Methodenartikel

Phänotypischer Vergleich von Wildtyp- und Mutantenstämmen von Streptomyces coelicolor

26. September 2025

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Quelle: Bennett, J. A., et al. Visuelle und mikroskopische Bewertung von Streptomyces-Entwicklungsmutanten. J. Vis. Exp. (2018)

Dieses Video zeigt die Kultivierung und den phänotypischen Vergleich von Wildtyp- und mutierten Streptomyces coelicolor-Stämmen . Es werden Verfahren zur Minimierung spontaner Mutationen, zur Verhinderung von Kreuzkontaminationen und zur Förderung des Bakterienwachstums durch geeignete Beschichtungstechniken beschrieben. Schließlich hebt das Video visuelle Unterschiede in der Morphologie der Kolonie hervor, um die Entwicklungseffekte von Mutationen in den Bakterienstämmen zu veranschaulichen.

Protokoll

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1. Bereiten Sie Instrumente, Nährmedien, Lösungen und Petrischalen vor

1. Autoklavieren Sie Zahnstocher in einem 50-ml-Becherglas, das mit Aluminiumfolie bedeckt ist, um sie steril zu halten.

2. Sterilisieren Sie alle trockenen Waren, die verwendet werden sollen (Spitzen, Stäbchen, Glaswaren usw.), in einem Autoklaven.

ANMERKUNG: Vorsicht! Befolgen Sie alle Sicherheitshinweise für das verwendete Autoklavenmodell. Autoklaven stellen ein Risiko für Explosionen, Verbrennungen durch Dampf und den Kontakt mit heißen Oberflächen, Materialien und Medien dar.

3. Bereiten Sie das MS-Agar (Mannitol-Sojamehl (SFM)) vor, um Kulturen zu züchten.

1. 5 g Sojamehl und 5 g Agar in einen 1-Liter-Kolben geben.

2. 5 g Mannitol in 250 ml Leitungswasser auflösen und in den Kolben mit dem Sojamehl und dem Agar geben.

3. Einen Schaumstoffstopfen und eine Folie in die Öffnung des Kolbens geben und mindestens 30 Minuten lang bei 121 °C und 15 psi autoklavieren.

VORSICHT: Dieses Medium kocht leicht über. Verwenden Sie einen Kolben, der mindestens das Vierfache des tatsächlichen Volumens des zu autoklavierenden MS-Agars aufnehmen kann. Ein Standard-Schnellkochtopf kann unter ähnlichen Sicherheitsaspekten anstelle eines Autoklaven verwendet werden. Alternativ kann ein Mikrowellenherd zur Sterilisation von Medien und Materialien verwendet werden, wenn der Zugang zu einem Autoklaven nicht möglich ist. Gymnasiallehrer können auch mit örtlichen Hochschulen oder Universitäten zusammenarbeiten, um Zugang zu autoklaviertem Material zu erhalten.

4. Kühlen Sie das Medium ab, bis es bequem genug zu handhaben ist. Achten Sie darauf, es nicht zu lange zu kühlen, da Agar bei Temperaturen unter 50 °C fest wird.

5. Gießen Sie MS-Agar aus dem Kolben in sterile Petrischale, bis der Boden jeder Petrischalen etwa zur Hälfte gefüllt ist (ca. 25 ml Medium pro Petrischale). Vor der Verwendung von Agarplatten fest werden lassen. Bewahren Sie Agarplatten in einer Plastiktüte bei Raumtemperatur auf, bis sie benötigt werden.

ANMERKUNG: Agarplatten können auch im Kühlschrank aufbewahrt werden, insbesondere wenn Antibiotika in den Medien benötigt werden.

2. Streptomyces zur Vermehrung auf Platten streichen

1. Streak Streptomyces wird mit einer Standardmethode, wie z. B. der Quadranten-Streak-Methode, auf MS-Agarplatten zu einzelnen Kolonien zerstämmt.

ANMERKUNG: Es können eine Impfschlaufe oder sterile Zahnstocher verwendet werden. Optional: Für Streptomyces-Spezies werden häufig andere Medien verwendet, z. B. R2YE und Minimalmedien.

