Name: 使用便携式台式聚焦超声系统治疗小鼠模型中多形性胶质母细胞瘤的声动力疗法 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2023-02-10T14:20:00.000+00:00
Duration: 9 min 7 s
Description: 了解磁共振引导聚焦超声声动力疗法治疗小鼠多形性胶质母细胞瘤的非侵入性方法。该方案为研究人员提供了可靠的临床前治疗参数，可有效抑制肿瘤生长并保护正常脑组织。

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作者感谢美国国家科学基金会（NSF）小型企业技术转让计划第一阶段资助（项目编号：1938939）、美国机械工程师学会国防高级研究计划局（DARPA）资助（项目编号：N660012024075）以及约翰斯·霍普金斯临床与转化研究研究所（ICTR）临床研究学者计划（KL2）的支持，该计划由美国国立卫生研究院（NIH）国家转化科学促进中心（NCATS）负责管理。细胞由梅奥医学教育与研究基金会购买并提供。

所有动物实验均经约翰斯·霍普金斯大学机构动物护理和使用委员会（IACUC）批准，并按照其规定进行。实验所用无胸腺裸鼠雌鼠（年龄：10周）购自商业来源（见材料表）。所有操作均遵守生物安全二级（BSL-2）规范，包括佩戴口罩、手套和防护服。
1. 肿瘤移植与生物发光成像
<ol>
	<li>在研究的初始阶段，按照先前发表的文献进行颅内肿瘤植入6. 
	注意：本研究中，将100,000个M59人源胶质母细胞瘤异种移植细胞悬浮于4 µL细胞悬液中，植入颅骨深度3.0 mm处。</li>
	<li>治疗前，使用非侵入性方法定量每只小鼠的肿瘤大小 体内 发光成像系统（参见 材料表参照先前发表的报告7. 
	注意：此操作在治疗当天进行，即初次肿瘤植入后的第7天。</li>
	<li>使用成像定量技术，将小鼠分为可比的治疗亚组。 
	&#8203;注意：本研究包含两个亚组：（1）未治疗的荷瘤小鼠（n = 4）和（2）接受SDT治疗的荷瘤小鼠（n = 4）。两组在治疗前的肿瘤大小之间未观察到统计学上的显著差异。p &#62; 0.05).</li>
</ol>
2. 治疗日准备工作
<ol>
	<li>从冷冻柜中取出5-ALA盐酸盐（见材料表），按每公斤小鼠体重200 mg的剂量称取5-ALA（例如，对于25 g的小鼠，称取5 mg）。操作仅可在环境光下进行。 
	注意：使用前对所有器械进行灭菌。&#160;</li>
	<li>将称取的5-ALA完全溶解于磷酸盐缓冲液（PBS）中，使每只动物接受的5-ALA溶液浓度为60 mg/mL，并符合其体重对应的剂量（例如，将5 mg的5-ALA溶解于83.33 µL的PBS中，用于25 g的小鼠）。</li>
	<li>对声动力治疗（SDT）测试组中的每只动物，通过腹腔注射给予适量的5-ALA溶液（剂量根据步骤2.1和2.2计算）。</li>
	<li>将动物置于笼中静置3小时，使其代谢5-ALA。</li>
</ol>
3. 实验所需物品的准备
<ol>
	<li>用去离子水（DI 水）填充储液罐。 
	注意：所需水量取决于研究中使用的小鼠数量。</li>
	<li>将流入和流出管路连接至超声波脱气仪（参见材料表），并将脱气仪插入电源（1 = 开，0 = 关）。</li>
	<li>将流入和流出管路的另一端放入去离子水储液罐中。</li>
	<li>开启脱气仪，运行 45 分钟。</li>
	<li>将新脱气后的水灌满一个密闭、密封的容器至顶部，供研究过程中使用。</li>
	<li>将超声耦合凝胶（参见材料表）倒入锥形管中，然后放入离心机，以 160 × g 离心 5 分钟，以去除凝胶中的任何气泡。 
	&#8203;注意：所需凝胶量应足以在每只动物头部形成一小团凝胶。</li>
</ol>
4. MRgFUS 系统设置
<ol>
	<li>连接MRgFUS系统（参见 材料表）使用如图所示的接线图 图1 （下图）
	<ol>
		<li>将所有必要的组件（台式计算机、显示器、MRgFUS平台、示波器、放大器）连接至电源。</li>
		<li>将所有电缆连接到正确的位置。</li>
		<li>将所需的换能器连接到MRgFUS平台 通过 BNC 和同轴电缆，然后将相应的阻抗匹配盒连接到正确的导线上。 
		注意：本研究使用了515 kHz的换能器。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>打开所有设备。</li>
	<li>在台式计算机操作系统中，打开已集成于FUS系统软件中的AUREUS应用程序。</li>
	<li>选择 连接所有硬件 连接硬件至系统，并确保各组件与软件正常通信。</li>
	<li>通过下拉菜单选择所需的换能器。</li>
</ol>
5. 初始化
<ol>
	<li>从模体上拧下底部螺丝，用去离子且脱气的水注满空腔直至溢出，然后重新装回螺丝。</li>
