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Methodenartikel

Tiefe Hirnstimulation als Behandlung von Drogenabhängigkeit im Rattenmodell

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29. August 2025

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Quelle: Batra, V., et al. Eine allgemeine Methode zur Bewertung der Auswirkungen der tiefen Hirnstimulation auf die intravenöse Selbstverabreichung von Methamphetamin. J. Vis. Exp. (2016).

Dieses Video zeigt ein Rattenmodell der Drogenabhängigkeit, bei dem sich das Tier intravenös Methamphetamin verabreicht, indem es einen Hebel drückt, was zu einem zwanghaften Drogensuchverhalten führt, das durch die Dopaminfreisetzung im Nucleus accumbens angetrieben wird. Um dem entgegenzuwirken, unterzieht sich die Ratte einer tiefen Hirnstimulation (THS) über eine implantierte bipolare Elektrode, die hochfrequente Impulse abgibt, um hyperaktive Neuronen im Nucleus accumbens zu hemmen. Die Auswirkungen der THS werden dann bewertet, indem Veränderungen im Drogensuchverhalten beobachtet werden, was ihr Potenzial zur Verringerung suchter Reaktionen aufzeigt.

Protokoll

Alle Verfahren, an denen Tiermodelle beteiligt sind, wurden vom örtlichen institutionellen Tierpflegeausschuss und dem Tierprüfungsausschuss von JoVE überprüft.

1. Akklimatisierung von Nagetieren und Nahrungseinschränkung

  1. Verwenden Sie erwachsene Wistar-Ratten, die zu Beginn des Versuchs 3 Monate alt sind. Hausratten leben einzeln in Käfigen, die mit einer Laminar-Flow-Einheit und einem Luftfilter in einer temperatur- und feuchtigkeitsgesteuerten, von der American Association for Accreditation of Laboratory Animal Care (AAALAC) akkreditierten Tierpflegeeinrichtung in einem umgekehrten 12-Stunden-Hell-Dunkel-Zyklus (Licht aus um 0600 Uhr).
  2. Stellen Sie Wasser und normales Nagetierfutter frei zur Verfügung, bis das Körpergewicht etwa 380 – 400 g beträgt. Anschließend schränkten die Ratten ihre Nahrung ein und hielten sie während der Versuchssitzungen bei 85 bis 90 % ihres frei fütternden Körpergewichts, um den Erwerb und die Aufrechterhaltung der Reaktion auf Methamphetamin zu erleichtern.
  3. Behandeln Sie Nagetiere täglich von der Ankunft an während der Versuchssitzungen im häuslichen Käfig, um das Körpergewicht zu erfassen und die tägliche Futterverteilung anzupassen.
  4. Sobald das Zielgewicht erreicht ist, bereiten Sie sich darauf vor, jeder Ratte einen chronischen Verweilkatheter und intrakranielle Stimulationselektroden chirurgisch zu implantieren.

2.

