>1. K562 Tötungs-Assay
HINWEIS: K562-Zellen sollten in Kultur bei 37 °C und 5 % CO2 mit RPMI-Vollmedium gezüchtet werden, bis sie vor dem Assay eine Konfluenz von 80 % erreichen.
- Bereiten Sie eine 5 mM Carboxyfluorescein-Succinimidylester (CFSE)-Stammlösung vor, indem Sie 18 μl DMSO in die Durchstechflasche geben.
- Verdünnen Sie WS-CM oder Nikotin in einer 96-Well-Platte mit RPMI-Vollmedium auf ein Gesamtvolumen von 100 μl/Well, um die gewünschten Äquinikotineinheiten oder Nikotinkonzentrationen für jede Vertiefung zu erreichen.
Vorsicht: Nikotin ist akut giftig und umweltgefährdend.
- 100 μl PBMC in das RPMI-Komplettmedium in einer Konzentration von 1,5 x 106 Zellen/Vertiefung geben. Das Gesamtvolumen der Zellen mit WS-CM oder Nikotin beträgt 200 μl/Well.
- Die Platte zugedeckt 3 Stunden bei 37 °C und 5 % CO2 inkubieren.
- Waschen Sie die K562-Zellen durch Zugabe von 10 ml DPBS und zentrifugieren Sie sie bei 400 x g für 8 min bei RT.
- Resuspendieren Sie die Zellen mit 10 ml DPBS und zählen Sie die K562-Zellen.
- Bereiten Sie eine CFSE-Arbeitslösung vor, indem Sie 1 μl CFSE-Stammlösung zu 1 ml DPBS hinzufügen.
- 1 ml der CFSE-Arbeitslösung zu 1 ml der K562-Zellsuspension mit 1 - 2 x 107 Zellen geben. Vortex und präzise 2 min bei RT inkubieren.
- Sofort 200 μl FBS zugeben. Vortex und präzise 2 min bei RT inkubieren.
- Fügen Sie 10 ml RPMI Complete Medium hinzu und zentrifugieren Sie das Röhrchen bei 400 x g für 8 min bei RT.
- Entfernen Sie den RPMI-Überstand, brechen Sie das Pellet auf, resuspendieren Sie die Zellen mit 10 ml RPMI-Vollmedium und zählen Sie die CFSE-markierten K562-Zellen.
- Die PBMCs werden gewaschen, indem die Platte bei 300 x g 3 min lang bei RT zentrifugiert wird. Der Überstand wird durch Dekantieren der Flüssigkeit abgesaugt. Setzen Sie die Abdeckung wieder auf und wirbeln Sie den Boden der Platte durch. Fügen Sie 200 μl RPMI-Vollmedium hinzu und wiederholen Sie den Waschschritt noch einmal.
- Geben Sie CFSE-markierte K562-Zellen in einem Verhältnis von 1:15 (100.000 K562s: 1,5 x 106 PBMCs) in jede Probenvertiefung der PBMC-Platte und inkubieren Sie sie 5 Stunden lang bei 37 °C und 5 % CO2.
- Waschen Sie die Zellmischung, indem Sie bei 300 x g für 3 min bei RT zentrifugieren. Aspirieren Sie den Überstand, indem Sie die Flüssigkeit verwerfen. Platzieren Sie die Abdeckung und wirbeln Sie den Boden der Platte durch.
- Geben Sie 200 μl Laufpuffer hinzu und wiederholen Sie den in Schritt 14 beschriebenen Waschschritt noch einmal.
- Geben Sie 95 μl Laufpuffer gefolgt von 5 μl 7AAD in jede Vertiefung, um ein Gesamtvolumen von 100 μl/Vertiefung zu erhalten. Inkubieren Sie die Platte im Dunkeln bei RT für 15 min.
- Geben Sie 100 μl Laufpuffer in jede Vertiefung und übertragen Sie das gesamte Volumen der Zellsuspension aus jeder Vertiefung der Platte in die Cluster-Röhrchen und entnehmen Sie die Proben auf dem Durchflusszytometer.
- Bestimmen Sie den Prozentsatz der 7AAD-positiven und CFSE-positiven Zellen mit Hilfe der Durchflusszytometrie-Analysesoftware.