	<li>将模型插入其对应的 MRI 床位位置（参见 图2，然后将MRI床放入MRI支架中对应的插槽内。</li>
	<li>将MRI支架放置到MRI扫描仪中对应的位罝（参见 材料表调整支架，使模体MRI床能够无阻碍地滑入MRI孔内，以获得模体的高质量图像。标记此位置，以便将来可轻松重复定位。 
	注意：一旦确定该位置，在后续治疗过程中将不再更改。因此，务必确保该位置适合动物进行MRI扫描，否则将需要重复整个配准过程。</li>
	<li>使用以下设置对模体进行 MRI 扫描 表1.</li>
	<li>将托架从磁体孔中移出，但保持其位于扫描仪上。将装有模体的MRI检查床从托架中取出，然后通过将床底部的销钉滑入相应插槽，将带有模体的检查床放置到MRgFUS系统上。</li>
	<li>将校准尖端插入换能器臂的磁性插槽中，使其朝下指向模体（参见 图2).</li>
	<li>在软件中选择 选择新的原点位置，然后选择 Jog 模式开启 开始引导式重点扫查。切换至摇杆模式后，分别使用左、右、上、下、Page Up 和 Page Down 键，手动将探头臂向左、右、前、后、上、下方向移动。</li>
	<li>手动调整指针的三个维度，直至指针尖端接触位于模体顶部的十字图案中心（参见 图2).</li>
	<li>将 phantom MRI 图像下载到计算机，并将其放置在所选目录中的文件夹内，然后通过选择将 MRI 图像加载到软件中 加载模体图像轴向幻像切片将显示在右侧屏幕上。滚动浏览这些切片 通过 鼠标滚轮。通过点击图像并按住，然后向上或向下移动鼠标来调节亮度。 
	注意：如果文件夹中的任何文件不是未压缩的DICOM文件，则软件将无法读取和导入这些文件，因此请从该文件夹中移除所有其他类型的文件。</li>
	<li>滚动至幻像的任意一幅图像，其中每个幻像上均有一个清晰的圆圈，内含三个暗孔。单击幻像的中心位置，将弹出一个红色圆圈。单击并拖动该圆圈，使其直径与幻像的圆周相匹配并对齐（参见 图2).</li>
	<li>该位置的坐标称为“原点”；通过点击保存此位置 设定左/右、前/后、上/下.</li>
	<li>点击 关闭慢跑模式，从换能器臂上取下注册探针，然后选择 退出对焦查找确认原点位置以完成初始化流程。</li>
</ol>
6. SDT 动物准备
<ol>
	<li>使用异氟烷-氧气混合气体麻醉小鼠2&#160;在诱导室中使用气体混合物。将气体流速设置为1.0 mL/min，蒸发器浓度设为2.0%，用于麻醉诱导，通常在诱导室内需要3–5分钟（参见&#160;材料表).</li>
	<li>通过捏压足趾评估动物是否达到充分镇静。在眼睛上涂抹眼用软膏，以防止角膜干燥。 
	注意：在整个操作过程中监测麻醉深度。</li>
	<li>通过尾静脉向小鼠注射 40 µL 钆对比剂（参见 材料表).</li>
	<li>使用脱毛膏和电动剃须刀去除颅骨上方头皮区域的毛发。</li>
	<li>使用以下步骤将动物固定在MRI床面上（参见 图3).
	<ol>
		<li>连接MRI检查床的进气管（图3A) 连接至异氟烷麻醉气体源，并将气体流速设置为1.0 mL/min，挥发罐浓度设为2.0%，以进行麻醉诱导。将出气管连接至活性炭过滤罐，以吸收麻醉气体。</li>
		<li>将鼻锥部件放入其插槽中，如图所示 图3B将咬杆穿过鼻罩和床体末端的咬杆孔，如图所示，使咬合护具端悬于MRI床开放孔洞的上方。</li>
		<li>将动物放置在MRI床面上，使其双耳与立体定位耳杆孔对齐，并通过咬合固定器卡住其牙齿以保持位置稳定。向前滑动鼻罩，使其覆盖在动物的吻部上方，以提供持续的麻醉气体。</li>
		<li>将耳杆穿过磁共振成像床两侧的孔洞，并抬高动物头部，直至两根耳杆均能插入小鼠的耳道中。 
		注意：切勿推进过深，以免损伤动物的耳膜。</li>
		<li>确保动物处于舒适的位置。然后使用一字螺丝刀拧入与 MRI 兼容的螺丝，固定双侧耳杆、鼻罩和咬合杆。这将使动物头部固定，防止其在从床体移除前发生任何头部移动。 
		注意：完成此步骤后，务必确保动物在MRI床面上的位置不受任何扰动。如果动物发生移动，则无论操作进行到何种程度，都必须重复整个设置步骤（步骤6.5）。</li>
		<li>动物等待期间，将MRI床放置在加热垫上以维持其体温。 
		注意：监测并维持&#160;在整个实验过程中保持体温。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>异氟烷持续供给动物 通过 使用平台提供的固定装置，将连接至鼻锥的导管在整个治疗过程中固定在FUS系统动物床位置。</li>
</ol>
7. MRI 检查步骤
<ol>
	<li>将动物以立体定位方式固定于MRI床，并通过将MRI床末端的孔槽与MRI托架上的销钉对接，将其置入先前已连接至MRI扫描仪（参见材料表）的MRI托架中，如图3所示。将麻醉气体进气管和出气管分别连接至MRI设备上对应的管路。</li>
