Alle Verfahren, an denen Tiermodelle beteiligt sind, wurden vom örtlichen institutionellen Tierpflegeausschuss und dem Tierprüfungsausschuss von JoVE überprüft.
1. PET/CT-Kalibrierungen und Workflow-Einrichtung (6 Tage nach der dMCAO-Operation)
- Erstellen eines Bildgebungs-Workflows in der Scanner-Bediensoftware, der eine CT-Dämpfungserfassung, eine 60-minütige dynamische C-11-PET-Erfassung (350 - 650 keV Pegelunterscheidung, 3,438 ns Koinzidenzfenster) umfasst, Histogramm (20 Bilder: 5 x 15 Sekunden, 4 x 1 min, 11 x 5 min; mit Totzeitkorrektur) und eine 3DOSEM-OP-Rekonstruktion (2 Iterationen, 18 Teilmengen) zur Erstellung von 128 x 128 x 159 Bildern mit einer Voxelgröße von 0,776 x 0,776 x 0,96 mm.
- Führen Sie die Konditionierung der Röntgenquelle über das CT-Kalibrierungsfeld in der oberen linken Ecke der Benutzeroberfläche durch. Diese Kalibrierung muss wöchentlich oder vor dem Scan durchgeführt werden, wenn das System in den letzten 48 Stunden nicht verwendet wurde.
- Kalibrierungen für Dunkel/Hell (D/L) und Mittenversatz (C/O) durchführen.
- Drücken Sie die CT-Kalibrierungstaste (X) oben links auf der Benutzeroberfläche.
- Wählen Sie D/L und C/O für die CT-Datei, die Sie ausführen möchten, entfernen Sie das Bett aus der Gantry und führen Sie die D/L-Kalibrierung durch.
- Setzen Sie das Kalibrierwerkzeugbett in den Scanner ein und führen Sie die C/O-Kalibrierung durch, wobei Sie darauf achten, dass die Auswahl auf der Benutzeroberfläche auf "Kalibrierwerkzeug" statt auf "70-mm-Palette" umgeschaltet wird.
- Entfernen Sie das Kalibrierwerkzeug und bringen Sie das Standard-PET-Bett zurück, wobei Sie darauf achten müssen, dass die Auswahl auf der Benutzeroberfläche wieder auf "70 mm Palette" geändert wird.
- Befestigen Sie ein Bildgebungsbett für 4 Mäuse mit Klebeband auf der Scannerplattform und befestigen Sie den Anästhesieschlauch (Abbildung 1A). Stellen Sie sicher, dass Isofluran durch die Schläuche fließt und dass es keine Knicke gibt.
- Schieben Sie das Bett nach vorne, so dass es sich in der Mitte des Sichtfelds (FOV) befindet, schließen Sie die CT-Tür und verschaffen Sie sich einen Blick auf das CT, um sicherzustellen, dass sich das Bett in der richtigen Position befindet.
- Führen Sie eine "Standard"-Kalibrierung des PET/CT-Scanners mit einem selbst hergestellten Phantom durch, das eine bekannte Dosis C-11-Lösung als Strahlenquelle enthält.
- Bereiten Sie eine 20-ml-Spritze vor, die mit der Tracer-Dosis gefüllt ist, die der einer Maus verabreichten Dosis entspricht (~250 - 350 μCi/9 - 13 MBq C-11-Tracer, verdünnt in Kochsalzlösung).
- Erfassen Sie die Aktivität im Standard mit einem Dosiskalibrator und notieren Sie den Zeitpunkt der Messung.
- Führen Sie einen PET/CT-Scan des Standards mit genau den gleichen Parametern durch, die auch für die Abbildung von Mäusen verwendet werden (wie oben beschrieben). Tun Sie dies wöchentlich, um einen Korrekturfaktor zu erstellen, den der PET-Scanner auf die Bilddaten anwenden kann.
