1. Protein-Immunfärbung: Zum Markieren des/des interessierenden Proteins/Proteine
- Entfernen Sie PBS (phosphatgepufferte Kochsalzlösung) und geben Sie 200 µL Blockierpuffer (1% w/v BSA (Rinderserumalbumin), 10% v/v FBS (fetales Rinderserum) in PBS mit 0,1% v/v Tween-20 (PBST)) auf die Deckglasprobe. Inkubieren Sie 1 h bei RT (Raumtemperatur).
- Entfernen Sie den Blockierpuffer und geben Sie 200 µL primären Antikörper, verdünnt in PBST + 1% w/v BSA, auf die Probe. Inkubieren Sie 1 h bei RT.
- Waschen Sie den Objektträger zweimal mit PBST je 10 min bei RT unter Schütteln.
- Geben Sie einen sekundären Antikörper Ihrer Wahl für 1 h bei RT in PBST + 1% w/v BSA auf die Probe.
- Waschen Sie den Objektträger mit PBST für 10 min bei RT unter Schütteln.
2. Kernfärbung: Kontrastfärbung der Kerne nach der Immunfärbung
- PBST abgießen und DAPI (4',6-Diamidino-2-phenylindol) oder einen beliebigen Kernfärbefarbstoff für 1 min bei RT auftragen.
- Den Objektträger zweimal 10 min bei RT unter Schütteln mit PBS waschen.