  1. Vorbereitung des Katheterkatheters der Halsvene
    1. Bereiten Sie einen 13 cm langen silastischen Schlauch mit einem Innendurchmesser von 0,012 x 0,025' vor, formen Sie eine Silikonkugel 4 cm von einem Ende des Schlauchs entfernt mit zusätzlichem Silikonschlauch und Elektrokauter und lassen Sie ihn an der Luft trocknen.
    2. Tauchen Sie das andere Ende des Schlauchs einige Minuten lang in ein Lösungsmittel auf Limonenbasis, das aus Zitrusfrüchten gewonnen wird, und lassen Sie es sich ausdehnen. Verbinden Sie den expandierten Schlauch mit einer rechtwinklig gebogenen Führungskanüle aus Edelstahl.
    3. Verankern Sie die gebogene Basis der Führungskanüle aus Edelstahl mit Zahnacrylzement an einem 1-Zoll-Quadrat aus biokompatiblem Netz.
    4. Spülen Sie den Katheter innen und außen mit Ethanol und destilliertem Wasser. Injizieren Sie Luft durch den Schlauch, um verbleibende Flüssigkeitströpfchen zu entfernen. Über Nacht trocknen lassen (O/N).
  2. Sterile Technique
    1. Führen Sie alle Operationen in einem speziellen Tierchirurgie-Raum mit aseptischen chirurgischen Techniken durch. Sterilisieren Sie Instrumente und Implantate mit einem Autoklaven und bereiten Sie einen sterilen Bereich vor, indem Sie wasserfestes Papier auf den Operationstisch legen, der mit einem oder mehreren sterilen Handtüchern bedeckt ist.
    2. Tragen Sie sterile Handschuhe und bewahren Sie während des Eingriffs alle Instrumente, Implantate und chirurgische Gaze auf dem sterilen Bereich auf. Wischen Sie jedes Instrument mit einem Alkoholtupfer ab, gefolgt von 20 Sekunden in einem Bead-Sterilisator zwischen den Eingriffen, wenn mehrere Operationen durchgeführt werden.
  3. Anästhesie
    1. Behandeln Sie Ratten mit Atropin (Sulfat) (0,04 mg/kg, s.q.), gefolgt von Pentobarbital (20 - 50 mg/kg, ip), um eine Anästhesie zu erreichen.
    2. Injizieren Sie den Tieren unmittelbar vor der Operation eine sterile Penicillin-G-Procain-Suspension (75.000 Einheiten, intramuskulär [i.m.]) und ein Analgetikum (Carprofen, 5 - 10 mg/kg, sc oder Ketoprofen, 2 - 5 mg/kg, sc), um perioperative Infektionen bzw. Schmerzen zu verringern.
    3. Prüfen Sie, ob eine angemessene Anästhesie ist, indem Sie dem Tier eine moderate Zehenklemme verabreichen, und fahren Sie fort, wenn keine Reaktion auftritt. Tragen Sie Augengleitmittel auf beide Augen auf.
  4. Vorbereitung der Operationsstelle
    1. Rasieren Sie einen 2 x 2 cm großen dorsalen Fleck auf dem Rücken der Ratte direkt hinter einer Linie, die die Schulterblätter verbindet. Rasieren Sie einen 1 x 1 cm großen Bauchfleck im rechten Halsbereich zwischen Kieferknochen und Brustbein.
    2. Wischen Sie die rasierten Stellen mit Alkoholtupfern ab, gefolgt von Betadinlösung. Legen Sie die Ratte auf ein steriles Handtuch und lassen Sie das Betadin trocknen, bevor Sie fortfahren.
  5. Katheterimplantation
    1. Machen Sie mit einem 10-Klingen-Messer einen Schnitt parallel zu einer Linie, die die Schulterblätter im mittleren Schulterblattbereich auf dem Rücken verbindet. Verwenden Sie ein Hämostatum, um die Haut vom darunter liegenden Bindegewebe zu trennen und eine Ebene für die Netzkatheterbasis zu schaffen. Spülen Sie den Bereich mit steriler Kochsalzlösung und bedecken Sie ihn mit steriler Gaze, bevor Sie die Ratte auf den Rücken drehen.
    2. Machen Sie mit einem Messer mit 10 Klingen einen diagonalen Schnitt zwischen dem rechten Kieferknochen und dem Brustbein. Verwenden Sie ein Hämostatum, um die Haut vom darunter liegenden Bindegewebe zu trennen und die Halsvene zu lokalisieren.
      Hinweis: Die Halsvene erscheint weiß/silbern und glänzend und ist bei männlichen Ratten größer als bei weiblichen.