2. Einrichtung des Arbeitsbereichs für PET/CT-Bildgebung
- Schaffen Sie eine sterile Umgebung, indem Sie ein Desinfektionsmittel mit Viruzid verwenden (siehe Materialtabelle) und eine schützende saugfähige Polsterung auf allen Oberflächen anbringen.
- Stellen Sie sicher, dass die Isofluran- und Sauerstofftanks ausreichend gefüllt sind.
- Bereiten Sie Schwanzvenenkatheter vor, indem Sie eine 1-ml-Spritze (mit einer 27,5-g-Nadelspitze) mit 0,9 % Natriumchlorid (sterile Kochsalzlösung) füllen und durch einen 27,5 g starken, 24 cm langen Schmetterlingskatheter spülen. Schneiden Sie vor der Kanülierung die Flügel des Katheters ab, um sicherzustellen, dass sie die Sicht auf die Schwanzvene nicht blockieren und um die Mäuse leichter in den Scanner zu bringen, ohne den Katheter zu verschieben.
- Stellen Sie sicher, dass alle wichtigen Geräte am Arbeitsplatz ausgelegt sind, einschließlich Ersatzspritzen (gefüllt mit steriler Kochsalzlösung), Augenschmiermittel, Ethanoltupfer, Wärmelampen, vorbereitete Katheter (vorgefüllt mit Kochsalzlösung), chirurgisches Klebeband, Gewebekleber, 0,5-ml-Dosierspritzen, Scheren und ein Feuerzeug zum Verschließen des Katheters nach erfolgreicher Platzierung in der Schwanzvene (Abbildung 1B).
3. Vorbereitung und Kanülierung von Tieren
- Wiegen Sie Mäuse, um das maximale Volumen zu bestimmen, das jeder Maus injiziert werden darf (d.h. Das Volumen des Tracers und die verabreichte Kochsalzlösung darf 10 % des Körpergewichts nicht überschreiten).
- Betäuben Sie Mäuse in einer Induktionskammer mit 3% Isofluran und halten Sie sie bei 1-2% (2 L/min 100% O2).
- Tragen Sie Augenschmiermittel auf jede Maus auf und bestätigen Sie die Betäubung über den Pedalreflex (Zehenkneifen). Passen Sie die Anästhesiestufen bei Bedarf an.
- Platzieren Sie die Maus auf einem beheizten Bett, das mit einem Nasenkonus ausgestattet ist, um Isofluran in einer Menge von 1-2 % (2 l/min 100 % O2{TAG_197}}) zu liefern.
- Während die Maus anästhesiert ist, führen Sie eine Schwanzvenenkanülierung nach folgendem Protokoll durch:
- Legen Sie die Maus auf die Seite, um eine der Seitenvenen freizulegen, während der Kopf im Nasenkegel verbleibt.
- Erwärmen Sie den Schwanz mit einer Wärmelampe, achten Sie darauf, den Schwanz nicht zu überhitzen oder zu verbrennen, und tupfen Sie ihn mit einem Alkoholtupfer ab, um die Vene zu erweitern und die Injektionsstelle zu sterilisieren.
- Halten Sie die Nadel mit der Fase nach oben und richten Sie sie in einem spitzen Winkel mit der Vene aus.
- Üben Sie leichten Druck aus, um die Haut zu durchstechen, und richten Sie die Nadel so aus, dass sie in einer Linie mit der Vene liegt.
- Schieben Sie vorsichtig einige Millimeter an der Fase vorbei nach vorne, sodass die Nadel in die Vene eindringt.
- Vergewissern Sie sich, dass der Katheter eingelegt ist, indem Sie eine kleine Spülung (10-20 μl) Kochsalzlösung verabreichen. Die Kochsalzlösung sollte die Spritze glatt verlassen und die Vene sollte frei werden. Wenn ein Widerstand oder Gegendruck beobachtet wird, ist es wahrscheinlich, dass sich der Katheter nicht in der Vene befindet und ein erneuter Kanülenversuch ratsam ist. Wenn eine Gerinnung beobachtet wird, verwenden Sie Heparin (1.000 Einheiten Heparin pro ml Kochsalzlösung) für die Einrichtung der Kanüle und die Spülung.