	<li>将承载动物的MRI托架滑入MRI扫描孔内，确保其位置与之前放置模体时的位置一致。</li>
	<li>执行定位扫描以确定动物脑部位置，随后使用表2中的MRI参数，进行覆盖全脑的增强后T1加权MRI扫描。</li>
	<li>将MRI扫描数据导出为一组未压缩的DICOM文件，每个切片对应一个文件。</li>
</ol>
8. 聚焦超声治疗（图4）
<ol>
	<li>扫描完成后，将动物从MRI托架上取出，并通过将床的前端插入平台后部对应的插销中，再将床的后端插入其对应的插销，将其放置在平台上。</li>
	<li>将MRI床的进气管连接至异氟烷麻醉气源，设置气体流速为1.0 mL/min，蒸发器浓度设为2.0%，以维持麻醉状态。将出气管连接至活性炭过滤罐，用于吸收麻醉气体。</li>
	<li>将DICOM文件集传输至计算机，并存放在当前研究主工作目录下的一个文件夹中。 
	注意：有关文件要求，请参见步骤5.9。</li>
	<li>在软件中进入主初始化页面，通过点击Guided Focus Finding，然后点击Jog Mode On，开启Jog Mode。</li>
	<li>在动物头部涂抹少量经离心处理的超声耦合凝胶，凝胶量应足以覆盖颅骨上方的整个头皮区域。</li>
	<li>将去离子水和脱气水倒入水浴槽至80%高度，然后将水浴槽插入平台上的对应支柱中。</li>
	<li>降低装有去离子水的水浴槽，直至其底部膜接触动物头部的超声凝胶，在水与凝胶之间形成耦合界面。确保超声凝胶完全覆盖动物头部与水浴槽接触的区域，并且水浴槽与小鼠头皮之间的凝胶中无气泡存在。</li>
	<li>将超声换能器浸入水浴槽中，确保换能器表面无气泡形成。</li>
	<li>使用Jog Mode Down降低换能器臂，使其朝向部分浸没的换能器移动，并通过将磁性插槽相互对齐的方式将两者耦合，同时保持换能器表面始终浸没在水中。</li>
	<li>关闭Jog Mode，然后如初始化步骤中所示，点击Exit Focused Finding退出。务必确认已回到初始位置。</li>
	<li>进入治疗选项卡，点击屏幕顶部中央的文件夹图标，上传增强后T1加权MRI文件。选择此前已上传至计算机的DICOM文件所在文件夹并打开。此步骤应自动在右上方面板中加载所有DICOM文件。</li>
	<li>接下来，在Sonication Mode选项卡中，通过选择Burst或Continuous Wave来设定合适的治疗模式。若选择脉冲模式，在Sonication Settings选项卡中输入脉冲长度、脉冲周期和周期数量。这些参数将对应每个超声作用位置。若选择连续波模式，则仅需输入超声持续时间。 
	注意：本研究中采用连续波模式，持续时间为120秒。</li>
	<li>点击页面顶部中央的目标图标，并在正确的MRI切片上选择需要定位FUS焦点的适当位置。点击后将出现一个浅红色方框内含红色圆圈。可选择多个位置。</li>
	<li>MRI图像左侧为一个表格，将自动填充所选焦点区域的三维坐标。在表格的最后一列中，输入每个焦点位置的超声功率水平，该值可根据所用换能器单独计算，以达到期望的压力或强度水平。点击表格中的每个焦点位置进行确认，对应坐标将被高亮显示，图像上的相应焦点区域将变为蓝色。 
	注意：请参考换能器的数据手册，了解如何将表格中输入的功率水平转换为压力或强度值，因为这些参数因换能器而异。</li>
	<li>确认所有焦点区域设置无误后，选择Motion Test。软件将驱动换能器移动至所有焦点位置，以验证运动是否可行。确认后，软件将提示Motion Test Complete。若出现错误，请调整焦点区域，使其处于换能器电机的三维运动范围内。</li>
	<li>准备就绪后，选择Begin Sonication以启动超声作用程序，换能器将按设定顺序移动至各焦点区域，并施加相应的FUS参数。</li>
	<li>超声作用程序完成后，解除换能器与换能器臂的耦合，从平台上移除水浴槽，并擦去动物头皮上的超声凝胶。</li>
	<li>松开咬合杆和耳杆，将动物从MRI床上取出，然后将其放置在加热垫上，直至动物从麻醉中苏醒。此时可将动物放回笼中。</li>
	<li>对于后续动物，从第6节开始重复相同的操作流程。</li>
	<li>完成所有目标动物处理后，使用70%乙醇清洁所有与动物接触过的表面（参见Table of Materials）。</li>
	<li>退出软件，然后关闭并切断所有设备电源。</li>
</ol>
9. 治疗后步骤
<ol>
	<li>重复该步骤 体内 成像系统（IVIS）方案参见第1节，用于治疗后24小时的生物发光检测。为评估治疗效果，比较治疗前后生物发光信号的记录结果，以确定治疗组与未治疗组的肿瘤生长速率。</li>
	<li>使用步骤6.4中的相同参数进行随访MRI扫描。通过增强对比扫描，比较肿瘤区域的平均灰度强度，或计算对比剂覆盖的总体积，以确定治疗前后肿瘤体积的差异。</li>
</ol>