    3. Legen Sie einen Spachtel unter die Vene, binden Sie eine 4-0 Seidennaht vorsichtig um die Oberseite (proximaler Teil) der freiliegenden Vene und schieben Sie die Vene zurück in den Hals.
    4. Trennen Sie das Bindegewebe, um eine oberflächliche Tasche unter der inferolateralen Halshaut, aber über dem Muskel zu schaffen. Schieben Sie einen sterilisierten Trokar vom Halsschnitt zum mittleren Schulterblattschnitt, indem Sie hinter dem Arm nach hinten und nach oben tunneln. Führen Sie den Katheter vom Rücken bis zum Hals durch, indem Sie einen steifen Führungsdraht vom Halsende durch den Trokar in den distalen Katheter einführen. Ziehen Sie den Führungsdraht zurück zum Halsschnitt, und der angebrachte distale Katheter folgt.
    5. Isolieren Sie die rechte Halsvene über einem Spatel, indem Sie die zuvor platzierte proximale Naht nach oben ziehen. Mache mit einer Kugelschere einen kleinen Teilschnitt an der Oberseite der Vene.
    6. Führen Sie eine gebogene Pinzette in den Venenschnitt ein, um ihn zu öffnen. Halten Sie die Pinzette auseinander, aber an Ort und Stelle, und führen Sie die Katheterspitze etwa 2 - 3 cm zwischen den Pinzettenspitzen in die Vene ein, wo sie außerhalb des rechten Vorhofs endet.
    7. Sichern Sie den Katheter, indem Sie eine 4-0-Seidennaht um die distale Vene binden. Binden Sie die proximalen und distalen Nähte zu einem "Box"-Knoten zusammen, um zusätzliche Stabilität zu gewährleisten.
    8. Spülen Sie den Katheter mit heparinisierter steriler Kochsalzlösung und entnehmen Sie Blut, um eine erfolgreiche Implantation zu bestätigen. Schneiden Sie die Nähte 1 - 2 mm oberhalb der Knoten ab und stecken Sie den restlichen proximalen Katheter unter die Halshaut. Schließen Sie mit einer geeigneten Naht/Methode Ihrer Wahl ab. Wenn nicht resorbierbare Nähte oder Klammern verwendet werden, müssen diese innerhalb von 10-14 Tagen unter Vollnarkose entfernt werden. Decken Sie den Schnitt mit einer antibiotischen Salbe mit einem sterilen Wattestiftapplikator ab.
    9. Verankern Sie die distale Katheter-/Führungskanüle/Netzanordnung mit resorbierbaren Nähten an zwei der gegenüberliegenden Ecken der Netzbasis am subkutanen Rückengewebe. Verschließen Sie den hinteren Schnitt um die Führungskanüle mit unterbrochenen, nicht umgekehrten resorbierbaren Nähten. Decken Sie den Schnitt mit einer antibiotischen Salbe mit einem sterilen Wattestäbchenapplikator ab.
  6. Postoperative Pflege
      Spülen
    1. Sie den Katheter mit heparinisierter 0,9%iger steriler Kochsalzlösung mit einer 3-ml-Spritze und setzen Sie einen Obturator in die Führungskanüle ein, um ein Verstopfen zu verhindern.
    2. Spülen Sie den Katheter jeder Ratte täglich, um die Durchgängigkeit zu erhalten.
    3. Unmittelbar nach dem Eingriff setzen Sie die Ratte in ihren Käfig über einem Heizkissen im Operationssaal und beobachten Sie, bis das Bewusstsein und die spontane Bewegung zurückkehren.
    4. Bringen Sie die genesene Ratte in den Kolonieraum zurück und lassen Sie fünf bis sieben Tage vergehen, bevor eine intrakranielle Operation durchgeführt wird. Wiegen, handhaben und beurteilen Sie täglich ihren Allgemeinzustand, einschließlich der Überprüfung auf Infektionen und der Bewertung des Verhaltens, des Aussehens und des Aktivitätsniveaus der Tiere.
    5. Wenden Sie sich an den Tierarzt von Animal Resources, wenn Probleme auftreten, und befolgen Sie die empfohlenen Behandlungsschemata. Injizieren Sie den Tieren ein Analgetikum (Carprofen, 5 - 10 mg/kg, sc oder Ketoprofen, 2 - 5 mg/kg, sc), um perioperative Schmerzen nach Bedarf zu behandeln.

