Dieses Video zeigt die Induktion eines leichten Schädel-Hirn-Traumas mit geschlossenem Kopf in einem Mausmodell unter Verwendung eines unter Druck stehenden Gasschockrohrs. Die erzeugte Druckwelle reißt die Polyestermembran auf und gibt eine Schockwelle an den Kopf der Maus ab, die zu einer schnellen Gehirnbewegung im Schädel führt und ein leichtes Schädel-Hirn-Trauma verursacht.
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Methodenartikel
Erzeugung eines leichten Schädel-Hirn-Traumas mit geschlossenem Kopf in einem Mausmodell
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28. April 2025
In diesem Artikel
Zusammenfassung
Protokoll
Alle Verfahren, an denen Tiermodelle beteiligt sind, wurden vom örtlichen institutionellen Tierpflegeausschuss und dem Tierprüfungsausschuss der JoVE überprüft.
1. Vorbereitung des Versuchsaufbaus und Induktion eines leichten Schädel-Hirn-Traumas (TBI) bei Nagetieren
HINWEIS: Bringen Sie Nagetiere 30 min bis 1 h vor Beginn der Experimente zur traumatischen Hirnverletzung (TBI) in den Haltungsbereich, um sich zu akklimatisieren. Wählen Sie einen Haltebereich, der nur minimal durch das Geräusch des Eingriffs beeinträchtigt wird.
- Bereiten Sie alle für das Experiment erforderlichen Materialien vor und überprüfen Sie den Aufbau auf korrekte Installation (z.B. , passen Sie die Parameter entsprechend dem Studienziel an) (~5 – 10 Minuten).
HINWEIS: Die Schwere der Verletzung kann durch Auswahl der Dicke der Polyestermembran angepasst werden. Basierend auf unseren Studien wird eine Membrandicke von 25,4 bis 102 μm für leichte bis mittelschwere SHT bei Mäusen verwendet. Bisher haben wir Membranen mit einer Dicke von 76,2 bis 127 μm verwendet, um ein leichtes bis mittelschweres SHT bei Ratten zu erzeugen.- Schneiden Sie die Polyestermembran vorsichtig ab, schieben Sie sie zwischen den Abtriebs- und den Mitnehmerteil und befestigen Sie sie, indem Sie die Verbindungsschrauben festziehen.
- Verbinden Sie den Gastank mit Hilfe von Schnellverschlüssen mit dem Stoßdämpferrohr. Stellen Sie sicher, dass die Membran fest zwischen dem Antriebs- und dem Abtriebsteil befestigt ist.
- Platzieren Sie drei Drucksensoren im Abstand von 120° am Ausgang des Stoßrohrs, um die Druckwelleneigenschaften während der SHT-Induktion zu überwachen.
- Stellen Sie sicher, dass der Abstand vom Ende des Stoßdämpfergeräts für jedes jeweilige Subjekt korrekt ist, indem Sie das installierte Mikrometer verwenden. Halten Sie die Positionierung des Nagetierkopfes (d.h. , Position, Entfernung) innerhalb von Studien konstant, um eine konsistente Bewertung von Verletzungen zu ermöglichen.
HINWEIS: Verschiedene Arten von Verletzungen können durch Auswahl der Richtung, in der die Druckwelle auf den Kopf trifft, ausgelöst werden. Für das hier beschriebene Verfahren zur Induktion eines leichten bis mittelschweren SHT wird der Körper senkrecht zum Stoßrohr platziert, wo die Druckwelle auf die Seite des Kopfes trifft. In dieser Einstellung ist der Kopf frei beweglich und somit der Druckwelle und den schnellen Rotationskräften ausgesetzt, was die Erzeugung von Coup- und Contrecoup-Effekten ermöglicht. - Starten Sie die Aufzeichnung von den Drucksensoren über die grafische Benutzeroberfläche (GUI) der Software.
2. Anästhesie und Positionierung von Nagetieren in Setup
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- Bringen Sie Nagetiere aus dem Haltungsraum und leiten Sie eine Anästhesie mit 4% Isofluran in Sauerstoff ein und halten Sie sie mit 2% Isofluran in Sauerstoff aufrecht, um Stress und Schmerzen zu reduzieren.
HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Tier nicht auf Zehen- oder Schwanzklemmen reagiert, bevor Sie fortfahren. Stellen Sie sicher, dass die Einleitung der Anästhesie für alle Versuchstiere, einschließlich Scheinkontrollen, konsistent ist. Dieses Verfahren erfordert eine geringe und kurze Anästhesiedauer. - Legen Sie das vollständig betäubte Nagetier in den Rohrschild aus Polyvinylchlorid (PVC) mit Polsterung, um die peripheren Organe vor der Druckwelle zu schützen.
