Maus-Ileumresektionsmodell: Untersuchung des Ileektomie-induzierten Gallenstoffwechsels im Mausmodell

Zusammenfassung

Quelle: Zhang, R., et al. Ileektomie-induzierte Gallenüberakkumulation im Darm von Mäusen. J. Vis. Exp. (2017)

Dieses Video beschreibt das detaillierte Protokoll für die Darmresektion in einem Mausmodell. Diese Technik bietet Einblicke in die durch Ileektomie induzierte Gallenmalabsorption, Überakkumulation und Toxizität im Darm der Maus.

Protokoll

>1. Ileektomie und Anastomose

1. Betäubung von Mäusen mit Isofluran (2 - 3%) in einer Kleintier-Inkubationskammer. Bestimmen Sie eine adäquate Anästhesie mit der Zehenkneiftechnik, während das Tier Isofluran einnimmt.
2. Entfernen Sie Bauchhaare, indem Sie Haarentfernungsprodukte auftragen und die Haare mit chirurgischen Schwämmen abwischen, während Sie die Narkose aufrechterhalten. Platzieren Sie die Maus auf einem temperaturgesteuerten Operationstisch für Kleintiere (Abbildung 1A), um die Körpertemperatur auf 37 °C zu halten. Halten Sie die Anästhesie mit Isofluran (1 - 2%) über eine Gesichtsmaske aufrecht. Behandeln Sie die Mausaugen mit Augensalbe.
3. Reinigen Sie die Haut mit Povidon-Jod und 70% Alkohol und bedecken Sie den Operationsbereich des Bauches mit steriler chirurgischer Gaze (Abbildung 1B).
4. Machen Sie mit einem chirurgischen Skalpell einen Bauchschnitt in der Mittellinie, sobald die Anästhesie wirksam ist. Verwenden Sie einen Applikator mit Wattespitze, um den Darm zu schützen, und ziehen Sie mit Retraktoren an den Bauchmuskeln der Maus, um die Bauchhöhle vollständig zu öffnen und freizulegen (Abbildung 1C).
5. Lokalisiere den Blindfuß. Ausgehend vom Blinddarm das verbundene Ileum und einen Teil des Jejunums vorsichtig aus der Bauchhöhle herausführen (Abbildung 1D).
   Anmerkung: Der Blinddarm ist aufgrund seiner Größe auch nach dem Fasten leicht zu erkennen.
6. Lilizieren Sie den oberen Ast der Arteria mesenterica superior mit einer 7-0-Seidennaht, um das Blut zu verschließen, das das zu exzidierende ileale Segment versorgt. Die ileale Farbe wechselt nach der Ligatur von rosa zu dunkelviolett. (Abbildung 1E - F).
7. Je nach Zweck des Versuchs mit einer Schere 50 % oder 90 % des Ileums exzidieren und entfernen.
   Anmerkung: Bei einer Scheinoperation ist die Ligatur der Arteria mesenterica superior nicht durchzuführen und das Ileum nicht zu entfernen.
8. Spülen Sie das Lumen beider ilealen Enden mit 0,9 % Kochsalzlösung.
   Anmerkung: Da das verbleibende intakte Ileum noch normal von der Arteria mesenterica superior durchblutet wird, wird während des Prozesses eine kleine Menge Blut ausgespült. Dies deutet auch darauf hin, dass die Blutversorgung der ilealen Enden normal ist und keine Ischämie während des Anastomosenverfahrens gewährleistet ist (Abbildung 1G).
9. Lokalisieren Sie die Mesenterien an der Seite beider Ileumenden. Richten Sie die Mesenterien aus und nähen Sie die ilealen Enden mit 8-0 zusammen Naht (Abbildung 1G - H).
10. Vernähen Sie die kontralaterale Seite des Ileums, um das Ileum auf natürliche Weise anastomosiert zu halten (Abbildung 1I).
11. Nähen Sie die obere und untere Seite zwischen den beiden ursprünglichen Nähten, um die beiden Ileumenden gründlich miteinander zu verbinden (Abbildung 1J).
12. Vergewissern Sie sich, dass nach Beendigung des dreistufigen Nahtvorgangs keine Leckage an der Anastomosenstelle vorhanden ist (Abbildung 1G-I). Bringen Sie den Blinddarm und den Dünndarm in die Bauchhöhle an die ursprüngliche anatomische Stelle zurück. Waschen Sie den Operationsbereich mit warmer 0,9%iger Kochsalzlösung mit einer stumpfen Nadel. (Abbildung 1K).
13. Schließen Sie den Schnitt der Bauchmuskelschicht mit einer 6-0-Naht. Richten Sie den Bauchhautschnitt mit einer Pinzette aus und nähen Sie die Bauchhaut, um eine optimale Wundheilung zu ermöglichen (Abbildung 1L).