HINWEIS: Wir haben die Kanülierung mit und ohne Heparin im interessierenden Mausstamm untersucht, und da keine Gerinnung beobachtet wurde, wurde nur Kochsalzlösung für die Kanülierung verwendet. - Befestigen Sie den Katheter mit einem kleinen Tropfen Gewebekleber am Schwanz, gefolgt von chirurgischem Klebeband, um sicherzustellen, dass der Katheter unbeweglich bleibt, wenn die Mäuse auf den Scanner übertragen werden.
- Entfernen Sie die Spülspritze vom Ende des Katheters und verschließen Sie das Ende mit einem Feuerzeug, um sicherzustellen, dass sich der Forscher nicht in der Nähe von Isofluran oder Ethanol befindet.
- Wiederholen Sie den Vorgang für 3 weitere Mäuse, so dass alle 4 zu scannenden Mäuse kanüliert und vorbereitet sind.
- Schalten Sie den Anästhesiefluss (2,5 % Isofluran, 2 l/Minute 100 % O2) ein, der mit dem PET/CT verbunden ist, und positionieren Sie die Mäuse vorsichtig in Bauchlage im Scannerbett, wobei Sie sicherstellen, dass die Katheter an Ort und Stelle bleiben und der Kopf jeder Maus gerade und sicher im Nasenkonus sitzt. Kleben Sie den Kopf und den Körper jeder Maus mit weichem chirurgischem Klebeband an das Bett und stellen Sie sicher, dass die Atmung nicht durch die Platzierung des Klebebandes eingeschränkt wird. Notieren Sie die Position jeder Maus, um eine korrekte Standort- und Gruppenzuordnung für die Bildanalyse zu ermöglichen.
- Halten Sie Mäuse während des gesamten Eingriffs beheizt (z. B. mit einer Wärmelampe oder einem Heißluftpumpensystem, um sicherzustellen, dass die Mäuse ohne Überhitzung warm gehalten werden). Überwachen Sie die Atemfrequenz aller Mäuse, entweder visuell, wenn Sie eine offene Gantry verwenden, oder über ein Fernüberwachungssystem mit Beatmungspads, und ändern Sie die Anästhesiewerte nach Bedarf.
4. CT-Erfassung
- Sobald die Tiere sicher im Bett sind und die Atmung stabil ist, schalten Sie das Laser-Fadenkreuz ein und bewegen Sie das Scanbett so, dass es mit dem Gehirn aller vier Mäuse ausgerichtet ist. Bringen Sie das Scannerbett in die Aufnahmeposition (Position 3), wobei die Gehirne der Mäuse so nah wie möglich an der Mitte des Sichtfelds liegen.
- Nehmen Sie ein Scout-Bild der Mäuse auf, um ihre Position zu überprüfen (verwenden Sie ein Sichtfeld von 200 mm), und passen Sie die Position an, indem Sie bei Bedarf das FOV-Feld auf der Benutzeroberfläche ziehen. Klicken Sie in der Scanner-Software auf "Workflow starten", um den CT-Scan zu starten, und stellen Sie sicher, dass Sie "Interaktive Benutzeraufforderungen anzeigen" auswählen, damit der PET-Scan vor der Tracer-Injektion manuell gestartet werden kann.
5. [11C]DPA-713 Dosierungszubereitung
- Synthetisieren Sie [{{TAG_343}11C]DPA-713, Stellen Sie sicher, dass Sie geeignete PSA (persönliche Schutzausrüstung) für den Umgang mit Radioaktivität tragen, einschließlich eines Laborkittels, Handschuhen und persönlichen Finger- und Körperdosimetern. Stellen Sie sicher, dass Sie regelmäßig die Handschuhe wechseln, um eine radioaktive Kontamination zu vermeiden, und vergrößern Sie nach Möglichkeit den Abstand zur radioaktiven Quelle.
