Implantation von Elektroden in einen Mauskortex für elektrokortikographische Aufzeichnungen

Zusammenfassung

Quelle: Dufort-Gervais, et al. Elektrokortikographische Aufzeichnung von Bereichen der Großhirnrinde, die mit einem Adeno-assoziierten Virus manipuliert wurden, das auf Cofilin in Mäusen abzielt. J. Vis. Exp. (2021)

Dieses Video demonstriert ein Protokoll zur Implantation elektrokortikographischer Elektroden in die Großhirnrinde von Mäusen, um elektrische Signale als Reaktion auf Adeno-assoziierte Viren aufzuzeichnen, die auf die Cofilin-Expression abzielen und diese manipulieren.

Protokoll

>1. ECoG/EMG-Elektrodenimplantation

1. Schrauben Sie mit einer geraden Kelly-Pinzette langsam eine ECoG-Elektrode (mit geradem Golddraht) in die vertikale Achse in das Loch, in das das AAV injiziert wurde. Lassen Sie mindestens 2,5 mm der Schraube aus dem Schädel heraus, um Schäden an der Dura und der Großhirnrinde zu minimieren (d. h. für eine ungefähre Tiefe von 1,1 mm von der Schädeloberfläche; Abbildung 1D).
2. Markieren Sie die Position der hinteren ECoG-Elektrode und der Referenzelektrode auf dem Schädel mit einem Stift bei diesen Koordinaten: hintere Elektrode (visueller Kortex) 1,5 mm lateral rechts bis zur Mittellinie und 1,5 mm anterior zum Lambda, Referenzelektrode (somatosensorischer Kortex) 2,6 mm lateral rechts bis zur Mittellinie und 0,7 mm posterior zum Bregma. Markieren Sie auch die Position von drei Wartungsschrauben (die als Anker zwischen dem Schädel und dem Zahnzement dienen, um die Kopfmontage zu verfestigen) auf der linken Hemisphäre ohne spezifische Koordinaten, aber so weit wie möglich voneinander und von den ECoG-Elektroden entfernt.
3. Stechen Sie den Schädel vorsichtig an der markierten Position der anderen Elektroden ein und verankern Sie die Schrauben mit dem 0,7 mm Bohrer. Stechen Sie für jede Schraube in eine Richtung, die senkrecht zur Schädeloberfläche verläuft (d. h. vertikale Achse für die hintere Elektrode, aber mit einem Winkel von der vertikalen Achse für andere Stellen). Waschen Sie den durchstochenen Schädel mit einer 10%igen Povidon-Jod-Lösung und verschließen Sie die Löcher mit kleinen, gerollten Stücken empfindlicher Scheibenwischer, bevor Sie die Schrauben einsetzen, um Blutungen und Verunreinigungen zu vermeiden.
4. Schrauben Sie mit der geraden Kelly-Pinzette die Erhaltungsschrauben in die linke Halbkugel und dann die letzten beiden Elektroden in die rechte Halbkugel. Achten Sie darauf, mit dem gleichen Winkel zu schrauben, in dem die Löcher durchstochen wurden, und mindestens 2,5 mm jeder Schraube aus dem Schädel herauszulassen (Abbildung 1D).
   Anmerkung: Um die Solidität der endgültigen Montage und die Qualität der elektrophysiologischen Signale zu maximieren, achten Sie darauf, bei der Installation der nächsten Montage keine Schrauben zu berühren.
5. Geben Sie ein paar kleine Tropfen Zahnzement in die Mitte des ringförmigen Raums im Inneren der Schrauben.
6. Bedecken Sie die Augen der Mäuse und wenden Sie 3-5 Minuten lang Licht an, um die Zementverfestigung zu unterstützen. Sobald die EMG-Elektroden fest halten, bedecken Sie die Basis der ECoG-Elektroden und die Basis der Ankerschrauben mit Zahnzement, um eine kronenförmige Kontur zu bilden. Bedecken Sie die Augen der Mäuse und wenden Sie Licht 3-5 Minuten lang an, um die Zementverfestigung zu unterstützen.
   Anmerkung: Tragen Sie keinen Zement auf die Enden der ECoG- und EMG-Elektrode (den Golddraht, der an den Stecker gelötet wird) oder auf die Haut auf.
7. Füllen Sie die Mitte der Montage mit zuvor gemischtem Acrylzement. Entfernen Sie während der Zementverfestigung die vier chirurgischen Klammern, die die Haut halten (und waschen Sie diese sofort mit zarten Arbeitswischern).
   Anmerkung: Tragen Sie keinen Zement auf die Enden der ECoG- und EMG-Elektrode (den Golddraht, der an den Stecker gelötet wird) oder auf die Haut auf.
8. Nähen Sie die Haut an der Rückseite und an der Vorderseite der Montage so, dass der Schädel nicht freiliegt (aber vermeiden Sie es, die Haut zu stark zu dehnen), mit einer Nahtnadel (13 mm 3/8 c) und synthetischem resorbierbarem Monofilament.
9. Halten Sie den Stecker mit einer gebogenen Pinzette über die Montage und richten Sie den Golddraht der Elektroden vorsichtig an den Steckerstiften aus. Löten Sie die Elektrodenenden mit dem Lötkolben an die Steckerstifte.
   Anmerkung: Gehen Sie schnell vor, um eine Überhitzung und Schädigung des kortikalen Gewebes zu vermeiden. Achten Sie darauf, dass jede Elektrode einen guten Kontakt mit dem entsprechenden Anschlussstift hat und dass die Elektroden nicht miteinander verbunden sind.
10. Entfernen Sie die Maus aus dem stereotaktischen Rahmen. Decken Sie den leeren Raum zwischen dem Stecker und dem Kopf mit zuvor angemischtem Acrylzement ab, indem Sie alle Verbindungen zwischen Elektroden und Steckerstiften abdecken.
    HINWEIS: Vermeiden Sie das Eindringen von Zement in den Stecker, indem Sie die Maus mit dem Stecker über den Kopf halten (Kopf gerade, nicht geneigt).
11. Wiegen Sie die Maus und legen Sie sie in einen sauberen Käfig (vorzugsweise mit einem netzfreien Deckel) auf ein Heizkissen (individuelles Gehäuse, um eine Beschädigung der Kopfmontage zu vermeiden). Überwachen Sie das Tier regelmäßig und verabreichen Sie 0,1 mg/kg Buprenorphin subkutan nach dem Aufwachen und 12 Stunden später, wenn das Tier Anzeichen von Schmerzen zeigt (z. B. auffällige Haltung, zusammengekniffene Augen).
    Anmerkung: Die Gewichtszunahme im Verhältnis zum Gewicht vor der Operation sollte 1,5 g nicht überschreiten.