3. Intrakranielle Elektrodenplatzierung

  1. Chirurgische Vorbereitung
    1. Führen Sie alle Operationen unter sterilen Bedingungen durch, wie in Abschnitt 2.2 beschrieben.
  2. Anästhesie
    1. Setze das Tier in eine Anästhesie-Induktionskammer und sorge für einen Isofluran-Gasfluss in die Kammer bei 1.000 - 2.000 ml/min, wobei der Verdampfer auf 5% eingestellt ist.
    2. Sobald das Tier liegt, nehmen Sie es aus der Kammer und legen Sie es in den Nasenkonus auf der gepolsterten stereotaktischen Operationsplattform. Schalten Sie den Gasfluss von der Kammer zum Nasenkonus um und lassen Sie das Gas mit dem Verdampfer auf 2 - 3% laufen.
    3. Stellen Sie den Verdampfer nach Bedarf ein, um eine stabile Atmung und keine Reaktion auf Stimulation während der Operation zu erhalten.
    4. Injizieren Sie der Ratte unmittelbar vor der Operation eine sterile Penicillin-G-Procain-Suspension (75.000 Einheiten, i.m.) und ein Analgetikum (Buprenorphin 0,05 bis 0,5 mg/kg sc), um perioperative Infektionen bzw. Schmerzen zu verringern.
    5. Prüfen Sie, ob eine angemessene Anästhesie ist, indem Sie dem Tier eine moderate Zehenklemme verabreichen, und fahren Sie fort, wenn keine Reaktion auftritt. Tragen Sie Augengleitmittel auf beide Augen auf.
  3. Vorbereitung der Operationsstelle
    1. Rasieren Sie die Oberseite des Kopfes der Ratte und legen Sie die Ratte in Ohrstangen, um ihren Kopf während des Eingriffs unbeweglich zu halten. Wischen Sie die rasierte Stelle mit Alkoholtupfern ab, gefolgt von Betadinlösung. Lassen Sie das Betadin trocknen, bevor Sie fortfahren.
  4. Elektrodenimplantation
    1. Fassen Sie mit einer Pinzette die Kopfhaut zwischen und etwas vor den Ohren und schneiden Sie mit einer Schere über die Basis. Bei diesem Manöver wird eine 1,5 x 1 cm große Hautfläche über der Schädelmitte entfernt.
    2. Verwenden Sie eine 10-Klinge, um einen umlaufenden Schnitt durch das Perikranium bis zum Schädel zu machen, und eine gebogene Pinzette, um das Perikranium abzukratzen und zu entfernen. Spülen Sie den Bereich mit steriler Kochsalzlösung, tupfen Sie überschüssiges Blut und Kochsalzlösung mit Gaze ab und lassen Sie den Schädel vollständig trocknen, damit die knöchernen Orientierungspunkte, einschließlich der Bregma, deutlich zu sehen sind.
    3. Für die bilaterale Chirurgie montieren Sie zwei bipolare Platin-Iridium-Elektroden, eine in jeden Elektrodenhalter auf beiden Seiten der stereotaktischen Operationsplattform. Bewegen Sie die erste Elektrode in Position ~1 mm über dem Bregma und notieren Sie sich die stereotaktischen Koordinaten für die anterior-posterioren (AP) und medial-lateralen (ML) Positionen, die auf der Digitalanzeige angezeigt werden. Berühren Sie die Elektrodenspitze NICHT mit dem Schädel, da die Elektrode sonst nicht mehr funktioniert. Wiederholen Sie diesen Vorgang für die andere Elektrode.
    4. Berechnen Sie die endgültigen AP- und ML-Koordinaten basierend auf der Zielstruktur von Interesse. Bewegen Sie die Elektrode mit der Spitze direkt über dem Schädel in diese Position, um die anfängliche dorsoventrale (DV) Koordinate auf der Digitalanzeige zu erhalten. Berechnen Sie die endgültige DV-Tiefe basierend auf der Zielstruktur von Interesse.
      Hinweis: Die Hülle des Nucleus accumbens wurde in diesem Beispiel aufgrund ihrer bekannten Beteiligung am Drogenkonsumverhalten unter Verwendung der folgenden stereotaktischen Koordinaten relativ zu bregma ins Visier genommen:AP-Eintrittskoordinate = [Digital angezeigte Koordinate bei bregma] + 1,6ML Eintrittskoordinate = [digital angezeigte Koordinate bei bregma] ± 2,4 für rechte/linksDV-Tiefe = [Digital angezeigte Koordinate an der Schädeloberfläche am AP/ML-Eintritt] - 8.5
    5. Markieren Sie die projizierte Eintrittsposition jeder Elektrode auf der Schädeloberfläche mit einem Permanentmarker. Stoßen oder berühren Sie während dieses Manövers nicht die Spitze der Elektrode.
    6. Bohren Sie mit einer runden, diamantbeschichteten Kugel an jeder Markierung ein 1,4 mm Loch. Achten Sie darauf, dass Sie mit dem Hochgeschwindigkeitsbohrer nicht durch den Schädel in das Hirngewölbe eintauchen. Verwende eine gebogene Pinzette, um die Dura zu durchstechen, sobald der Schädel weggebohrt wurde.
    7. Bohren Sie mit einem diamantbeschichteten Frässtift mit einer runden Kugel 0,7 mm Löcher an vier zusätzlichen Stellen hinter den Elektrodeneinführungen für die Platzierung von Schädelschrauben. Setzen Sie mit einem manuellen Schraubendreher vier 0,8 (Durchmesser) x 3,2 mm (Länge) mm Edelstahlschrauben in den Schädel ein, zwei auf jeder Seite der Mittellinie. Befestigen Sie diese Schrauben bis zur Hälfte ihrer Länge fest im Schädel, denn sie sind die wichtigste Infrastruktur, die die Schädelkappe für die kommenden Wochen und Monate an Ort und Stelle halten wird.
    8. Führen Sie die erste Elektrode vorsichtig durch ihr Bohrloch in das Gehirn bis zur berechneten DV-Tiefe ein, indem Sie manuell an dem Knopf drehen, der die Z-Koordinate des Elektrodenhalters steuert. Drehen Sie den Knopf mit einer Geschwindigkeit von etwa 1/2 Umdrehung pro Sekunde, um eine übermäßige Beschädigung der Elektrodenspitze zu vermeiden. Stellen Sie sicher, dass die Elektrodenspitze beim Eintritt in das Gehirn nicht den knöchernen Rand des Bohrlochs berührt.
    9. Befestigen Sie die erste Elektrode mit Sekundenkleber, der über das Bohrloch und die hinteren Schrauben aufgetragen wird, gefolgt von Zahnzement. Sobald dieses Konstrukt vollständig getrocknet ist, entfernen Sie die Elektrode aus ihrer Halterung. Wiederholen Sie den Einführ- und Klebevorgang für die zweite Elektrode. Tragen Sie Zahnzement bis zum Hautrand auf, aber überlappen Sie ihn nicht mit der Haut, da dies die Schädelzementkappe langfristig lockert.
  5. Postoperative Pflege
    1. Platzieren Sie zwei Staubschutzkappen über den Elektrodensockeln, um Verstopfungen zu vermeiden.
    2. Unmittelbar nach dem Eingriff setzen Sie die Ratte in ihren Käfig über einem Heizkissen im Operationssaal und beobachten Sie, bis das Bewusstsein und die spontane Bewegung zurückkehren.
    3. Bringen Sie die geborgene Ratte in den Kolonieraum zurück und lassen Sie fünf Tage verstreichen, bevor Sie mit dem Experiment beginnen. Wiegen, handhaben und beurteilen Sie den Allgemeinzustand der Ratten täglich, einschließlich der Überprüfung auf Infektionen und der Bewertung des Verhaltens, des Aussehens und der Aktivität der Tiere.
    4. Wenden Sie sich an den Tierarzt von Animal Resources, wenn Probleme auftreten, und befolgen Sie die empfohlenen Behandlungsschemata. Injizieren Sie den Tieren bei Bedarf ein Analgetikum (Buprenorphin 0,05 bis 1 mg/kg s.c.), um perioperative Schmerzen zu behandeln. Intrakranielle Blutungen können bei der Einnahme von nichtsteroidalen Schmerzmitteln (Carprofen, 5 - 10 mg/kg, sc oder Ketoprofen, 2 - 5 mg/kg, sc) häufiger auftreten, also verwenden Sie Buprenorphin perioperativ für die intrakranielle Chirurgie.