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<li>Chimata, A. V., Deshpande, P., Mehta, A. S., Singh, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protocol+to+study+cell+death+using+TUNEL+assay+in+Drosophila+imaginal+discs%5BTitle%5D)+AND+%22STAR+Protocols%22%5BJournal%5D)">Protocol to study cell death using TUNEL assay in Drosophila imaginal discs.</a> STAR Protocols. 3 (1), 101140(2022).</li>
</ol>

作者声明，本研究在不存在任何可能被解释为潜在利益冲突的商业或财务关系的情况下进行。Amir Manbachi 为 BK Medical（GE Healthcare）、Neurosonics Medical 提供教学和咨询服务，并拥有多项正在申请专利的聚焦超声（FUS）技术的发明权。Betty Tyler 获得美国国立卫生研究院（NIH）的研究资助，并是 Accelerating Combination Therapies* 的共同所有人。Ashvattha Therapeutics 公司已获得她的一项专利授权，她同时也是 Peabody Pharmaceuticals 的股东（*包括股权或期权）。

对于胶质母细胞瘤（GBM）患者而言，亟需新的治疗手段和有效的治疗方案。本方案概述了一种正在深入研究以推动临床转化的、基于聚焦超声（FUS）的GBM临床前治疗方法。尽管声动力治疗（SDT）具有广阔的应用前景，但在临床前阶段仍有许多机制需要深入理解，参数需要进一步优化。
该方案中最重要的组成部分之一是利用磁共振引导的聚焦超声（MR-guided FUS）对肿瘤进行靶向，以实现最大疗效。通过使用模体，可建立一个三维坐标空间，使轴向磁共振成像（MRI）切片中的每个像素都对应一个坐标。随后，只需在MR图像上选择声照射位置，即可告知换能器瞄准何处。所使用的临床前FUS系统具有高度的灵活性，适用于需要靶向特定病理位置（例如肿瘤）的情况，包括那些位置较深、若无影像确认则难以靶向的肿瘤。使用钆作为对比剂，可清晰显示肿瘤，使操作者在选择靶点时能够做出合理决策。SDT相较于许多其他治疗方法的优势在于，它是一种针对肿瘤的特异性治疗。低强度FUS应仅靶向肿瘤组织，而基本不损伤健康的脑实质3,8。
本实验结果突显了该方案的优势如何带来与文献中声动力治疗（SDT）其他研究结果相似的治疗效果。图5显示，在治疗后仅24小时内，治疗组的肿瘤生长速度即出现减缓。尽管在本研究的小样本量下差异尚不显著，但在动物数量增加后可能会达到统计学意义。这种肿瘤生长延迟的现象与Wu等人（2019年）在该领域开创性论文中所报道的结果相似，该研究同样观察到治疗组动物的肿瘤生长速度随时间减缓，并且生存时间延长9。
在设计本方案时，考虑了动物品系、肿瘤类型以及声敏剂的选择。本方案选用裸鼠（athymic nude mice）基于多个原因：首先，裸鼠无毛发，便于进行超声辐照，避免了毛发对超声波的衰减；其次，由于缺乏免疫系统，可成功移植患者来源的异种移植瘤（PDX），使肿瘤模型更接近临床实际情况。然而，使用无胸腺模型的缺点是无法对免疫系统进行表征，因此在这些研究中无法检测声动力疗法（SDT）所引发的免疫反应10。所选用的肿瘤细胞系为一种侵袭性强且生长迅速的PDX细胞系。治疗时机至关重要，必须在确认肿瘤已成功建立的同时，避免肿瘤负荷充满颅内半球。不同的细胞系需要不同的培养时间以获得适合临床前实验的理想肿瘤大小。在本方案中，选用5-ALA作为声敏剂，因其在胶质母细胞瘤（GBM）中具有优先摄取的特性，该特性已在前期实验中通过体外（in vitro）研究得到验证（未发表数据）。其他声敏剂也可替换使用并进行测试，以确定在疗效与安全性方面最合适的化合物。最后，治疗在注射5-ALA后3小时开始，因为既往文献表明，该时间点结合该剂量注射为最佳治疗时机5。
本方案中选择的聚焦超声（FUS）参数（在每个靶点位置以515 kHz频率、10 W/cm2强度照射2分钟）是基于对以往文献的综述和初步实验结果确定的4,9。为在整个肿瘤区域内产生活性氧（ROS）效应，选取了覆盖整个肿瘤区域的声照射点阵。此处使用的强度高于其他已发表研究中的强度，但由于作用时间较短，预计不会引起任何与温度相关的不良效应，因为已有研究成功在小鼠模型中使用高达25 W/cm2的强度而未观察到显著副作用11。重要的是，目前文献中尚未发布标准化或优化的FUS参数组合。因此，本文报告的具体参数值可进一步调整，以确定在保证安全性的前提下实现肿瘤组织最大程度消减的最佳参数组合。此外，由于不同细胞系具有不同的血管化程度和缺氧水平，该治疗方案可能需要相应调整。我们已观察到在声动力治疗（SDT）后24小时内肿瘤生长总体受到抑制（图5），尽管仍需优化参数并增加动物数量以确定该治疗的最大效应。治疗后的磁共振成像（MRI）扫描显示，在健康组织中未出现由FUS治疗引起的病灶，效应局限于肿瘤组织内（图6）。此外，还可将SDT与其他FUS技术联合应用，例如暂时性开放血脑屏障，以提高5-氨基酮戊酸（5-ALA）在肿瘤中的摄取效率12。本方案还可通过多种组织学技术进一步补充，以在结构层面评估治疗的安全性和有效性。可进行苏木精和伊红（H&amp;#38;E）染色以评估组织结构或肿瘤损伤情况13，也可进行末端脱氧核苷酸转移酶dUTP缺口末端标记（TUNEL）染色以检测细胞凋亡14。无论如何，本方案展示了一种安全且具有肿瘤特异性的治疗方法，治疗后24小时即可观察到明显变化，这可通过比较接受SDT治疗与未治疗肿瘤的生长速率，以及对比声照射前后肿瘤切片的结果得以证实。
任何实验方案都存在需要权衡的缺点或局限性。本方案的主要局限在于耗时和成本较高。然而，该方案的一个优势在于其自动化的精准定位。为了实现这种精准操作，需要对每只动物个体进行磁共振成像（MRI）扫描，以确保对肿瘤的靶向准确无误，这一过程可能既耗时又昂贵。此外，根据所需焦点数量的不同，即使仅对少数几只动物实施该方案，所需时间也可能长达数小时，导致实验动物数量受限。尽管存在这些不足，与开放性手术方案相比，这种靶向性非侵入性方法仍然是一个可行的优选方案。
综上所述，本方案在临床前小鼠模型中证明，声动力治疗（SDT）可在治疗后24小时内抑制脑内肿瘤生长，同时保护健康的神经组织。为使该疗法具备临床适用性，有必要进一步研究SDT的疗效，并优化各项参数以提高活性氧（ROS）的产量。应探索SDT作为非侵入性治疗模式的新应用方向。

胶质母细胞瘤（GBM）是一种高度侵袭性的脑癌，发病率为每10万人中3.21例，是最常见的恶性脑肿瘤1。目前的标准治疗方案包括手术切除、放疗和化疗2。由于肿瘤具有侵袭性和浸润性，完全切除肿瘤的情况较为罕见。肿瘤边缘残留的组织导致肿瘤复发率高，5年生存率低于6%1。
由于这一预后情况，研究人员正在探索新的治疗方案以应对这种致命疾病。声动力疗法（SDT）是一种非侵入性治疗方法，通过结合低强度聚焦超声（FUS）与声敏剂，在靶向细胞中产生细胞毒性效应3例如，基于卟啉的声敏剂（如5-氨基乙酰丙酸，5-ALA）可被肿瘤细胞优先摄取，在聚焦超声照射下显著增加活性氧（ROS）的生成，达到造成损伤的水平。过量表达的ROS&#160;细胞内的活性物质可损伤细胞结构并触发凋亡。由于5-ALA优先被肿瘤细胞摄取，治疗区域内的健康组织不受损害3,4初步 体外 研究表明，许多癌细胞可被声动力治疗（SDT）裂解，但细胞死亡率取决于细胞系。初步 体内 研究结果相似，证实声动力治疗（SDT）可诱导细胞凋亡5.
本方案旨在描述利用台式FUS研究平台对颅内植入GBM细胞的啮齿类动物模型进行SDT治疗的有效技术与参数。研究人员可使用本方案开展并优化SDT，以推进FUS的转化研究。