- Verwenden Sie eine Pinzette, um das Radiotracerfläschchen vorsichtig hinter einen Bleischild zu bringen.
- Bereiten Sie 0,5-ml-Dosierspritzen für jede Maus vor, die etwa 250-350 μCi/9-13 MBq mit einem Volumen von 100-200 μl enthalten, um eine Dosis zu gewährleisten, die für einen 60-minütigen dynamischen PET-Scan ausreicht (die verabreichte Dosis sollte unter Berücksichtigung der Halbwertszeit des Isotops und der Zeitachse des Studiendesigns bestimmt werden, wobei das Volumen vom Gewicht der Maus abhängt).
- Messen Sie die Aktivität mit einem auf C-11 eingestellten Dosiskalibrator, der sich in unmittelbarer Nähe der Kanülenstelle befindet, und zeichnen Sie die Mess- und Injektionszeiten auf, um eine Abklingkorrektur zu ermöglichen. Ziehen Sie die Dosen kurz vor Ende des CT auf, um den Zerfall zu begrenzen und sicherzustellen, dass das gewünschte Maß an Radioaktivität in jede Maus injiziert wird.
- Vergewissern Sie sich, dass sich keine Luftblasen in der Dosierspritze befinden, bevor Sie die Aktivität messen und in jede Maus injizieren.
6. PET-Erfassung
- Sobald die Mäuse automatisch vom CT zum PET übergehen, richten Sie die Rückseite des Scanners für [11C]DPA-713-Injektion (Abbildung 1C). Legen Sie eine schützende Saugpolsterung auf eine Kante und stellen Sie sicher, dass Schere und Feuerzeug griffbereit sind.
- Schneiden Sie den versiegelten Katheterschlauch mit einer Schere ab, überprüfen Sie, ob die Katheterleitungen frei von Blasen sind, und bestätigen Sie, dass sich die Kanüle noch in der Vene befindet, indem Sie eine Spülung mit 10-20 μl Kochsalzlösung durchführen. Laden Sie die abgemessenen Dosisspritzen aus Schritt 5.4 in jeden der 4 Katheter und verfolgen Sie, welche Dosis jeder Maus verabreicht wurde.
- Klicken Sie auf "OK", wenn der PET-Scan startbereit ist, während gleichzeitig ein 10-Sekunden-Timer gestartet wird. Lassen Sie zwei Forscher mit den Dosisspritzen in der Hand an der Rückseite des Scanners sitzen, um alle 4 Mäuse gleichzeitig zu injizieren, wenn der Timer Null erreicht. Spülen Sie jeden Katheter mit 50-100 μl Kochsalzlösung (abhängig von der Länge des Katheterschlauchs —, d. h. das Totvolumen), um sicherzustellen, dass die volle Dosis in die Schwanzvene gelangt, und verschließen Sie den Schlauch erneut mit einem Feuerzeug.
- Messen Sie die Dosisspritzen mit einem Dosiskalibrator, um einen Restradioaktivitätswert zu ermitteln (eventueller in der Spritze verbleibender Tracer). Notieren Sie sich die Werte und den Zeitpunkt, zu dem sie aufgezeichnet werden.
- Sobald der Scanvorgang abgeschlossen ist, bringen Sie das PET-Bett mit der horizontalen "Home"-Taste auf dem Motion-Control-Panel in die ursprüngliche Position. Nehmen Sie die Mäuse aus dem Scanner und entfernen Sie vorsichtig den Katheter. Üben Sie vorsichtig Druck auf die Kanülenstelle aus, um übermäßige Blutungen zu vermeiden.
