Methodenartikel

Messung des Aktionspotentials von zusammengesetzten Muskeln in der Vordergliedmaßenmuskulatur von Mäusen in vivo

8. Juli 2025

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Quelle: Pollari, E. et al., In vivo Elektrophysiologische Messung des zusammengesetzten Muskelaktionspotentials aus den Vordergliedmaßen in Mausmodellen der Motoneuronendegeneration.J. Vis. Exp. (2018).

Dieses Video zeigt eine in vivo Technik zur Messung des zusammengesetzten Muskelaktionspotentials (CMAP) bei Mäusen. Es beschreibt die Schritte zum Einrichten von Elektroden, zur Stimulation von Neuronen der Vordergliedmaßen, die die Muskelfasern innervieren, und zum Aufzeichnen von Muskelreaktionen. Die Technik beurteilt die neuronale Demyelinisierung und den Verlust funktioneller Neuronen.

Protokoll

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle Verfahren, an denen Tiermodelle beteiligt sind, wurden vom lokalen institutionellen Tierpflegeausschuss und dem Tierprüfungsausschuss von JoVE überprüft.

>1. Vorbereitung und Anästhesie von Tieren

  1. Induzieren Sie die Anästhesie bei der Maus mit Isofluran/Sauerstoff-Inhalation. Verwenden Sie 4% Isofluran für die Einleitung der Anästhesie und 2-3% für die Aufrechterhaltung eines Sauerstoffflusses von 2,5 l/min. Passen Sie den Isofluran-Prozentsatz für die Aufrechterhaltung der Anästhesie an den Zustand der Maus an, d.h. kleine und schwache Mäuse benötigen weniger Anästhetika. Bestätigen Sie eine angemessene Anästhesie, z. B. durch leichtes Drücken auf das Gehpolster der Hintergliedmaßen, um das Fehlen eines Schmerzentzugsreflexes zu überprüfen.
  2. Kontrollieren Sie die Körpertemperatur der Maus mit einer thermostatischen Heizplatte bei 37 °C, um ein Absinken der Körpertemperatur während der Anästhesie zu verhindern.
  3. Setzen Sie die Maus mit dem Nasenkonus ein, um die Anästhesie aufrechtzuerhalten. Stellen Sie sicher, dass das Tier ausreichend mit Sauerstoff versorgt wird, indem Sie sicherstellen, dass der Nasenkonus die Atemwege nicht blockiert und dass das Tier gleichmäßig atmet.
  4. Überwachen Sie während der Aufnahme, ob die Maus ausreichend betäubt ist, indem Sie die Atemfrequenz (ca. 1 Hz in Anästhesie) und das Fehlen eines Entzugsreflexes bei leichtem Druck beobachten. Erhöhen Sie die Isoflurankonzentration manuell, wenn die Anästhesie nicht tief genug ist.
  5. Lassen Sie die Maus nach den Messungen auf der Heizplatte oder in der Wärme einer Infrarotlampe erholen, bis sie wieder genügend Bewusstsein erlangt hat, um die sternale Liege für ca. 2-5 Minuten aufrechtzuerhalten. Lassen Sie die Maus nicht unbeaufsichtigt und in Gesellschaft anderer Mäuse, bis sie sich vollständig von der Narkose erholt hat.

>2. Messung von CMAP in den Vordergliedmaßen

  1. Verwenden Sie die 27-G-Nadelelektroden für CMAP-Messungen der Vordergliedmaßen. In Abbildung 1 finden Sie die empfohlenen Stellen für die Elektrodenpositionierung.
  2. Platzieren Sie die Elektroden wie folgt an den Vordergliedmaßen.
    1. Positionieren Sie die Maus in Rückenlage auf dem Heizkissen und strecken Sie mit Klebeband beide Vordergliedmaßen an den Seiten des Körpers aus (Abbildung 1B).
    2. Platzieren Sie die Stimulationselektroden (1 = Anode und 2 = Kathode) subkutan auf beiden Seiten der Vordergliedmaße, um sie mit dem Nervus brachialis auszurichten. Heben Sie die Haut an, um die Nadel senkrecht durch die Haut einzuführen, und schieben Sie die Nadel ca. 5 mm unter die Haut, ohne die darunter liegenden Muskeln zu durchstechen.
    3. Platzieren Sie die Aufzeichnungselektrode (3) subkutan auf dem Musculus biceps brachii, indem Sie die Haut anheben. Platzieren Sie die Referenzelektrode (4) in 3 mm Tiefe im 30-Grad-Winkel auf den Laufauflagen. Platzieren Sie die Masseelektrode (5) subkutan an der Seite der Maus.
      Anmerkung: Die Elektroden befinden sich bei diesem Aufbau in unmittelbarer Nähe zueinander. Verhindern Sie, dass sich die Elektroden berühren, da dies die Aufnahme verfälscht.