<table><tbody><tr><td>0.5% 胰蛋白酶-EDTA</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>15400054</td><td></td></tr><tr><td>1 mL 注射器</td><td>BD</td><td>309597</td><td></td></tr><tr><td>10 &amp;micro;L Hamilton 注射器</td><td>Hamilton公司</td><td>49AL65</td><td></td></tr><tr><td>10 &amp;micro;L 吸头</td><td>USAScientific</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1000 mL 锥形瓶</td><td>康宁</td><td>MP-34514-25</td><td></td></tr><tr><td>15 mL 离心管</td><td>康宁</td><td>CLS430791</td><td></td></tr><tr><td>200 Proof 乙醇</td><td>PharmCo</td><td>111000200</td><td></td></tr><tr><td>5 mL移液管</td><td>Falcon</td><td>357543</td><td></td></tr><tr><td>50 mL 离心管</td><td>康宁</td><td>430290</td><td></td></tr><tr><td>500 mL 滤器</td><td>康宁</td><td>431097</td><td></td></tr><tr><td>盐酸5-氨基乙酰丙酸&amp;nbsp;</td><td>研究产品国际公司</td><td>A11250</td><td></td></tr><tr><td>7T PET-MR 系统</td><td>Bruker</td><td>Biospec 70/30</td><td></td></tr><tr><td>铝箔</td><td>雷诺兹品牌</td><td></td><td></td></tr><tr><td>放大器</td><td>FUS 仪器</td><td>2175</td><td></td></tr><tr><td>无胸腺裸鼠</td><td>查尔斯河实验室</td><td>菌株编号 490</td><td></td></tr><tr><td>骨钻</td><td>Foredom</td><td>HP4-917</td><td></td></tr><tr><td>离心</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>75004261</td><td></td></tr><tr><td>活性炭异氟烷废料容器</td><td>Patterson Scientific</td><td>78909457</td><td></td></tr><tr><td>计算机</td><td>FUS 仪器</td><td>2269</td><td></td></tr><tr><td>盖玻片</td><td>Fisherbrand</td><td>12-545J</td><td></td></tr><tr><td>台式显示器</td><td>ASUS</td><td>VZ239H</td><td></td></tr><tr><td>D-荧光素</td><td>Gold Biotechnology</td><td>LUCK-1G</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>11965092</td><td></td></tr><tr><td>电子剃须刀</td><td>Wahl&amp;nbsp;</td><td>93235-002</td><td></td></tr><tr><td>Eppendorf管</td><td>Posi-Click</td><td>1149K01</td><td></td></tr><tr><td>胎牛血清</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>16000044</td><td></td></tr><tr><td>甲醛溶液</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>SF100-20</td><td></td></tr><tr><td>函数发生器</td><td>Siglent</td><td>QS0201X-E01B</td><td></td></tr><tr><td>钆对比剂（Gadavist）</td><td>McKesson Corporation</td><td>2068062</td><td></td></tr><tr><td>纱布</td><td>Henry Schein</td><td>101-4336</td><td></td></tr><tr><td>加热灯</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>加热垫</td><td>Kent Scientific</td><td>RT-0501</td><td></td></tr><tr><td>血细胞计数板</td><td>电子显微镜科学公司</td><td>63514-12</td><td></td></tr><tr><td>诱导室</td><td>Patterson Scientific</td><td>78933388</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷蒸发器</td><td>Patterson Scientific</td><td>78916954</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷&amp;nbsp;</td><td>Covetrus</td><td>29405</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷系统</td><td>Patterson Scientific</td><td>78935903</td><td></td></tr><tr><td>IVIS spectrum</td><td>Perkin Elmer</td><td>124262</td><td></td></tr><tr><td>光场显微镜</td><td>BioTek</td><td>Cytation 5</td><td></td></tr><tr><td>Nair</td><td>Church and Dwight Co.</td><td>42010553</td><td></td></tr><tr><td>眼用软膏&amp;nbsp;</td><td>Puralube 宠物用软膏</td><td></td><td></td></tr><tr><td>P-20 移液器</td><td>Rainin</td><td>17008650</td><td></td></tr><tr><td>患者来源的异种移植模型</td><td>梅奥诊所</td><td>M59</td><td></td></tr><tr><td>青霉素/链霉素</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>10378016</td><td></td></tr><tr><td>磷酸盐缓冲液</td><td>赛默飞世尔科技</td><td>70-011-069</td><td></td></tr><tr><td>移液器</td><td>德拉蒙德</td><td>4-000-101</td><td></td></tr><tr><td>聚维酮碘</td><td>Covetrus</td><td>PI050CV</td><td></td></tr><tr><td>RK-50 MRgFUS 系统&amp;nbsp;</td><td>FUS 仪器</td><td>2182</td><td></td></tr><tr><td>比例尺</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>手术刀片</td><td>Covetrus</td><td>7319</td><td></td></tr><tr><td>手术刀柄</td><td>精细科学工具</td><td>91003-12</td><td></td></tr><tr><td>螺丝刀套装</td><td>杰克米</td><td>JM-8160</td><td></td></tr><tr><td>皮肤标记笔</td><td>暂停</td><td>D538,851</td><td></td></tr><tr><td>订书钉移除器</td><td>MikRon</td><td>ACR9MM</td><td></td></tr><tr><td>缝合器</td><td>MikRon</td><td>ACA9MM</td><td></td></tr><tr><td>订书钉</td><td>Clay Adams</td><td>427631</td><td></td></tr><tr><td>立体定向架</td><td>Kopf Instruments</td><td>5000</td><td></td></tr><tr><td>立体定向 MRI 原型塑料成像夹具</td><td>FUS 仪器</td><td></td><td></td></tr><tr><td>T-25 培养瓶</td><td>康宁</td><td>430641U</td><td></td></tr><tr><td>换能器与匹配箱</td><td>FUS 仪器</td><td>T515H750-118</td><td></td></tr><tr><td>超声波脱气装置</td><td>FUS 仪器</td><td>2259</td><td></td></tr><tr><td>超声耦合剂</td><td>ParkerLabs</td><td>&amp;nbsp;01-08</td><td></td></tr><tr><td>水浴锅</td><td>FUS 仪器</td><td></td><td></td></tr><tr><td>赛拉嗪</td><td>Covetrus</td><td>1XYL006</td><td></td></tr></tbody></table>

