/63513/63513eq01.jpg" style="margin: auto;" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="公式 1">，从而提供一个综合性的阻抗测量值。此类测量可使用任意多频生物阻抗设备完成。由于肌纤维本质上是长圆柱形结构，肌肉组织也具有高度各向异性，电流沿肌纤维方向比横向穿过时更易传导4,5。因此，EIM 通常在两个方向上进行：一种是将电极阵列沿肌纤维方向放置，使电流与其平行；另一种是将电极横跨肌肉放置，使电流垂直于肌纤维方向。此外，在离体（ex vivo）测量中，若在已知体积的组织样本中使用阻抗测量池进行检测，还可进一步推导出肌肉的固有电学特性（即电导率和相对介电常数）6。
“神经肌肉疾病”这一术语涵盖了一系列导致肌肉结构改变和功能障碍的原发性和继发性疾病。其中包括肌萎缩侧索硬化症和多种类型的肌营养不良症，也包括与衰老（例如肌肉减少症）、失用性萎缩（例如因长期卧床或微重力环境引起）甚至损伤相关的较简单变化7。尽管病因众多，且可起源于运动神经元、神经、神经肌肉接头或肌肉本身，但生物阻抗肌图（EIM）可用于检测由这些过程引起的肌肉早期改变，并追踪疾病进展或对治疗的反应。例如，在杜氏肌营养不良症（DMD）患者中，EIM已被证明能够检测疾病的进展以及对皮质类固醇治疗的反应8。近期研究还表明，EIM对不同失用状态具有敏感性，包括类似在月球或火星上所经历的部分重力环境9，以及衰老的影响10,11。最后，通过对每次测量获得的数据集（多频率和方向依赖性数据）应用预测模型和机器学习算法，可以推断出组织的组织学特征，包括肌纤维大小12,13、炎症变化和水肿14，以及结缔组织和脂肪含量15,16。
在人类和动物中，还有其他多种非侵入性或微侵入性方法用于评估肌肉健康，包括针电极肌电图17以及影像学技术，如磁共振成像、计算机断层扫描和超声成像18，19。然而，与这些技术相比，电抗肌电图（EIM）具有明显优势。例如，肌电图仅记录肌纤维膜的主动电学特性，而无法检测其被动特性，因此不能真实反映肌肉的组成或结构。从某种意义上说，影像学方法与EIM更为接近，因为它们同样可提供有关组织结构和组成的信息。但在某些方面，影像学方法提供的数据过于庞杂，需要进行详细图像分割和专家分析，而不能直接输出定量结果。此外，由于技术复杂性，影像学技术在很大程度上受所用硬件和软件具体参数的影响，理想情况下需使用完全相同的系统才能实现数据集之间的比较。相比之下，EIM技术更为简便，受这些技术因素的影响较小，且无需任何图像处理或专家分析。
以下方案展示了如何在大鼠和小鼠中进行体内电抗肌图（EIM），采用非侵入性（表面阵列）和微创（皮下针阵列）技术，以及对新鲜切除的肌肉组织进行体外电抗肌图检测。