>3. Datenerfassung

  1. Starten Sie die Stimulation, indem Sie die Taste für wiederkehrende Stimulationen in der Controller-Einheit drücken und den Intensitätsregler drehen, um den Stimulus zu erhöhen. Stimulieren Sie alle Axone mit 1 Impuls/s mit einer Stimulusdauer von 0,1 ms. Wählen Sie die richtige Häufigkeit und Dauer aus den Dropdown-Menüs in der Software aus.
  2. Um supramaximale Stimuli (5-20 mA; unter demyelinisierenden Bedingungen bis zu 60 mA) zu erreichen, wenden Sie zunehmende Stimuli an, indem Sie den Intensitätsregler drehen, bis die Amplitude der CMAP-Antwort nicht mehr zunimmt. Erhöhen Sie von dort aus den Stimulus um weitere 20 %, um sicherzustellen, dass die CMAP-Amplitude ihre maximale Reaktion erreicht hat. Beenden Sie die Stimulation, indem Sie die Taste für wiederkehrende Stimulationen erneut drücken.
  3. Verwenden Sie das Marker-Tool, um die folgenden Punkte in der Aufzeichnung anzuzeigen: Initiierung des Stimulus, Initiierung der Reaktion, maximaler positiver Peak und maximaler negativer Peak (Abbildung 2).
  4. Bestimmen Sie die Latenz (in ms) als Verzögerung von der Initiierung des Stimulus bis zur Initiierung der Reaktion (Abbildung 2). Definieren Sie die Einleitung der Reaktion als den frühesten Punkt, an dem die Amplitude zu steigen beginnt. Verwenden Sie die Latenz, um die Demyelinisierung in den Axonen zu bewerten.
  5. Messen Sie die Amplitude (mV) von der maximalen negativen bis zur maximalen positiven Spitze (Abbildung 2). Verwenden Sie die Größe der Amplitude, um die Anzahl der funktionellen Axone zu korrelieren.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

figure-results-1
Abbildung 1. Positionierung der Elektroden für CMAP-Messungen.Die Position der Elektroden wird für die Hinter- (A) und Vordergliedmaßen (B) dargestellt. Die Elektroden sind wie folgt nummeriert: 1: Anode und 2: Kathoden-stimulierende Elektroden, 3: aktive Aufzeichnungselektrode, 4: Referenzelektrode und 5: Erdungselektrode.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Loading...
$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
Es wurden keine Interessenkonflikte angegeben.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Rekuduierbare subdermale Nadelelektrode, Pl/IrTechnomedTE/S61-434Die Nadel ist 13 mm (0,51") lang und hat einen Durchmesser von 0,4 mm (27G)
Natus ElektrodiagnosesystemNatus NeurologieUltraPro S100EMG-Gerät
SynergieNatus NeurologieVersion 20.1.0.100EMG-Software für UltraPro S100
Physitem-SteuerungRothacher-Medical GmbHTCAT-2LVheizkissen
combi-vet Base Anesthesia System Digitaler Durchflussmesser mit TEC 3 VaporizeRothacher & PartnerCV 30-301-DIsofluran-Verdampfer und Durchflussmesser
Iso-Vet 1000 mg/g Piramal Healthcare UK LimitedAP/DROGEN/220/96Isofluran
SOD1-G93A-MäuseDas Jackson-Labor#002726ALS tg und nicht-tg Kontroll-Wurfgeschwister, nur Hündinnen
PrP-hFUS-WT3-MäuseDas Jackson-Labor#017916 ALS tg und nicht-tg Kontroll-Wurfgeschwister, alle Gruppen ausgewogen für Männchen und Hündinnen
C57BL/6Jax-MäuseDas Jackson-Labor#000664Nicht-TG-Mäuse für die Axotomie, männlich und weiblich
C61-PMP22 MäuseDie Mauslinie wurde großzügig von Prof. M. Sereda (Max-Planck-Institut für experimentelle Medizin, Göttingen, Deutschland) gespendet.CMT tg und nicht-tg Kontroll-Wurfgeschwister, alle Gruppen ausgewogen für Rüden und Hündinnen

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Compound Muscle Action PotentialIn vivo ElektrophysiologieElektrodenplatzierungNervenstimulationLatenzmessungAmplitudenanalyseneuronale Demyelinisierungfunktioneller Neuronenverlustsupramaximale Stimulation

Verwandte Artikel