使用便携式台式聚焦超声系统在小鼠模型中治疗多形性胶质母细胞瘤的声动力疗法

Sonodynamic Therapy for the Treatment of Glioblastoma Multiforme in a Mouse Model Using a Portable Benchtop Focused Ultrasound System

声动力疗法（SDT）是一种聚焦超声（FUS）的应用，可通过声敏剂使肿瘤在超声辐照期间变得更为敏感。然而，目前针对胶质母细胞瘤（GBM）的临床治疗手段仍显不足，导致患者长期生存率较低。SDT 是一种具有前景的治疗 GBM 的方法，具有高效、无创且靶向肿瘤的特点。声敏剂相较于周围脑实质，更易优先进入肿瘤细胞。在声敏剂存在的情况下应用 FUS，可产生活性氧物质，从而诱导细胞凋亡。尽管此前研究已证明该疗法在临床前研究中有效，但目前尚缺乏统一标准化的治疗参数。建立标准化方法对于优化该治疗策略在临床前及临床应用中的效果至关重要。本文详细描述了在临床前 GBM 啮齿类动物模型中使用磁共振引导聚焦超声（MRgFUS）实施 SDT 的实验方案。MRgFUS 是本方案的重要组成部分，它能够精准靶向脑部肿瘤，而无需进行侵入性手术（如开颅术）。本研究所用的台式设备可通过在 MRI 图像上点击目标区域，实现三维空间内特定位置的聚焦，使靶区选择过程简便直观。本方案将为研究人员提供一种标准化的临床前 MRgFUS-SDT 方法，同时具备调整和优化参数的灵活性，以支持转化医学研究。

经SDT治疗后24小时，动物体内肿瘤体积减小。 
在SDT治疗当天，对照组和治疗组（每组N = 4）的初始平均生物发光信号分别为2.0 × 106 ± 3.1 × 106 和2.3 × 106 ± 1.3 × 106 p/s/cm2/sr。两组在治疗前对应的反映肿瘤大小的平均生物发光值之间无统计学显著差异（p = 0.89）。SDT治疗后24小时，治疗组的平均生物发光信号为3.57 × 106 ± 2.3 × 106，而对照组的生物发光信号则上升至5.5 × 106 ± 8.2 × 106 p/s/cm2/sr。如图5所示，假设呈指数增长，这分别对应83.4% ± 78% 和172% ± 34%的生长率（p = 0.08）。在四只接受治疗的动物中，有三只的治疗后肿瘤生长率低于对照组。治疗组中存在一个离群值，其生长情况与对照组相近，导致标准差增大。
此外，动物在治疗后的次日接受了后续的增强对比磁共振成像，以对肿瘤进行治疗前与治疗后的比较。通过每只动物的每张MRI切片，测量肿瘤内对比剂的平均灰度强度，以此评估治疗后进入肿瘤的对比剂量，作为肿瘤大小的估计指标。治疗前，对照组与治疗组之间的肿瘤平均灰度强度相似。总体而言，对照组的灰度强度增加幅度大于治疗组，但差异无统计学意义（p = 0.47）。这些数据见表2。结果的高度变异性可能是因为MRI仅在治疗后24小时获取，而此时声动力疗法（SDT）的治疗效应才刚刚开始显现。尽管如此，图6展示了SDT所产生病灶的一个示例。
<img alt="用于光学激发研究的光谱学装置示意图，标注了设备连接。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig01.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图1"> 
图1：FUS系统装置示意图。（顶部）带标注组件的MRgFUS系统。（正面）1. 平台。2. 轴向电动换能器臂。3. FUS换能器。4. 水浴。5. MRI检查床。6. 显示器。7. 换能器阻抗匹配箱。8. 功率放大器箱。9. 函数发生器。10. 函数发生器通道1 BNC接口。11. 台式计算机。（底部）MRgFUS系统带颜色编码的接线示意图，包含以下连接。（背面）1. 电源线。2. 显示器HDMI至台式机HDMI。3. USB B端口B至台式机USB A。4. 示波器LAN以太网至台式机以太网。5. 运动接口以太网至台式机以太网。6. 示波器辅助输入/输出BNC至AWG输入BNC。7. 示波器通道1（正面）BNC至SYNC BNC。8. 匹配箱输出BNC至射频输入同轴电缆。9. 射频输出同轴电缆至匹配箱同轴电缆。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig01large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="带配准提示、成像床和模体尺寸示意图的MRI模体设置。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig02.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图2"> 
图2：模体配准。（A）模体配准时的系统设置及软件界面。（B）模体配准界面的截图，其中红色圆圈为选定的轴向截面周长。（C）模体放置于MRI床面上的俯视图。（D）模体的侧视图，其中红线位于与C图中圆圈相对应的轴向切片上。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig02large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="带有异氟烷管路、MRI线圈和FUS换能器的MRI装置示意图；啮齿类动物模型实验。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig03.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图3"> 
图3：动物放置方式。（A）MRI床及支架，各部件已标注：1. MRI支架。2. 立体定位MRI床。3. 耳杆。4. 咬齿杆。5. 鼻罩。6. MRI床固定销孔。7. 异氟烷麻醉管路。（B）小鼠在MRI床上的放置方式及其在支架上的定位示意图（射频线圈为橙色）（示意图使用Biorender 2022模板修改而成）。（C）FUS治疗过程中小鼠在MRI床上的放置示意图（示意图使用Biorender 2022模板修改而成）。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig03large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="MRI肿瘤边界分析；MRI切片，肿瘤轮廓，超声聚焦网格，影像研究结果。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig04.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="Figure 4"> 
图4：聚焦点选择。 单只动物中选择超声聚焦点的示例。每列代表一个T1加权增强后MRI切片，各切片在近端（切片1）至远端（切片5）方向上相距0.5 mm。肿瘤边界经手动分割，并以红色轮廓标出（第1行）；相应的超声聚焦位置（第2行）由浅绿色方块（焦点最大中心）和蓝色圆圈（半最大焦点周长）表示。每个位置均进行2分钟的超声处理。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig04large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="比较5-ALA+FUS组与对照组生长速率的柱状图；p值=0.08，统计分析。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig05.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图5"> 
图5：SDT治疗后的生长速率。 基于检测到的发光信号，显示接受治疗与未接受治疗（对照）的颅内M59肿瘤动物模型中胶质母细胞瘤（GBM）肿瘤在SDT治疗前至治疗后24小时的生长速率。误差线表示标准差。采用双样本Student T检验分析显著性差异。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig05large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="静态平衡 MRI 扫描显示治疗前、声敏化治疗（sonication）位点及声动力治疗后 24 小时的影像分析结果" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/65114/65114fig06.jpg" data-altupdatedat="1788304762000" data-alt="图 6"> 
图 6：声动力治疗（SDT）产生的病灶。 来自动物模型的治疗前和增强后 T1 加权 MRI 扫描图像，展示了一个代表性轴向切面，显示由声动力治疗（SDT）在肿瘤内产生的病灶。（左）声动力治疗（SDT）前的 MRI 扫描图像，肿瘤区域以红色轮廓标出。（中）聚焦超声（FUS）焦点选择位置，其中最大压力区域以浅蓝色圆圈表示，半最大压力区域以蓝色圆圈表示。（右）声动力治疗（SDT）后的 MRI 扫描图像，肿瘤区域以红色轮廓标出，可见由声动力治疗（SDT）产生的病灶以及用于植入的注射器穿刺孔。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/65114/65114fig06large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的高清版本。</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>序列</td>
			<td>T1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>重复时间</td>
			<td>3000 ms</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>回波时间</td>
			<td>30 ms</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>层厚</td>
			<td>0.5 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>层数</td>
			<td>25</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>像素间距</td>
			<td>0.187 mm x 0.187 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>采集矩阵</td>
			<td>133 x 133</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>平均次数</td>
			<td>4</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表1：MRI设置。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td>对照组</td>
			<td>SDT组</td>
			<td>P值</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>治疗前</td>
			<td>7.49 x 103 ± 2.2 x 103</td>
			<td>7.48 x 103 ± 1 x 103</td>
			<td>0.99</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>治疗后</td>
			<td>8.79 x 103 ± 7.7 x 102 </td>
			<td>7.95 x 103 ± 1.1 x 103 </td>
			<td>0.33</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>百分比差异</td>
			<td>16% ± 16%</td>
			<td>7% ± 12% </td>
			<td>0.47</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表2：对比增强后T1加权MRI灰度图像。