4. Operante Apparatur:

  1. Verwenden Sie für die Durchführung der Verhaltensexperimente operante Konditionierungskammern aus Kunststoff und Edelstahl, die in schalldämpfenden Gehäusen enthalten sind.
  2. Statten Sie jedes Gehäuse mit einem Abluftventilator aus, um die Belüftung zu gewährleisten, und weißem Rauschen, um Fremdgeräusche zu überdecken.
  3. Verwenden Sie einen PC und ein Verhaltenssoftware-Schnittstellensystem, um die Verfahren zu programmieren und die experimentellen Daten zu sammeln.
  4. Allgemeine Einrichtung
    1. Rüsten Sie jede Experimentierkammer mit zwei Reaktionshebeln aus, die an einer Wand der Kammer montiert sind, mit einem Stimuluslicht über jedem Hebel. Bezeichnen Sie einen der Hebel als "aktiven" Hebel, so dass er beim Drücken eine programmierte Konsequenz ergibt.
    2. Programmieren Sie ein Stimuluslicht, das sich direkt über dem aktiven Reaktionshebel befindet, so dass es während jeder operanten Sitzung aufleuchtet und die Verfügbarkeit des Medikaments anzeigt.
    3. Eine Reaktion auf den aktiven Hebel führt zu einer Infusionsabgabe von Methamphetamin (0,05 mg/kg/Infusion in 100 μl 0,9 % NaCl) über einen Zeitraum von 2,8 Sekunden, begleitet von der Hausbeleuchtung an der gegenüberliegenden Wand, die 5 Sekunden lang eingeschaltet wird und die Reizleuchte für eine 30-Sekunden-Zeitüberschreitung ausgeschaltet wird.
    4. Zählt die Antworten auf dem aktiven Hebel, aber sie sollten während des 30-Sekunden-Timeouts keine geplanten Konsequenzen haben. Notieren Sie zum Abschluss die Antworten auf dem inaktiven Hebel, aber sie sollten keine geplanten Konsequenzen haben.