>2. Postoperative Pflege

1. Bringen Sie die Mäuse nach der Operation zur Genesung auf eine Intensivstation. Halten Sie sie in einem Papierkäfig auf einem temperaturgesteuerten Heizkissen, um die Genesung nach der Operation über Nacht fortzusetzen. Versorgen Sie Mäuse zusätzlich zu normalem Futter und Wasser mit weichem Futter.
2. Buprenorphin (0,05 - 0,1 mg/kg) mit subkutaner Injektion alle 8-12 h zur Analgesie verabreichen.
   Anmerkung: Euthanasieren Sie Mäuse durch CO₂, wenn sie schwer krank sind.
3. Am Ende werden Mäuse mit überdosiertem Isofluran geopfert und bei Bedarf Proben entnommen (Abschnitt 3).

>3. Bewertung der durch Ileektomie induzierten Gallenüberakkumulation

1. Wiegen und präparieren Sie die Mäuse einen Tag nach der Resektion von 0 % (Schein), 50 % oder 90 % des Ileums.
2. Entferne den Magen-Darm-Trakt und wiege ihn. Berechnen Sie das Verhältnis von GI-Gewicht zu Körpergewicht, um den Schweregrad der Gallensalzmalabsorption und -überakkumulation zu bewerten.
3. Übertragen Sie die Magen-Darm-Gänge in konische 15-ml-Röhrchen und schneiden Sie sie mit einer Schere in kurze Segmente. Nach dem Schneiden bei 3.000 x g 10 min zentrifugieren. Übertragen Sie den Überstand (gastrointestinale Flüssigkeit, die Gallensalze enthält) in ein sauberes Röhrchen.
4. Messen Sie das Gesamtvolumen und -gewicht der Magen-Darm-Flüssigkeit und berechnen Sie das Verhältnis von Flüssigkeitsgewicht zu Gewicht des Magen-Darm-Trakts, um die Überakkumulation der Galle im Magen-Darm-Trakt weiter zu beurteilen.
5. Bestimmen Sie die Gesamtgallenmenge im Überstand durch Gallensäure-Assay.

Ergebnisse

Abbildung 1: Chirurgische Verfahren der Ileektomie. (A) Halten Sie die Körpertemperatur auf einem temperaturgesteuerten Operationstisch für Kleintiere aufrecht. (B) Decken Sie den Operationsbereich nach der Vorbereitung der Bauchhaut mit sterilen Gazen ab. (C) Legen Sie den Dünndarm durch einen Bauchschnitt in der Mittellinie frei. (D) Der Blinddarm (hervorgehoben durch die weiße gestr...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
C57BL/6J	Das Jackson-Labor
Mikroskop zum Sezieren	Olymp	SZ61	Für die Chirurgie
Temperaturregler für Tiere	Physitemp Instruments, Inc	TCAT-2LV	Zur Kontrolle der Körpertemperatur
Isofluran-Anästhesie-Verdampfer	VetEquip	911104	Für die Anästhesie
Pinzette zum Sezieren	Fine Science Tools, Inc.	Nr. 11274-20	Für die Chirurgie
Schere	Feine Wissenschaft Werkzeuge, Inc	Artikel-Nr.: 14084-08	Für die Chirurgie
Nadelhalter	Roboz Chirurgisches Instrument Co.	RS-7882	Für die Chirurgie
Mikromesser-Nadelklinge	Fisher Scientific	Nr. 10318-14	Für die Chirurgie
6-0 monofile Naht	Ethikon	1698G	Für den Verschluss der Bauchhaut
7-0 Seidennaht	Ethikon	766G	Für die Ligatur
8-0 monofile Naht	Ethikon	1714G	Bei Anastomose
Chirurgische Schwämme	Dynarex Corp.	3333	Für die Chirurgie
Kleine Applikatoren mit Baumwollspitze	Fisher Scientific	Tel.: 23-400-118	Für die Chirurgie
Isofluran	Piramal Healthcare GmbH	Artikel-Nr.: 66794-013-25	Für die Anästhesie
Buprenorphin-Hydrochlorid	Reckitt-Benckiser Pharmazeutika	Artikel-Nr.: 12496-0757-1	Zur Analgesie
0,9% Natriumchlorid-Injektion	B. Braun Medical Inc.	Tel.: 0264-7800-10	Zum Waschen/Einspritzen
Povidon-Jod-Vorbereitungslösung	Dynarex Corp.	Nr. 1413	Zur Vorbereitung der Haut
Puralube Tierarztsalbe	Dechra Veterinärprodukte	Artikel-Nr.: 17033-211-38	Zum Schutz der Augen
Haarentferner-Lotion	Kirche & Dwight Co., Inc.		Zur Vorbereitung der Haut
Intensivstation	ThermoCare	FW-1	Für die Genesung nach der Operation
Gesamtgallensäure-Assay-Kit	Genzyme Diagnostik	DZ042A-K01	Für Gallensäure-Assay

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