- Messen Sie die Restaktivität im Katheter mit einem Dosiskalibrator.
- Wenn Mäuse geborgen werden sollen, stellen Sie sicher, dass dies in einer warmen Umgebung geschieht (, z. B. in einer Box mit einem beheizten Pad darunter oder mit einem mit warmem Wasser gefüllten Handschuh), um die Genesung zu erleichtern. Wenn Sie planen, die Mäuse einzuschläfern, legen Sie die Mäuse in eine Induktionskammer, die Isofluran enthält, damit sie vor der Euthanasie durch Perfusion anästhesiert bleiben.
- Um die Daten zu rekonstruieren, öffnen Sie die Nachbearbeitungsverwaltungssoftware (siehe Table of Materials), die jeden Scan automatisch anhand der Histogrammdaten rekonstruiert, die aus der lst-Datei generiert wurden.
7. Dynamische PET-Bildanalyse
1. Öffnen Sie die Bildanalysesoftware (siehe Tabelle der Materialien) und klicken Sie auf das Symbol "Daten öffnen", um das CT-Bild zu laden (als Quelle) und auf das Symbol "Daten anhängen", um das dynamische PET (als Referenz) zu laden.
2. Führen Sie eine visuelle Qualitätskontrolle der Daten über den Zeitreihenoperator im Dropdown-Menü durch: Wählen Sie Referenz ("ref") und "global" und wenden Sie ein entsprechendes Minimum und Maximum für die Farbskala an. Visualisieren Sie die dynamischen PET-Daten Bild für Bild, überprüfen Sie die Radioaktivitätsaufnahme und prüfen Sie auf Bewegungsstörungen innerhalb des Scans.
3. Erstellen Sie ein durchschnittliches PET-Bild mit dem "arithmetischen Operator".
1. Wählen Sie "Durchschnitt ausgewählt", deaktivieren Sie "ref" und stellen Sie sicher, dass Eingang 1 ("Inp1"), Eingang 2 ("Inp2") und Eingabestern ("Inp*" - schließt den Rest der PET-Rahmen in den Scan ein) ausgewählt sind, um einen Mittelwert aller PET-Rahmen zu erstellen.
2. Gehen Sie auf die Registerkarte "Datenmanager" (DM) und ziehen Sie das durchschnittliche Bild zu Visualisierungszwecken auf die Position "input1". Verteilen Sie die Farbskala neu, indem Sie auf die automatische Berechnung im "min-max"-Tool klicken.
4. Registrieren Sie den CT in der durchschnittlichen PET-Datei mit der Funktion "Automatisches 3D" im Dropdown-Menü "Neuausrichtung/Registrierung".
1. Wählen Sie "ref" und "Inp1" und wählen Sie "starr", "schnell", "Inp1 auf Ref" Registrierung. Überprüfen Sie visuell die Registrierung in allen 3 Dimensionen und passen Sie sie bei Bedarf im Reiter "Manuelles 3D" mit den Funktionen "Translation" und "Rotation" manuell an.
2. Wenn Sie mit der Registrierung zufrieden sind, wählen Sie "Inp2" und "Inp*" und wenden Sie sie mit einem Klick auf das Häkchen auf alle PET-Rahmen an. Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf die CT- und PET-Dateien in der DM und speichern Sie sie als RAW.
5. Schneiden Sie das Gehirn einer Maus für die Gehirnanalyse zu, indem Sie sich an der CT orientieren: Wählen Sie "Zuschneiden" aus dem Dropdown-Menü und ziehen Sie die Bildgrenzen, um den Kopf der Maus unterhalb des Hirnstamms zu beschneiden. Richten Sie die PET- und CT-Bilder mit der Funktion "manuelle 3D-Neuausrichtung" wie oben beschrieben neu aus, so dass der Schädel in allen Dimensionen gerade ist.