5. Intravenöse (IV) Methamphetamin-Selbstverabreichung

  1. Verfahren Allgemeine Vorbereitungen
    1. Laden Sie Ratten so schnell und ruhig wie möglich in die operanten Kammern, um Verhaltensartefakte zu minimieren. Befestigen Sie eine Federleine aus Edelstahl an der Führungskanüle auf dem Rücken des Nagetiers und an einem auslaufsicheren Flüssigkeitswirbel, der über der operanten Kammer aufgehängt ist.
    2. Stellen Sie sicher, dass der Verbindungsschlauch vom Drehgelenk zur 20-ml-Medikamentenspritze in einer motorbetriebenen Pumpe unversehrt ist, die sich außerhalb des schalldämpfenden Gehäuses befindet. Schieben Sie dazu den Kunststoffverbindungsschlauch mindestens 1/4 Zoll auf die Metalldrehspitze und die Nadelspitze der Medikamentenspritze, bis er bei mäßigem Ziehen nicht mehr abrutscht. Bilden Sie ein Gegengewicht zwischen Drehgelenk und Leine, um eine relativ ungehinderte Bewegung des Tieres zu ermöglichen.
    3. Führen Sie operante Sitzungen von Montag bis Freitag ungefähr zur gleichen Zeit am Tag durch.
  2. Acquisition
    1. Um eine schnelle Selbstverabreichung von intravenösem Methamphetamin zu ermöglichen, führen Sie Ratten an vier bis fünf aufeinanderfolgenden Tagen täglich 6-stündige Sitzungen durch.
    2. Führen Sie diese Sitzungen nach einem festen Verhältnis FR-1 + 30 Sekunden Verstärkungsschema durch, während dessen Ratten bei jedem Druck auf den aktiven Hebel eine Infusion von intravenösem Methamphetamin erhalten, gefolgt von einer 30-Sekunden-Auszeit (z. B. treten beim Drücken eines der beiden Hebel keine Hinweise oder Belohnungskonsequenzen auf).
      Hinweis: Dieser anfängliche verlängerte und "leichte" Zugang führt dazu, dass die Mehrheit der Nagetiere ein signifikantes Drogenkonsumverhalten von weniger als oder gleich eine Woche (Abbildung 3).
  3. maintenance
    1. Während der zweiten Trainingswoche führe Ratten in täglichen 2-stündigen Sitzungen von Montag bis Freitag, um die Selbstverabreichung von IV-Methamphetamin aufrechtzuerhalten und zu verfeinern.
    2. Führen Sie Sitzungen mit einem festen Verhältnis FR-1 + 30 Sekunden Timeout-Zeitplan für die Verstärkung durch.
    3. Dokumentieren Sie ein stabiles, intensives Ansprechen, wenn die Gesamtzahl der Methamphetamin-Infusionen in jeder Sitzung in drei aufeinanderfolgenden Sitzungen um weniger als 10 % variiert (Abbildung 4) und die kumulative Anzahl der Infusionen in den ersten 30 Minuten größer ist als die kumulative Anzahl der Infusionen in den zweiten 30 Minuten (Abbildung 5).
      Hinweis: Dieses Kriterium stellt sicher, dass die Ratten zu Beginn der Sitzung ein Drogenlademuster entwickeln, das auf Suchtverhalten hinweist19 und nicht nur auf gelegentlichen Konsum.
  4. Post-Session
    1. Trennen Sie am Ende jeder Sitzung die Leine vom Rücken des Nagetiers. Spülen Sie den Katheter mit 0,1 ml 0,9%iger Kochsalzlösung mit 800 IE Streptokinase, um Blutgerinnsel zu vermeiden. Führen Sie einen Obturator in jede Führungskanüle ein, um ein Verstopfen zu verhindern, bevor Sie die Ratten in die Heimkäfige zurückbringen.
    2. Testen Sie die Durchgängigkeit der Katheter unmittelbar nach Ende jeder Versuchssitzung mittwochs während des gesamten Versuchsverlaufs.
      1. Bereite eine 3-cm³-Spritze mit einer 22-G-Nadel vor, die heparinisierte bakteriostatische Kochsalzlösung enthält, um die Durchgängigkeit des Katheters zu testen. Befestigen Sie ein Ende eines 4 bis 6 Zoll langen Stücks Plastikschlauch an der Nadel und das andere Ende am Metallpfosten der Katheter-Kanülen-Baugruppe auf dem Rücken des Tieres.
      2. Ziehen Sie 0,1 bis 0,2 ml Kochsalzlösung auf, um einen klaren Fluss zu gewährleisten, und ziehen Sie dann den Spritzenkolben zurück. Wenn der Katheter patentiert ist, sollte er sowohl leicht gespült werden als auch Blut zurückziehen, das in den Schläuchen sichtbar ist. Lassen Sie den Kolben los und infundieren Sie weitere 0,2 ml, um das gesamte Blut durch den Katheter zurückzuspülen.
      3. Wenn kein Blut entnommen werden kann, entfernen Sie die 3-ml-Spritze und den Schlauch vom Metallstift.
      4. Bereiten Sie eine 1-cm³-Spritze mit einer 22-G-Nadel vor, die methohexitales Natrium, ein schnell wirkendes Anästhetikum, enthält, um die Durchgängigkeit des Katheters weiter zu testen. Befestigen Sie ein Ende eines 4 bis 6 Zoll langen Stücks Plastikschlauch an der Nadel und das andere Ende am Metallpfosten der Katheter-Kanülen-Baugruppe auf dem Rücken des Tieres.
      5. Ziehen Sie 1,5 mg auf und entfernen Sie schnell die 1-ml-Spritze und den Schlauch vom Metallpfosten auf dem Rücken des Tieres. Schließen Sie die mit heparinisierter bakteriostatischer Kochsalzlösung gefüllte 3-ml-Spritze wieder an und ziehen Sie 0,1 - 0,2 ml auf. Wenn das Tier innerhalb von 3 Sekunden den Muskeltonus verliert, ist der Katheter offen und funktionsfähig.
  5. In der ergänzenden Datei "Häufige Fallstricke" finden Sie einen Abschnitt über Fallstricke, der sich mit Nebenwirkungen von Methamphetamin, dem Versäumnis, Methamphetamin selbst zu erwerben, und Schwierigkeiten bei der Extraktion von Ratten befasst.