<table><tbody><tr><td>3D 打印机</td><td>Formlabs Inc.</td><td>Form 2 Desktop</td><td>3D 打印机</td></tr><tr><td>3D 打印机</td><td>深圳市创想三维科技有限公司</td><td>Creality Ender 3 V2</td><td>3D 打印机</td></tr><tr><td>3M Micropore 外科胶带</td><td>Fisher</td><td>19-027761 和 19-061655</td><td>型号 1530-0 和 1530-1</td></tr><tr><td>3M TRANSPORE 外科胶带</td><td>Fisher</td><td>18-999-380 和 18-999-381</td><td>型号 1527-0 和 1527-1</td></tr><tr><td>垂直连接器插头，10 针，1 mm 间距</td><td>Digi-Key（Sullins 连接器解决方案）</td><td>S9214-ND（SMH100-LPSE-S10-ST-BK）</td><td>用于图 2A 所示大鼠在体阵列的塑料间隔器，孔径为 1 mm</td></tr><tr><td>棉签</td><td>Fisher</td><td>22-363-172</td><td></td></tr><tr><td>牙科蜡</td><td>Fisher</td><td>NC9377103</td><td></td></tr><tr><td>脱毛剂</td><td>NAIR</td><td>NA</td><td>含柔润婴儿油的脱毛乳液</td></tr><tr><td>Dumont #7b 镊子</td><td>精细科学工具公司</td><td>编号 11270-20</td><td>用于解剖，型号：#7b，尖端形状：弯曲，尖端类型：标准，尖端尺寸：0.17 mm × 0.1 mm，材质：Inox 不锈钢，长度：11 cm</td></tr><tr><td>电子数显卡尺</td><td>Fisher</td><td>14-648-17</td><td>用于测量腓肠肌的尺寸</td></tr><tr><td>双组分环氧胶粘剂，4 分钟操作时间</td><td>Devcon</td><td>系列 14265，型号 2217</td><td>用于图 2A 所示大鼠在体阵列的粘合剂</td></tr><tr><td>离体介电阻抗测量池</td><td>定制</td><td>NA</td><td>介电测量池由 Rutkove 实验室通过 3D 打印制作</td></tr><tr><td>Graefe 镊子</td><td>精细科学工具公司</td><td>编号 11051-10</td><td>用于肌肉的放置与调整，长度：10 cm，尖端形状：弯曲，尖端类型：带齿，尖端宽度：0.8 mm，尖端尺寸：0.8 mm × 0.7 mm，合金/材质</td></tr><tr><td>毛发修剪器</td><td>Amazon</td><td>NA</td><td>Wahl 专业动物用 BravMini+</td></tr><tr><td>动物阻抗测量设备</td><td>Myolex</td><td>EIM1103</td><td>mView 系统——用于动物研究的实验性电抗肌图设备</td></tr><tr><td>在体针式电极阵列</td><td>定制</td><td>NA</td><td>使用 Ambu 公司的 27 G 皮下针定制制作，由 Rutkove 实验室通过 3D 打印完成组装</td></tr><tr><td>在体表面电极阵列</td><td>定制</td><td>NA</td><td>在体表面电极阵列由 Rutkove 实验室打印并组装</td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Patterson 兽用供应公司</td><td>07-893-8441（NDC：46066-755-04）</td><td>Pivetal — 250 mL 瓶装</td></tr><tr><td>无纺纱布</td><td>Fisher</td><td>22-028-559</td><td>2 英寸 × 2 英寸</td></tr><tr><td>聚苯乙烯称量皿</td><td>Fisher</td><td>S67090A</td><td>尺寸（长 × 宽 × 高）：88.9 mm × 88.9 mm × 25.4 mm</td></tr><tr><td>剃须刀片</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td>用于将肌肉切割至合适尺寸，单刃碳钢刀片</td></tr><tr><td>学生用精细剪刀</td><td>精细科学工具公司</td><td>编号 91460-11</td><td>用于解剖，刀尖类型：锐-锐，材质：学生级不锈钢，是否带齿：否，刀尖形状：直型，刃口长度：20 mm，总长：11.5 cm，特点：学生级品质</td></tr><tr><td>27 G Neuroline 皮下针</td><td>Ambu</td><td>745 12-50/24</td><td>用于图 2A 所示大鼠在体阵列的针电极</td></tr><tr><td>手术剪刀 - 锐头型</td><td>精细科学工具公司</td><td>编号 14002-13</td><td>用于切割皮肤，刀尖类型：锐-锐，材质：不锈钢，是否带齿：否，刀尖形状：直型，刃口长度：42 mm，总长：13 cm</td></tr><tr><td>TECA ELITE 单极针电极</td><td>Natus</td><td>902-DMG50-S</td><td>直径 0.46 mm（26 G），蓝色接头</td></tr><tr><td>Teknova 0.9% 生理盐水溶液</td><td>Fisher</td><td>S5815</td><td>1000 mL 无菌装</td></tr></tbody></table>

执行 在体 内 和 离体 啮齿类动物的电阻抗肌电图

Performing In Vivo and Ex Vivo Electrical Impedance Myography in Rodents

电阻抗肌电图（EIM）是一种便捷的技术，可用于临床前和临床研究中评估肌肉组织的健康状况和疾病。通过在一定频率范围（例如，从 1 kHz 到 10 MHz）内，向目标肌肉施加低强度、方向聚焦的电流，并记录产生的电压，即可获得 EIM 数据。由此可计算出多个标准阻抗参数，包括电抗、电阻和相位。在对离体肌肉进行 ex vivo 测量时，还可进一步计算组织固有的被动电学特性，即电导率和相对介电常数。EIM 已广泛应用于动物和人类研究中，用于诊断和追踪多种疾病状态下的肌肉变化，评估单纯失用性萎缩，或作为治疗干预效果的衡量指标。在临床应用中，EIM 有望实现对疾病进展的长期监测，并评估治疗干预的影响，从而有助于缩短临床试验周期并减少样本量需求。由于该技术可在活体动物模型和人体中以非侵入性或微侵入性方式实施，EIM 具备成为一种新型转化工具的潜力，可同时支持临床前与临床研究的发展。本文提供了在小鼠和大鼠中进行 in vivo 和 ex vivo EIM 测量的分步操作指南，包括针对特定条件（如幼鼠或肥胖动物）调整技术方法的具体策略。