本文介绍了一种详细描述如何实施声动力治疗的实验方案 体内 利用磁共振引导聚焦超声的小鼠胶质母细胞瘤模型

声动力治疗（SDT）是一种聚焦超声（FUS）的应用，可使声敏剂预先作用于肿瘤，以增强其敏感性……

声动力疗法是一种无创、针对肿瘤且采用低强度超声波治疗胶质母细胞瘤的方法，胶质母细胞瘤是一种生长迅速且具有侵袭性的脑肿瘤。磁共振引导可实现将聚焦超声能量精准递送至特定脑区，从而保护正常脑组织和功能区。本方案为研究人员提供了声动力疗法的临床前研究指南，并包含了基于文献支持的在啮齿类动物模型中治疗胶质母细胞瘤的参数。该技术有望利用非电离辐射治疗脑肿瘤及其他类型的中枢神经系统疾病，无需进行侵入性手术，无需承受痛苦的化疗，也无需接受放射治疗。本研究中报道的实验方案总体而言对于聚焦超声、磁共振引导聚焦超声、声动力疗法及神经科学领域的研究人员具有良好的可重复性和可靠性，但操作者需具备磁共振成像设备和聚焦超声系统的专业技术能力。本实验操作将由我实验室的研究工程师、新锐科学家Griffin Mess进行演示。首先，通过将鼻罩部件插入其卡槽中来准备MRI床。然后将咬杆穿过鼻罩和床体末端的咬杆孔，使咬牙护具端悬于MRI床的开口孔上方。将麻醉后的动物放置在MRI床上，使其双耳与立体定位耳杆孔对齐，并将其门齿卡入咬牙护具中以固定动物位置。向前滑动鼻锥，使其覆盖在动物的吻部上方。将耳杆从 MRI 床两侧的孔中穿过，并抬高动物的头部，直到两根耳杆均能插入小鼠的耳道中。确保动物处于舒适的位置。然后，使用一字螺丝刀安装与 MRI 兼容的螺丝，固定双侧耳杆、鼻部罩和咬合杆。在动物等待期间，将 MRI 床放置在加热垫上以维持其体温。将模体插入对应的 MRI 床位置，随后将 MRI 床放入 MRI 托架的相应插槽中。将 MRI 托架放置到 MRI 设备中的对应位置。对模体进行 MRI 扫描。从磁体孔中取出托架，但将其保留在扫描仪上。将装有模体的MRI检查床从托架中取出，然后通过将床底部的销钉滑入相应插槽，将带模体的床安装到MRgFUS系统上。将配准尖端插入换能器臂上的磁性插槽，使其朝下指向模体。在软件中选择引导式焦点定位，然后开启点动模式，开始引导式焦点定位。切换至手动模式后，使用左、右、上、下、Page Up 和 Page Down 键，分别手动移动换能器臂向左、右、前、后、上、下方向移动。手动调节定位指针的三个维度，直至指针尖端接触位于模体顶部十字图案的中心位置。随后，轴向模体切片将显示在右侧屏幕上。使用计算机鼠标滚轮滚动浏览这些切片。通过点击并按住图像，然后上下移动鼠标来调节亮度。点击模体的中心位置，将弹出一个红色圆圈。单击并拖动圆圈，直到其直径与模体的周长相等并对齐。通过单击设置左右（LR）、前后（AP）和上下（SI）来保存此初始位置坐标。关闭点动模式。从换能器臂上取下定位尖端，然后选择退出焦点查找。确认初始位置以完成初始化流程。将已通过立体定位装置固定的动物连同MRI床一同放入此前已连接至MRI扫描仪的MRI托架中。将麻醉气体的进气管和出气管分别连接至MRI设备上对应的管路。将装有动物的MRI托架滑入MRI磁体孔中，确保其位置与之前放置模体时的位置一致。进行定位扫描以确定动物脑部的位置，然后使用MRI设置进行覆盖全脑的增强后T1加权MRI扫描。在软件中，进入主初始化页面，点击“引导式焦点定位”。然后打开点动模式。接着在动物头部涂抹少量经离心处理的超声耦合剂，使耦合剂覆盖颅骨上方的整个头皮区域。随后，将去离子且脱气的水注入水浴容器至其容量的80%，并将水浴容器放置在平台对应的支柱上。将水浴缓慢下放，直至底部膜接触动物头部的超声耦合凝胶，从而在水与凝胶之间形成耦合界面。将超声探头浸入水浴中，确保探头表面无气泡产生。在降低探头臂后，保持探头表面始终浸没于水中，同时对齐磁性卡槽。对于脉冲模式，进入超声设置选项卡并输入超声时间。点击页面顶部中央的目标图标，并在正确的MRI切片上选择FUS焦点区域应指向的适当位置。