2. Die Platten bei 30 °C inkubieren.

3. Setze die Platten neu, indem du alle 4–6 Tage eine einzelne Kolonie auswählst. Mit zunehmendem Alter werden Kolonien anfällig für zufällige Mutationen.

3. Visuelles Erscheinungsbild vergleichen und aufzeichnen

1. Beachten Sie die Morphologie der Kolonie für jede Mutante im Vergleich zum Wildtyp-Elternstamm, nachdem Sie alle Stämme wie in Schritt 2 gestreift haben. Vergleichen Sie das neue Isolat mit dem einer gut untersuchten Spezies wie S. coelicolor oder S. venezuelae, wenn Sie neue Streptomyces-Arten charakterisieren. Beachten Sie Merkmale (Abbildung 1) wie Grundform, Oberfläche der Kolonie (unscharf, kahl, faltig usw.), Opazität, Erhebung und Pigmentierung (unterscheiden Sie zwischen vegetativem Myzel, oberirdischem Myzel und/oder umgebendem Medium).

2. Markieren Sie eine MS-Agarplatte und streifen Sie Wildtyp- und Mutantenstämme in Keilmustern (Abbildung 1). Achten Sie darauf, dass kein Stamm mit einem anderen Stamm in Berührung kommt, um eine Kreuzkontamination zu vermeiden. Notieren Sie sich das Datum und die Uhrzeit, zu der die Stämme auf die Platte gestreift werden. Inkubieren Sie die Platten bei 30 °C.

3. Legen Sie gewachsene Petrischalen auf farbiges oder weißes Papier, um den Hintergrund zu homogenisieren. Schreiben Sie auf das Papier den Namen des Stammes, das Datum, die Inkubationstemperatur und die Zeit ab dem Streifen der ersten Platte. Machen Sie ein oder mehrere digitale Fotos von der Platte, auf denen die letztgenannten Informationen auf dem Papierhintergrund stehen, damit Verwechslungen minimiert werden.

ANMERKUNG: Die Schrift kann zu einem späteren Zeitpunkt aus dem Foto ausgeschnitten werden, wenn sie für die Figurenvorbereitung verwendet werden soll.

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Ergebnisse

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Abbildung 1: Foto einer repräsentativen Agarplatte, die makroskopische Kolonie-Phänotypen von S. coelicolor zeigt. Die Agarplatte zeigt das unscharfe, graue Erscheinungsbild des oberirdischen Myzels für...

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Steriles WasserGeneMateG-3250-1L 
Zahnstocher (flach)Ziel081-22-1957 
Pipettenspitzen (10 mL)GeneMateNr. P-1240-10 
Pipettenspitzen (200 ml)GeneMateP-1240-200Y 
Pipettenspitzen (1.250 ml)GeneMateNr. P-1240-1250 
WattestäbchenFisherbrand23-400-124 
SojamehlBobs rote MühleNr. 1516C164 
D-MannitolSigma-AldrichM4125-1KG 
AgarSigma-AldrichA1296-1KG 
Glycerin 100%VWR amresco Lebenswissenschaften0854-1L 
0,8 % NaCl (Kochsalzlösung)Sigma-AldrichSLBB9000V 
PetrischalenSigma-AldrichP5856-500EA 
Deckgläser #1.5Thomas Wissenschaftlich64-0721 
DiapositiveCarolina63-2010 
AutoklavTuttnauer2540E 
ZangeCarolina Biologisch624504 
BunsenbrennerCarolina Biologisch706706 
MethanolSigma-Aldrich34860-1L-R 
PBS (Phosphatpuffer-Kochsalzlösung)Sigma-AldrichP4417-50TAB 
100 mL BecherglasPyrex Deutschland1000-T 
1 L BecherglasCarolina Biologisch721253 

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Schlagwörter

KoloniemorphologieWildtyp St mmeQuadrant Ausstrich MethodeEntwicklung von LuftmyzelienSporenpigmentierungVermeidung von Kreuzkontaminationensterile Arbeitstechnik

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