6. Hirnstimulationsgerät

  1. Verwenden Sie 10 bis 12 Plexiglaskästen (12 x 18 x 18 Zoll) (B x H x T), um die DBS-Experimente durchzuführen. Decken Sie jede Schachtel an der Außenseite mit steifem, undurchsichtigem Papier ab, das die Rückseite und die Seiten der Schachtel bedeckt, um zu verhindern, dass die Ratten sich gegenseitig sehen oder miteinander interagieren. Lassen Sie die durchsichtige Frontplatte unbedeckt, damit der Untersucher die Tiere während der Stimulationssitzungen beobachten kann.
  2. Decken Sie die Oberseiten der Boxen mit einer halbdurchlässigen Platte ab, die das Entweichen der Ratten verhindert und gleichzeitig den Luftstrom ermöglicht. Verwenden Sie diese Platte, um die Kommutatoren zu stützen, die sich über jeder Box befinden, um die elektrische Verbindung zwischen der Kopfkappe des Nagetiers und dem Stimulationssystem zu erleichtern.
  3. Verwenden Sie für die DBS-Experimente ein Stimulationssystem, das mehrere Tiere gleichzeitig mit konstantem Strom versorgen kann. Verwenden Sie ein System, das aus einem vom Benutzer programmierbaren digitalen Signalprozessor/Kommunikationsschnittstelle, einem Stimulator, einem Stimulator-Akkupack, einer Kanal-Splitter-Box und der zugehörigen Software besteht (siehe Materialblatt).
  4. Verwenden Sie Kabel in benutzerdefinierter Länge, um die Kanalanschlüsse des Stimulators mit dem überlegenen elektronischen Sockel jedes Kommutators zu verbinden.
    Hinweis: Die benötigte Länge hängt vom jeweiligen Labor ab. Diese Kabel befinden sich außerhalb des Tierbereichs und müssen nicht mit einer Edelstahlfeder ummantelt werden.
  5. Verbinden Sie den minderwertigen elektronischen Sockel des Kommutators mit dem implantierten Elektrodensockel an der Kopfkappe des Nagetiers mit 16-Zoll-Kabeln, die mit einer Edelstahlfeder bedeckt sind. Stellen Sie sicher, dass die Kabel lang genug sind, um sich frei in jeden Bereich des Gehäuses bewegen zu können, ohne dass die Kopfkappe wesentlich unter Spannung steht.
    Hinweis: Ein Kabel, das ungefähr dort endet, wo sich der Kopf der Ratte befinden würde, wenn sie auf allen vier Füßen steht, ist normalerweise ausreichend.
  6. Brain Stimulation Programming
    1. Verwenden Sie einen PC und Programmiersoftware, um die Stimulationsparameter (z.B. Wellenform, Frequenz, Impulsbreite, Interstimulusverzögerung, Stromamplitude) zu programmieren und die experimentellen Daten zu sammeln.
    2. Geben Sie mithilfe einer visuellen Programmiersprache an, welche Funktionen jedes Gerät ausführen soll, um die experimentellen Endpunkte zu erreichen, und welche Daten gespeichert und/oder für die Anzeige in Echtzeit projiziert werden. Die Befehle, mit denen dieses spezielle Projekt ausgeführt wird, sind in Abbildung 1 dargestellt.
    3. Geben Sie die gewünschte Frequenz, Pulsbreite und Amplitude vor Beginn des Experiments im visuellen Bedienfeld (Abbildung 2) an. Typische Parameter für die hochfrequente Stimulation bei Ratten ähneln denen, die in der klinischen Tiefenhirnstimulation beim Menschen verwendet werden: Frequenz von 130 bis 180 Hz, Pulsbreite von 60 bis 90 ms und Stromamplitude von 100 bis 250 μA4,8-10.
      Hinweis: Beim Nagetier wird aufgrund seiner geringeren Größe im Vergleich zum Primaten ein geringerer Strom verwendet.