点击焦点位置后，坐标将被高亮显示，图像上相应的焦点区域将变为蓝色。表格的最后一列显示了在每个焦点位置进行超声处理时的功率水平。确认所有焦点区域设置无误后，选择“运动测试”。准备就绪后，选择“开始超声”，以启动超声处理程序，此时换能器将移动并在每个选定的焦点区域施加相应的FUS参数。根据测得的发光强度，计算了从治疗前到声动力治疗（SDT）后24小时的肿瘤生长速率。结果显示，与对照组相比，经治疗的动物肿瘤生长受到抑制。此外，增强磁共振成像显示，对照组肿瘤内造影剂的平均灰度强度升高幅度大于治疗组，表明治疗后进入肿瘤的造影剂减少。尽管我们已开发出用于治疗胶质母细胞瘤脑肿瘤的报告方案，但我们期待了解其他同行和研究人员如何针对各自特定的研究优化其参数。好消息是，声动力疗法目前正处于人体临床试验的一期阶段，我们迫不及待地想要了解其为患者带来的前景。为了实现最大效率，有必要在动物模型中对本报告所述疗法进行临床前优化，以研究治疗的设定与环境，包括多种多样的声敏剂以及联合疗法。

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科研

JoVE Journal

Bioengineering

生物工程

使用便携式台式聚焦超声系统治疗小鼠模型中多形性胶质母细胞瘤的声动力疗法

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聚焦超声增强纳米颗粒递送在小鼠肿瘤治疗模型中的应用

来源：Mess, G., 等. 利用便携式台式聚焦超声系统在小鼠模型中进行胶质母细胞瘤的声动力治疗。J. Vis. Exp.

使用声动力疗法在小鼠模型中治疗脑肿瘤

本视频介绍了一种通过微泡介导的聚焦超声（FUS）产生短暂开放来暂时性破坏血脑屏障（BBB）的方法。这些短暂的局部血脑屏障开放最终可用于将较大分子量的药物直接递送至脑实质。...

基于聚焦超声的微泡介导血脑屏障开放：一种通过声孔效应在小鼠血脑屏障中创建局部瞬时开放的技术

聚焦超声结合微泡造影剂可实现血脑屏障的局部和短暂开放。该技术已被用于递送多种物质通过血脑屏障。本文提供了一种在有或无磁共振成像（MRI）引导下，向啮齿类动物脑部进行局部递送的详细实验方案。...

利用聚焦超声在大鼠模型中实现特定部位血脑屏障开放的台式实验方法

血脑屏障（BBB）可通过微泡介导的聚焦超声（FUS）实现暂时性开放。本文介绍了一种使用模块化FUS系统在体内进行高通量BBB开放的逐步操作方案，该系统便于非超声专业人员使用。...

一种用于啮齿类动物血脑屏障开放的高通量图像引导立体定向神经导航与聚焦超声系统

本方案详细阐述了通过聚焦超声开放血脑屏障（BBB）进行基因递送的必要步骤，以及通过组织学检测评估基因表达水平和化学遗传受体神经调控活性的方法。...

聚焦超声诱导血脑屏障开放以靶向脑结构并评估化学遗传学神经调控

本文介绍了一种利用磁共振引导的高强度聚焦超声产生可控性高热，以在横纹肌肉瘤小鼠模型中触发温度敏感脂质体药物释放的实验方案。...

磁共振引导高强度聚焦超声产生的热疗：小鼠横纹肌肉瘤模型中的一种可行治疗方法

介绍了一种将卵巢卵泡包埋于三维纤维蛋白-海藻酸盐互穿网络的新方法。该系统结合了结构支撑与蛋白水解降解特性，可支持未成熟卵泡发育并产生成熟卵母细胞。该方法也可用于培养细胞聚集体，以维持细胞间接触，同时不限制其扩展。...

一种用于卵泡包封及在蛋白酶可降解三维系统中培养的方法

了解磁共振引导聚焦超声声动力疗法治疗小鼠多形性胶质母细胞瘤的非侵入性方法。该方案为研究人员提供了可靠的临床前治疗参数，可有效抑制肿瘤生长并保护正常脑组织。

使用便携式台式聚焦超声系统在小鼠模型中治疗多形性胶质母细胞瘤的声动力疗法

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