>2. Aufzeichnungen

1. Haltung von Mäusen einzeln, um Beschädigungen der Kopfmontage durch gegenseitige Fellpflege sowie Beschädigung und Verwicklung der Aufnahmekabel zu vermeiden.
   Anmerkung: Für dieses Protokoll wurden die Mäuse ad libitum mit Zugang zu Nahrung, Wasser und einem Holzwürfel untergebracht, und es wurde eine tägliche Überwachung durchgeführt.
2. Schließen Sie die Mäuse 2 Wochen nach der Operation an Aufzeichnungskabel an, um sie an die Verkabelungsbedingungen anzupassen.
3. Zeichnen Sie ECoG-Signale 24 Stunden lang auf (oder länger/kürzer, je nach Forschungsfragen).

Ergebnisse

Abbildung 1: Vorbereitung der ECoG/EMG-Montagekomponenten und repräsentatives Beispiel für die Platzierung der ECoG-Elektrode. (A) Eine ECoG-Elektrode: Ein 4 mm langer Golddraht mit einem Durchmesser von 0,2 mm (nicht isoliert) wird mit bleifreiem Lot auf den Kopf einer goldummantelten Schraube (1,9 mm Kopfdurchmesser, 1,14 mm Gewindehauptdurchmesser, 3,6 mm Gesamtlänge) aufgeschm...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
21 G Nadel	Terumo	NN-2125R
6-Kanal-Steckverbinder	Distrelec	Tel.: 300-93-672	Potenzieller Ersatz für abgekündigten Stecker oben
C57BL6/J Mäuse	Jackson-Labor	000664 | B6	Vor Ort gezüchtete Tiere
Pluronische F-68			Nichtionisches Tensid
Golddraht 0,2 mm Durchmesser	Delta wissenschaftlich	Tel.: 920-862-41	Nicht isoliert
Hamilton Spritze (10 μL)	Fisher Scientific	14815279
Pumpe für Infusionsspritze CMA 402	Harvard-Apparatur	CMA8003110
Injektionskanüle 28 G	Kunststoffe eins	C313L-SPCL
Isofluran	Baxter	CA2L9100
Ketamin (10 mg/ml)	SANDOZ	Artikel-Nr.: 4550
Bleifreies Löten	Ziel	SN100C
Gleitende Augensalbe	ALLERGAN	210889
PE 50 Katheter dünnwandig	Kunststoffe eins	Nr. C232CT
Selbstschneidende Schrauben mit flachem Füllkopf	Morris	FF00CE125	ECoG-Elektrode vergoldet; Abmessung: 1,9 mm Kopfdurchmesser, 1,14 mm Gewindehauptdurchmesser, 3,6 mm Länge
Lötkolben	Weller	WES51
Spritze 1 mL	Bd	309659
trimmer	Harvard-Apparatur	Tel.: 72-9063
Xylazin (20 mg/ml)	Bayer	2169592
Buprenorphin (0,3 mg/ml)	CEVA	Artikel-Nr.: 57133-02
Gebogene Pinzette	Werkzeuge für die Feinwissenschaft	Nr. 11001-12
Empfindliche Arbeitswischer	Kimtech	Artikel-Nr.: 34120
Dentaler Acrylzement	Yates Motloid	Artikel-Nr.: 44115
Kelly-Pinzette	Werkzeuge für die Feinwissenschaft	Nr. 13002-10
Flüssiges Acryl	Yates Motloid	Artikel-Nr.: 44119
Monocryl plus Nahtnadel 13 mm 3/8c Umdrehung Schneiden	Ethikon	MCP494
Providon-Jod 10%	Einwegartikel der Triade	Nr. 10-8208
RelyX Unicem 2, Klebeharz Zement A2	3M	Artikel-Nr.: 56849