Induktion eines erhöhten Augeninnendrucks im Rattenmodell

Zusammenfassung

Quelle: Lani-Louzada, R., et al., Full-Circle Cauterization of Limbal Vascular Plexus for Surgically Induced Glaucoma in Nagetiers. J. Vis. Exp. (2022)

Dieses Video zeigt die Induktion und Überwachung eines erhöhten Augeninnendrucks (IOD) in einem Rattenmodell. Bei diesem Verfahren werden die limbalen Blutgefäße kauterisiert, was zu einem Gefäßverschluss und einem erhöhten Augeninnendruck führt. Die Ratte kann sich dann erholen, und der Augeninnendruck wird zum Vergleich sowohl in den Versuchsaugen als auch in den Kontrollaugen regelmäßig überwacht.

Protokoll

Alle Verfahren, an denen Tiermodelle beteiligt sind, wurden vom örtlichen institutionellen Tierpflegeausschuss und dem Tierprüfungsausschuss von JoVE überprüft.

In der vorliegenden Arbeit wurden Lister-Kapuzenratten beiderlei Geschlechts im Alter von 2-3 Monaten und einem Gewicht von 180-320 g verwendet. Das Verfahren kann jedoch bei verschiedenen Rattenstämmen verschiedener Altersgruppen angepasst werden.

Operation bei okulärer Hypertonie und klinische Nachsorge

1. Haltung von Tieren in einer Umgebung mit kontrollierter Temperatur und 12 h Hell-Dunkel-Zyklus (6 Uhr: Licht an/ 18 Uhr: Licht aus) mit Standard-pelletiertem, gammabestrahltem Futter (Nuvilab® CR-1, Quimtia S/A, Brasilien) und Wasser (Dreifachfilter, mit ungiftiger Aktivkohle) ad libitum.
2. Bereiten Sie eine Anästhesie-Cocktailmischung vor, die aus drei Teilen 10 % Ketaminhydrochlorid und einem Teil 2 % Xylazinhydrochlorid besteht (Verdünnungsmittel: steriles Wasser).
3. Halten Sie das Tier vorsichtig fest, indem Sie die Rückenhaut festhalten, und leiten Sie eine Anästhesie durch intraperitoneale Verabreichung von 1 μl/g Körpergewicht des Gemisches ein (Ketamin: 75 mg/kg; Xylazin: 5 mg/kg). Überprüfen Sie, ob die Betäubung nach ca. 5 Minuten richtig ist, indem Sie eine Zehenkneifreaktion durchführen.
4. Betäuben Sie beide Augenoberflächen topisch, indem Sie Proxymetacainhydrochlorid 0,5% Augentropfen einträufeln. Warten Sie 30-60 s und entfernen Sie die restliche Lösung von der vorderen Seite des Globus, indem Sie die nasale oder laterale bulbäre Bindehaut vorsichtig mit einem kleinen sterilen Wattestäbchen berühren.
5. Messen Sie den Ausgangs-IOD sowohl der experimentellen als auch der kontralateralen Kontrollaugen, indem Sie das Tier in eine ventrale Dekubitusposition auf dem Tischgerät bringen, so dass die Hornhautoberfläche für die Spitze des Tonometers leicht zugänglich ist.
6. Verwenden Sie entweder ein Applanations- oder ein Zugstufen-Handtonometer (Abbildung 1A). Positionieren Sie die Tonometerspitze so, dass sie die zentrale Hornhautzone leicht senkrecht berührt. Erfassen und gewichten Sie 3-5 zuverlässige, maschinell generierte Durchschnittswerte. Jeder Mittelwert wird nach sechs erfolgreichen Einzelmessungen automatisch vom Gerät berechnet.
   1. Laden Sie das Zugstufentonometer mit einer Sonde und drücken Sie die Messtaste einmal, um es einzuschalten, während Sie die Spitze des Geräts nach oben legen, um ein Herunterfallen der Sonde zu vermeiden. Nach dem Einschalten zeigt das Display 0 an, was anzeigt, dass das Gerät zum Messen bereit ist.
   2. Positionieren Sie das Gerät mit der Spitze der Sonde in einem Abstand von 1-4 mm zur Hornhaut und erfassen Sie Messungen, indem Sie die Messtaste schnell und vorsichtig drücken, ohne das Gerät zu bewegen. Jede erfolgreiche Messung wird durch einen kurzen Piepton gekennzeichnet und nach sechs Mal wird der Mittelwert auf dem Bildschirm des Geräts angezeigt.
      HINWEIS: Trotz langjähriger Erfahrung mit Applanationstonometern empfehlen die Autoren zur Optimierung des gesamten Verfahrens die Verwendung eines Rebound-Tonometers, das eine einfachere Erfassung und zuverlässige IOD-Messung ermöglicht.
7. Platzieren Sie das Tier in einer leichten lateralen Dekubitusposition unter einem Stereomikroskop und planen Sie die Operation sorgfältig, indem Sie das Versuchsauge bei 40-facher Vergrößerung untersuchen. Vergessen Sie nicht, das kontralaterale Kontrollauge während des Eingriffs mit einem Tropfen Carmellose-Natrium oder Natriumhyaluronat zu befeuchten.
8. Schieben Sie mit Hilfe einer gebogenen Pinzette den experimentellen Augapfel vorsichtig nach vorne, um das Gefäßsystem freizulegen, das den Limbus um 360° umgibt. Mit der anderen Hand kauterisieren Sie die Gefäße rund um die Hornhaut vorsichtig mit einem Niedertemperatur-Augenkauter (1.300 °F; Bovie Medical, USA) (Abbildung 1B-E).
   ANMERKUNG: Der erwähnte Kauter hat eine runde Spitze, die das limbale Gefäßsystem in Längsrichtung berühren sollte.
9. Achten Sie darauf, die Hornhautperipherie nicht zu kauterisieren, da dies zu einer postoperativen Hornhauttrübung führen kann, die eine in vivo Beurteilung der Netzhautfunktion ausschließt.
10. Beobachten Sie das Auftreten kleiner kreisförmiger Kauterisationsspuren am Skleralimbus, die Obliteration der limbalen Gefäße und die Pupillenerweiterung im operierten Auge, die Zeichen eines erfolgreichen chirurgischen Eingriffs sind.
    HINWEIS: Da das limbale Gefäßsystem von Ratten und Mäusen anatomisch ähnlich ist und der verwendete Kauter eine sanfte kleine Spitze hat, kann dieses Protokoll auch für das Mausauge ohne jegliche Anpassung funktionieren.
11. Nach der Operation ist der unmittelbar postoperative Augeninnendruck in beiden Augen zu überprüfen, wie in Schritt 1.5 beschrieben.
12. Tragen Sie einen Tropfen ophthalmisches Prednisolonacetat (1,2 mg/ml) auf und halten Sie dieses etwa 40 s lang in Kontakt mit der vorderen Oberfläche des experimentellen Auges, dann ersetzen Sie es durch eine Augensalbe mit Antibiotika (Oxytetracyclinhydrochlorid 30 mg/g plus Polymyxin B 10.000 U/g; oder Ciprofloxacin 3,5 mg/g). Führen Sie eine intramuskuläre Injektion von Tramadolhydrochlorid (Einzeldosis; 2 mg/kg) durch, um Schmerzen nach dem Eingriff zu vermeiden.