HINWEIS: Die Kontrollpersonen werden betäubt und in die Nähe des Aufbaus gebracht, aber nicht direkt der Druckwelle ausgesetzt. Stellen Sie sicher, dass die Bedienelemente den vom Stoßdämpferrohr erzeugten Geräuschen ausgesetzt sind. - Platzieren Sie den Kopf des Nagetiers innerhalb des Kopfplatzierungsbereichs und stützen Sie ihn von unten ab, entweder durch eine direkt in die Abschirmvorrichtung eingebaute Stütze oder durch ein Mullkissen. Bestimmen Sie die Ausrichtung des Kopfes entsprechend der Anatomie jedes Nagetiers, wobei der Hinterhauptkondylus mit dem Rand der Schutzabschirmung ausgerichtet ist.
HINWEIS: Vermeiden Sie es, die Druckwelle direkt auf den Hirnstamm zu richten, um die Sterblichkeit zu senken. Es ist bekannt, dass Verletzungen des Atmungszentrums des Hirnstamms und des zervikalen Rückenmarks bei Nagetiermodellen zu Atemstörungen und sogar zum Tod beitragen.
3. Exposition von Nagetieren gegenüber Druckwellen
- Öffnen Sie schnell das Hauptventil des Druckgastanks, um eine Druckspitze zu erzeugen, die die Membran aufreißt und eine laute Explosion erzeugt, die die Erzeugung einer Druckwelle bestätigt. Die Membran wird visuell gerissen, wenn sie nach dem Experiment entfernt wird.
HINWEIS: Eine Hochgeschwindigkeitskamera kann verwendet werden, um die Coup- und Contrecoup-Effekte der Rotationsbeschleunigung, die das Nagetier erfährt, für weitere Analysen zu erfassen. - Schalten Sie den Gasfluss sofort aus, nachdem Sie die Explosion gehört haben.
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Materialien
| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| 3/8 SAE Hochdruck-Hydraulikschlauch | Eaton Aeroquip | R2-6-6-36M | Verfügbar bei Grainger |
| 3/8'' Quick connect female plugs | Karcher | KAR 86410440 | |
| 3/8'' Quick connect male plugs | Karcher | KAR 86410440 | |
| ANY-maze Video-Tracking-Software | Stoelting Co. | ANY-maze software | |
| Clear Mylar membrane | https://www.eplastics.com/ | POLYCLR0.003< | |
| Zusammengesetzte Schiebetabelle (X2) | Grizzly Industrial | G5757< | |
| Deadman-Gasregelkugelhahn | Coneraco Inc. | 71-502-01< | |
| Treiber und angetriebene Sektion (murine) | eigenes Design/Produktion | n/a | Für weitere Informationen wenden Sie sich bitte an die Autoren |
| Ear passups | 3M | 37274 | Verfügbar bei Grainger |
| Gasregler - Hi-Flow 3500-600-580< | |||
| Heliumgas | AirGas | HE 300< | |
| Inhalationsanästhesiesystem | VetEquip | 901806 | |
| Input module | National Instruments | NI 9223 | |
| Isoflurane style='border-left-style:none;border-top-style:none;width:164pt;'>Baxter | NDC 10019-360-40 | Sortiert nach veterinarian | |
| Labor-Timer/ stopwatch | Fisher Scientific< | ||
| Labview version 12.0 | National Instruments | Datenerfassungssoftware | |
| Magnetische Messuhr/Mikrometer | Grizzly Industrial | G9849< | |
| MATLAB | MathWorks | Software für die Druckaufzeichnungsanalyse | |
| Oxygen regulator | Medline | HCS8725M | |
| PC für die Datenverarbeitung | Dell style='border-left-style:none;border-top-style:none;width:137pt;'> | ||
| Polyvinylchlorid-Schlauch - 25.4 mm | FORMUFIT | P001FGP-WH-40x3 | |
| Pressure sensors | PCB Piezotronics | 102A05 | |
| Receiver USB chassis | National Instruments< | ||
| Sensor-Signal-Conditioner | PCB Piezotronics< | ||
| Stainless NSF-rated Montagetisch | Gridmann | GR06-WT2448< | |
| T-Griff Inbusschlüssel - 3/16''< | 73310 |
