Induktion eines thrombotischen Schlaganfalls durch Hypoxie und Ischämie im Mausmodell

Zusammenfassung

Quelle: Sun, Y. Y., et al., Ein thrombotisches Schlaganfallmodell basierend auf transienter zerebraler Hypoxie-Ischämie. J. Vis. Exp. (2015)."

Dieses Video zeigt das Verfahren zur Replikation eines thrombotischen Schlaganfalls in einem Mausmodell, indem die rechte Arteria carotis communis blockiert und die Maus einer sauerstoffarmen Umgebung ausgesetzt wird. Dieser Prozess reduziert den Blut- und Sauerstofffluss zum Gehirn, was zur Bildung von Blutgerinnseln und Hirnschäden führt.

Protokoll

Alle Verfahren, an denen Tiermodelle beteiligt sind, wurden vom örtlichen institutionellen Tierpflegeausschuss und dem Tierprüfungsausschuss von JoVE überprüft.

1. Einrichtung

1. Bereiten Sie die Operationsliege auf einem Wärmekissen, das an eine Wärmepumpe angeschlossen ist, mindestens 15 Minuten vor der Operation bei 37 °C vor. Legen Sie eine Nackenrolle mit dem Zylinder einer 3-ml-Spritze auf die Operationsliege. Bereiten Sie das Anästhesiegas mit 2% Isofluran in medizinischer Luft vor.
2. Bereiten Sie eine autoklavierte Pinzette, eine Schere, Mikronadelhalter, einen Hämostaten, Wattestäbchen und Nähte vor. Bereiten Sie auch Gewebekleber und Augensalbe vor.
3. Richten Sie das Hypoxiesystem und die Temperaturregler mit einer Heizlampe und einer Rektussonde ein. Hypoxiegas mit 2 % Isofluran in 7,5 % O₂ ausgleichend durch 92,5 % N₂ herstellen.
4. Eine Stunde vor der Operation werden die Mäuse durch subkutane Injektion eines Meloxicam mit langsamer Freisetzung (4,0 mg/kg) analysiert.

2. Transitorische zerebrale Hypoxie-Ischämie (Abbildung 1B)

1. Betäuben Sie 10-13 Wochen alte männliche C57BL/6-Mäuse mit einem Gewicht von 22 bis 30 g in der Anästhesie-Induktionskammer mit 3 % Isofluran, bis das Tier nicht mehr auf Fußdruck reagiert, und entfernen Sie dann die Haare am rechten Hals mit einem elektronischen Rasierer.
2. Platzieren Sie Mäuse auf der Operationsliege, die mit 2% Isofluran in medizinischer Luft verbunden sind, bei einer Durchflussrate von 2 l/min. Sichern Sie die Vordergliedmaßen entlang der Nackenrolle an den Seiten mit medizinischem Klebeband.
3. Reinigen Sie die Operationsstelle für den Schnitt mit Betadin, gefolgt von Alkohol und dann Wattestäbchen.
4. Machen Sie unter einem Präpariermikroskop einen 0,5 cm langen Schnitt am rechten Hals mit einer geraden Pinzette und einer Mikroschere etwa 0,2 cm lateral von der Mittellinienhaut.
5. Verwenden Sie eine fein gezackte Pinzette, um die Faszie und das Gewebe auseinander zu ziehen, um die rechte Halsschlagader (RCCA) freizulegen. Trennen Sie den RCCA vorsichtig mit einer feinen, glatten Pinzette vom Vagusnerv.
6. Verknoten Sie zwei vorgestanzte 5-0-Seidennähte (lösbar) auf dem RCCA und nähen Sie die Haut dann mit 4-0 Nylon-Monofilament-Nähten (Abbildung 1C) zusammen.
7. Tragen Sie Augensalbe auf beide Augen auf, um Trockenheit zu vermeiden.
8. Übertragen Sie die Mäuse schnell in das Hypoxie-System und legen Sie ihre Nasen und Münder in eine Gesichtsmaske mit 2 % Isofluran in 7,5 % O₂ bei einer Durchflussrate von 0,5-1 L/min für 30 min.
   1. Verwenden Sie während der Hypoxie Temperaturregler mit Heizlampen, um die Rektaltemperatur auf 37,5 ± 0,5 °C zu regeln. Überwachen Sie die Atemfrequenz bei 80-120 Atemzügen/min. Die Aufrechterhaltung der Körpertemperatur über 37 °C während der Hypoxie ist wichtig, um einen konsistenten Hirninfarkt zu erzeugen. Eine niedrige Atemfrequenz tritt in der Regel nach 20 Minuten Hypoxie auf. Nehmen Sie die Gesichtsmaske ab und lassen Sie die normale Luftzufuhr zu, wenn die Atemfrequenz unter 40 fällt. Dies dauert 1-2 Minuten und zählt nicht zur 30-minütigen Hypoxiedauer

Ergebnisse

Abbildung 1: Ablauf der vorübergehenden zerebralen Hypoxie-Ischämie (tHI) bei erwachsenen Mäusen. (A) Die Virchow-Triade, die die Thrombose antreibt, umfasst die Stase des Blutflusses, die Endothelverletzung und die Hyperkoagulabilität des Blutes. (B) Ein schematisches Diagramm des tHI-Schlaganfallverfahrens. Zwei lösbare Knoten wurden an die rechte Halsschlagader (CCA) gebunden und anschließend 30 M...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Erwachsene männliche Mäuse	Charles River	C57BL/6	10~13 Wochen alt (22~30 g)
Mobiles Anästhesiesystem für Labortiere	Tierarztausrüstung	901807	Anästhesie
Medizinischer Lufttank (komprimiert)	Airgas	UN1002	Anästhesie
Isofluran	Piramal Gesundheitswesen	NDC 66794-013-25	Anästhesie
Anästhesiesystem für Labortiere mit mehreren Stationen	Chirurgischer Helfer	V703501	Hypoxie-System
7 % O2 ausgeglichen durch 92,5 % N2-Tank	Airgas	UN1956	Hypoxie-System
Temperaturregler mit Heizlampe	Cole Parmer	EW-89000-10	Temperaturregler
Rektumsonde	Cole Parmer	NCI-00141PG	Temperaturregler
Präpariermikroskop	Olymp	SZ40	Chirurgischer Aufbau
Wärmepumpe mit Wärmekissen	Gaymar	TP700	Chirurgischer Aufbau
Feine gebogene Pinzette (gezackt)	FST	11370-31	Chirurgisches Instrument
Feine gebogene Pinzette (glatt)	FST	11373-12	Chirurgisches Instrument
Mikroschere	FST	15000-03	Chirurgisches Instrument
Mikro-Nadelhalter	FST	12060-01	Chirurgisches Instrument
Halsted-Mosquito-Hämostaten	FST	13008-12	Chirurgisches Instrument
5-0 Seidennaht	Harvard-Apparat	624143	Chirurgisches Zubehör
4-0 Monofil-Naht aus Nylon	SCHAUEN	766B	Chirurgisches Zubehör
Gewebekleber	Abbott Laboratorien	NC9855218	Chirurgisches Zubehör
Puralube Vet Salbe	Fischer	NC0138063	Vorbeugung von Augentrockenheit