Ergebnisse

Abbildung 1: Thermische Verätzung des limbalen Gefäßplexus und Folgen für die Netzhautfunktion in vivo.(A) Alternative Methoden zur Messung des Augeninnendrucks bei Ratten: Rebound-Tonometrie (superior) und Applanationstonometrie (inferior). (B-E) Chirurgischer Eingriff; Pfeilspitze: limbaler Gefäßplexus; Pfeil: gebogene Pinzette...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Cautery Low Temp Fine Tip 10/bx	Bovie Medical Corporation	AA00	Low-temperature ophthalmic cautery
Cetamin	Syntec do Brasil Ltda	000200-3-000003	Ketaminhydrochlorid 10%
Ecofilm	Cristália Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda	MS-1.0298.0487	Carmellose Natrium 0.5%
Hyabak	União Química Farmacêutica Nacional S/A	MS-8042140002	Natriumhyaluronat 0.15%
Icare Tonolab	Icare Finnland Oy	TV02 (Modellnummer)	Rebound Handheld-Tonometer
Maxiflox	Cristália Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda	MS-1.0298.0489	Ciprofloxacin 3.5 mg/g
Ster MD	União Química Farmacêutica Nacional S/A	MS-1.0497.1287	Prednisolonacetat 0.12%
Terolac	Cristália Produtos Químicos Farmacêuticos Ltda	MS-1.0497.1286	Ketorolac Trometamol 0.5%
Terramicina	Laboratórios Pfizer Ltda	MS-1.0216.0024	Oxytetracyclinhydrochlorid 30 mg/ g + Polymyxin B 10.000 U/g
Tono-Pen XL	Reichert Technologies	230635	Handheld-Tonometer
	Carl Zeiss-Stereomikroskop		für Chirurgie und Netzhautdissektion

mit digitaler Applanation