EIM 可在多种条件下获取，包括表面 体内 阵列图1），针头 体内 阵列（图 2A-F），以及 离体 介电细胞（图 2G，H).
EIM 根据测得的阻抗值，提供肌肉状况的近乎即时的快照。测量过程迅速，生成一个简单的输出数据文件，无需任何特殊软件即可读取（图 3A）。实际上，任何能够提供各单一频率数据的多频阻抗设备均可生成标准的 .csv 输出文件，可独立打开。本方案所述系统在输出文件中还包含实验名称和实验条件，以及每次测量在各个频率下的相位、电抗和电阻值。为确保可重复性，通常获取两次纵向（试验 1 和 3）和两次横向（试验 2 和 4）测量值，取其平均值，并用于后续所有分析。
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本文详细介绍了如何在啮齿类动物腓肠肌上进行体内（使用表面电极和针式电极阵列）和离体（使用介电细胞）的电阻抗肌图检测。文章将在小鼠和大鼠中演示该技术，并详细说明可采用的各种改进方法（例如，用于肥胖动物、幼鼠）。

电学阻抗肌电图（EIM）是一种便捷的技术，可用于临床前和临床研究中评估肌肉组织的健康状况以及……

电阻抗肌电图是一种无创或微创技术，用于评估肌肉状况。它可提供反映肌肉健康的定量指标，可作为诊断工具或生物标志物。该技术具有定量、快速的特点，且无需进行详细的图像分析，因此在治疗研究中可作为评估疾病状态的便捷生物标志物。电抗肌电图的另一个有用之处在于，它对大多数类型的骨骼肌病变具有敏感性。异常的电抗肌电图数值可以揭示潜在的组织学改变。进行表面测量时，需要对皮肤进行充分准备。必须熟悉接触阻抗伪影的外观，并在需要时重新测量。开始时，在确认脚趾夹捏试验无反应后，将小鼠俯卧置于实验台面上。将待分析的动物腿部置于与水平面成45度角的位置，膝关节伸展，并用医用胶带固定足部。使用电推剪修剪覆盖在腓肠肌上的毛发，并在动物皮肤上涂抹一层脱毛膏，持续一分钟。用生理盐水浸湿的纱布擦去脱毛膏，重复此过程最多三次，直至完全去除覆盖在腓肠肌上的毛发。将表面电极阵列连接至电阻抗肌图仪设备，并将电极置于浸有生理盐水的纱布上静置。将表面电极阵列直接放置在皮肤上，位于腓肠肌处，并沿肌纤维方向纵向排列。通过软件检查所有条形是否均显示为绿色，以及50千赫电阻、电抗和相位值的稳定性，以确认接触良好。随后采集生物电阻抗肌图测量数据。将表面电极阵列旋转90度，并重新放置于小腿腓肠肌皮肤上，以获取横向测量数据。将针状电极阵列连接至电阻抗肌图仪设备，并将电极阵列置于盛有生理盐水的称量皿中使其静置。随后检查连接状态及信号稳定性。将针阵列置于与肌纤维纵向平行的位置，用力将其压入皮肤，直至所有针头穿透皮肤及下方肌肉，到达阵列上的塑料护罩处。采集数据。轻轻取出阵列，然后以与第一次测量方向垂直的横向角度（90度）重新插入皮肤并进入肌肉。然后采集这些数据。对于离体电学阻抗肌图（Ex Vivo Electrical Impedance Myography），准备离体介电细胞，向腔室中加入生理盐水，并将细胞连接至电学阻抗肌图设备以获取参考值。将腓肠肌置于牙科蜡片上，使用直边剃刀沿直尺将其切分为10毫米×10毫米的组织块（适用于大鼠样本）。从小鼠腓肠肌中心取 5 毫米 × 5 毫米大小的组织块。用镊子将腓肠肌轻轻放入电刺激槽中，确保肌纤维沿纵向排列，并且肌肉完全与金属电极接触。安装电刺激槽的上部组件，并将两根 26 号单极针插入两个孔中。按照论文中所述顺序，将电学阻抗肌图仪的导线连接到离体细胞上，然后获取纵向测量数据。打开介电池，通过将肌肉旋转90度，将其重新调整为横向方向。重新安装介电细胞的上部并获取横向测量数据。通过体表活体阵列、针式活体阵列以及离体介电细胞，可在多种条件下获得电抗肌电图。图中展示了体表EIM在纵向和横向测量中相位、电抗和电阻的代表性曲线。一些通常与接触问题相关的异常情况可能导致在低频时观察到极端值。图中显示了电抗作为电阻函数以及纵向和横向方向的变化。良好的皮肤准备对于表面测量至关重要。不得残留任何毛发。若发现接触伪影，则需重复进行脱毛、生理盐水涂抹及测量。电学阻抗肌图可增强对啮齿类动物模型疾病状态及治疗效果的评估，有助于加快发现治疗神经肌肉疾病的新疗法。