7. Verfahren der tiefen Hirnstimulation

  1. Um Ratten in die Boxen zu laden, befestigen Sie das Edelstahlfederkabel vom Kommutator an jedem Elektrodensockel an der Kopfkappe. Testen Sie die Impedanz jeder Elektrode, indem Sie 2 Sekunden lang 5 μA Strom bei einer Frequenz von 1.000 Hz laufen lassen.
    1. Wenn die Impedanz gleich oder kleiner als 125 KOhm ist, dann fahre mit dem Experiment fort, da die Elektrode in der Lage ist, therapeutische Stimulation zu liefern. Wenn die Impedanz größer als 125 kOhm ist, sollten Sie erwägen, das Tier aus dem Experiment zu entfernen, da der hohe Widerstand der Elektrode den Strom auf ein möglicherweise subtherapeutisches Niveau verkürzen kann.
  2. Lassen Sie die Ratten ein oder zwei Probesitzungen zur Gewöhnung durchlaufen, während derer sie an das/die Elektrodenkabel(n) befestigt werden, aber keine aktive Therapie erhalten. Mock-Tests eliminieren alle unspezifischen Verhaltenseffekte. Transportieren Sie die Ratten unmittelbar nach jeder Probesitzung zu den operanten Boxen für die tägliche 2-stündige Sitzung der intravenösen Selbstverabreichung von Methamphetamin.
  3. Die Ratten werden in zwei Gruppen eingeteilt, eine Kohorte mit aktiver Stimulation und eine Kohorte mit Scheinstimulation, so dass sich die Arzneimitteleinnahme zu Studienbeginn zwischen den Gruppen nicht signifikant unterscheidet.
  4. Führen Sie 5 Tage lang tägliche THS-Sitzungen mit der Nagetierkohorte durch, während derer sie je nach Gruppenzuordnung entweder eine aktive elektrische Hirnstimulation oder 3 Stunden lang keine Stimulation erhalten. Transportieren Sie die Ratten unmittelbar nach jeder THS-Sitzung zu den operanten Boxen für die tägliche 2-stündige Sitzung der intravenösen Selbstverabreichung von Methamphetamin.
    1. Beobachte Tiere mindestens während eines Teils jeder DBS-Sitzung sorgfältig, um sicherzustellen, dass die Stimulation keine deutlichen Veränderungen im Verhalten der Tiere verursacht. Wenn während/nach der Stimulation abnormale Verhaltensweisen auftreten, achten Sie darauf, diese Beobachtungen zu dokumentieren. Hinweis: Die Autoren haben während des in diesem Artikel beschriebenen Experiments keine signifikanten Verhaltensänderungen oder Veränderungen in der Nahrungs-/Wasseraufnahme festgestellt.
  5. Ändern Sie je nach Hypothese die Dauer der THS-Behandlung, die elektrischen Parameter und die Zeit zwischen der DBS-Sitzung und der operanten Sitzung nach Bedarf.

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Ergebnisse

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Abbildung 1. Visuelle Programmiersprache. Der Forscher verwendet eine visuelle Programmiersprache, wie das hier gezeigte Beispiel, um ein Programm zu entwerfen, das mehreren Tieren gleichzeitig eine Hirnstimulation mit vom Be...

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Rodent operant chambersMed Associates, IncENV-008CTMed Associates Inc. PO Box 319 St. Albans, Vermont 05478 USA Telefon: (802) 527-2343
Kopf Stereotaxisches Instrument für Kleintiere mit digitaler AnzeigekonsoleKopf InstrumentsModell 940Kopf Telefon: 1-877-352-3275 Fax: 1-818-352-3275 E-Mail: sales@kopfinstruments.net
Z-Serie 3-DSP Bioamp ProzessorTucker Davis TechnologiesRZ5DTucker-Davis Technologies 11930 Research Circle Alachua, FL 32615 USA Tel: 386-462-9622 www.tdt.com
Z-Serie 32-Kanal StimulatorTucker Davis TechnologiesIZ2-32Die Software wird von einem Handbuch begleitet, in dem die Programmierung von Experimenten mit der OpenEx-Plattform erläutert wird, auf das hier zugegriffen werden kann: http://www.tdt.com/files/manuals/OpenEx_User_Guide.pdf
48 Volt LI-ION Battery Pack für IZ2 StimulatorTucker Davis TechnologiesLZ48-200
32-Kanal Splitter Box für PZ5Tucker Davis TechnologiesS-BOX_PZ5
OpenEx Ext Softwarepaket für mehrkanalige neuronale AufzeichnungTucker Davis TechnologiesOpenEx
Platin-Iridium-stimulierende ElektrodenPlastics One IncMS303/8-B/SPC ELECT PT 2C TW .005"Plastics One Inc P.O.Box 21465, S.W. Roanoke, VA 24018, PH 540-772-7950
2-Kanal-Kabel zwischen Stimulator und KommutatorPlastics One Inc305-441/2 mit Feder
2-Kanal-Kabel zwischen Kommutator und ElektrodensockelPlastics One Inc305-305 W/ Feder
4-Kanal-KommutatorenPlastics One IncSL2+2C und SL2+SC/SB

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