利用细胞示踪剂注射研究大鼠囊状侧壁模型中新生内膜形成细胞的来源

通过直接动脉内应用细胞示踪剂，我们可以在两个不同时间点分析源自母体动脉的内皮细胞在新生内膜形成中的作用。该技术的一大优势在于其直接、单次、可解释的体内注射，使该模型成为一种稳定且可重复的技术。手术前，将供体大鼠的动脉囊在37摄氏度下用0.1%十二烷基硫酸钠孵育10小时，以获得脱细胞动脉瘤。

在手术前数天从供体动物收集这些囊袋。首先，作为术前临床检查的一部分，分析动物的行为，并检查其黏膜和皮肤弹性。记录每只动物的体重。

麻醉诱导时，将所有大鼠置于一个洁净的盒子中并供氧，5至10分钟后直至意识丧失。通过检查足底回缩反射是否消失来确认麻醉深度。将大鼠仰卧位固定，并使用电动剃须刀剃除胸腹部区域的毛发。

使用胶带将大鼠的爪子固定在覆盖有加热垫的板上，该加热垫连接至自动调节的直肠探针。将直肠探针插入大鼠肛门，借助加热垫维持37摄氏度的目标体温。然后在右后肢安装传感器，并连接至计算机系统，用于术中监测生命体征。

麻醉期间护理时，将无菌眼用润滑剂涂抹于眼睛，并用不透明的铝箔罩覆盖，以防止手术灯照射导致眼睛干燥和损伤。使用聚维酮碘对手术区域进行消毒，并以无菌方式铺巾。在主动脉近端和远端下方各放置一个带有紫色垫料的微型棉签，以便在主动脉与下腔静脉分离后更清晰地观察动脉。

然后用白色纱布保护腹部。手术当天，用移液器将两微升细胞示踪剂溶解于一毫升磷酸盐缓冲液（PBS）中。将混合液转移至装有套管的一毫升注射器中。

关闭手术室的灯光。使用显微镜，借助显微镊子在主动脉腹侧中段进行单点注射，缓慢注入1毫升含肝素的0.9%生理盐水溶液。小心注入细胞示踪剂后，立即关闭手术显微镜。

再次用湿纱布保护腹部。让染料孵育至少15分钟。然后打开显微镜和手术室的灯光。

使用显微镊子和显微剪刀进行纵向动脉切开，使其长度与所获取的动脉瘤直径相当。在进行动脉切开前，将动脉瘤置于主动脉旁以确保切口长度合适。使用不可吸收的10-0缝线，以8至10个单缝将动脉瘤缝合固定。

在最后缝合前，以每厘米的填塞密度输送弹簧圈。在此模型中，可选择进行弹簧圈或支架治疗。然后在持续灌注肝素化生理盐水的条件下，从远端开始，小心移除临时夹具。

逐层缝合伤口。手术结束时，通过皮下注射逆转麻醉。让每只手术后的动物在清洁的笼子中恢复，必要时使用加热灯，直至完全清醒且体温恢复正常。

在第7天和第21天，去细胞化动脉瘤或活性动脉瘤在弹簧圈组与支架组之间的基线动脉瘤体积差异无统计学意义。去细胞化动脉瘤的随访体积显示，弹簧圈组相较于支架组的动脉瘤体积增长无统计学意义。活性动脉瘤的随访体积在弹簧圈组显著大于支架组。

在去细胞化动脉瘤新生内膜中，支架组与弹簧圈治疗组在术后7天随访时，细胞示踪剂阳性细胞数量差异无统计学意义；但在术后21天随访时，支架组大鼠的细胞示踪剂阳性细胞数量显著更高。在有生命活性的动脉瘤缝合大鼠中，术后7天和21天随访时均未观察到显著差异。在术后7天随访的去细胞化动脉瘤中，支架治疗组血栓内残留的细胞示踪剂阳性细胞数量显著多于弹簧圈治疗组。该差异在术后7天随访的有生命活性动脉瘤中未观察到。请务必在注射细胞示踪剂前关闭手术室灯光，以防止示踪剂褪色。此外，染料孵育时间应至少为15分钟。