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科研

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Biology

生物学

在啮齿动物中进行体内和离体电阻抗肌图

本视频演示了通过电刺激大鼠尺神经、调节电极以获得最佳信号，并逐步增加刺激强度以评估神经功能，来记录复合肌肉动作电位（CMAP）的操作流程。该方法可实现对神经传导功能的定量评估。 体内...

在大鼠体内测量复合肌肉动作电位

来源：Jensen, V. N.，等．神经肌肉疾病小鼠模型中呼吸肌活动与通气功能的重复测量．J. Vis.

在肌萎缩侧索硬化小鼠模型中同步记录体积描记图与肌电图

体内 小鼠坐骨神经电生理测量

轴突兴奋性技术为研究不可逆变性事件发生前的病理生理学和生物物理变化提供了强有力的工具。本文展示了在麻醉大鼠尺神经上应用这些技术的方法。...

体内大鼠尺神经轴突兴奋性测试的电生理测量

神经传导测量是评估神经退行性疾病小鼠模型的有用工具，但通常仅用于刺激后肢坐骨神经。本文介绍了一种测量复合肌肉动作电位（CMAP）的技术 体内...

体内电生理记录小鼠运动神经元变性模型前肢复合肌肉动作电位

基于Hoffmann反射（H反射）并利用外周神经电刺激对痉挛状态进行临床评估是一种成熟的方法。本文提供了一种在小鼠前爪中用于定量H反射的终末直接神经刺激方案。...

小鼠终末H反射测量

本文详细介绍了模拟的方法学 体内 肌肉收缩过程中的力量产生 离体 利用实验啮齿动物的“虚拟肌肉”进行工作循环实验，以评估应变瞬变和激活对肌肉力响应的贡献。...

“Avatar”，一种改良版 离体 使用工作循环实验 体内 应变与激活

本研究展示了一种改进的单纤维肌电图（SFEMG）方案，用于在啮齿类动物模型中实现神经肌肉接头（NMJ）传递功能的体内测量。文中详细描述了SFEMG技术的逐步操作流程，以实现对大鼠腓肠肌中神经肌肉接头传递变异性和传递失败的定量评估。...

刺激性单纤维肌电图（SFEMG）用于评估啮齿类动物模型中神经肌肉接头传递功能

本方案描述了在小鼠前肢肌肉中手工制作并外科植入肌电图（EMG）电极的方法，用于在头部固定行为实验期间记录肌肉活动。...

使用慢性植入式肌电图电极记录头部固定小鼠前肢肌肉活动

我们的目的是提供一份更新的、易于遵循的表肌电图电极制备与测试指南。为此，我们提供了材料采购的说明，以及电极制备和测试过程的详细操作步骤。...

低成本表肌电图电极的开发：一种简化的制备与测试工作流程

本文介绍了一种用于安装和制备肌内电极的方案，以及一种可安装在动物身上、微型化的肌电图（EMG）测量装置，适用于运动研究中的EMG分析。该系统能够无线传输实时EMG数据，用于研究脑卒中模型大鼠的运动功能恢复。...

一种用于小型动物的实时可穿戴肌电测量系统

学习电阻抗肌图技术在小鼠和大鼠模型中进行体内和离体肌肉健康评估的方法。该技术为神经肌肉疾病的临床前研究提供快速、无创的诊断工具，有助于加速新疗法的开发。

执行在体内和离体啮齿类动物的电阻抗肌电图

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