6. Laden Sie das MR-Bild für diese Maus (im DICOM-Format) mit der Schaltfläche "Daten anhängen" oben links auf der Benutzeroberfläche. Verschieben Sie das MR mit der "manuellen 3D-Neuausrichtung" und passen Sie es an den Schädel innerhalb des CT-Bildes an (stellen Sie sicher, dass alle Modalitäten in der gleichen Ausrichtung sind).
7. Zeichnen Sie den Strich-ROI auf dem MRT-Bild mit dem "3D-ROI-Tool".
1. Deaktivieren Sie die PET-Visualisierung, indem Sie sie auf der Registerkarte "Visual Controller" (VC) deaktivieren, und verwenden Sie nur den MR und den CT, um den ROI zu zeichnen.
2. Klicken Sie auf die Schaltfläche "ROI hinzufügen", um einen neuen ROI zu erstellen und ihn "infarct" zu nennen. Wählen Sie das "Spline-Werkzeug" aus, klicken Sie mit der linken Maustaste, um den ROI-Rand zu zeichnen, und klicken Sie mit der rechten Maustaste, um ihn zu schließen.
3. Wiederholen Sie den Vorgang durch alle Schichten, die den Strich umfassen, und achten Sie darauf, dass Sie keinen Teil des Schädels in der ROI erfassen, wobei es am besten ist, eine Voxellücke zwischen dem Schädelrand und dem Strich-ROI zu lassen.
8. Generieren Sie einen kontralateralen ROI anhand des Infarktvolumens.
1. Erstellen Sie einen neuen ROI und bezeichnen Sie ihn als "kontralateral". Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf den Infarct-ROI und wählen Sie "Exportieren". Ziehen Sie den ROI an Position 2 ("Inp1").
2. Wenn nur "Inp1" ausgewählt ist, wenden Sie mit der Funktion "Operator" im Menü "Neuausrichtung/Registrierung" einen Links-Rechts-Flip an. Aktivieren Sie das Kontrollkästchen "ROI", wählen Sie "Nur anzeigen" und verschieben Sie den neuen ROI manuell in den identischen Bereich auf der kontralateralen Seite. Wählen Sie den arithmetischen Operator und wenden Sie eine skalare Multiplikation von 2 auf den neuen ROI an, was eine unabhängige Quantifizierung der ROIs ermöglicht.
3. Kehren Sie zum 3D-ROI-Tool zurück. Gehen Sie auf die Registerkarte "Experte und experimentell" und klicken Sie auf die Schaltfläche "ROI importieren". Wählen Sie im Dialogfeld die Option Inp1 aus, um das neue Volume als kontralateralen ROI zu laden.
9. Klicken Sie mit der rechten Maustaste auf das durchschnittliche PET-Bild, entladen Sie es und schalten Sie das PET wieder ein. Generieren Sie die quantitativen Aufnahmeergebnisse über das Symbol "Ergebnisse exportieren" im 3D-ROI-Tool.
10. Führen Sie bei Bedarf zusätzliche Split-Brain-Analysen durch (d. h. automatisierte ROI-Generierung von Regionen der rechten und linken Gehirnhälfte mit einem 3D-Maus-Gehirnatlas-Plugin-Modul für die Vivoquant-Software).
1. Laden Sie die registrierten PET/CT-Bilder neu.
2. Importieren Sie den Maus-Gehirn-Atlas, indem Sie auf das Menü "Erweiterte Module" klicken und das 3D-Gehirn-Atlas-Tool auswählen. Wählen Sie in den "erweiterten Einstellungen" "alle Regionen links/rechts" und klicken Sie auf "Ausführen", um den 3D-Atlas zu importieren.
3. Passen Sie den Atlas manuell in das Gehirn ein, indem Sie den Schädel als Rand verwenden.
4. Führen Sie den Atlas erneut aus und stellen Sie sicher, dass "3D-ROI importieren" aktiviert ist, um eine Tabelle mit den Ergebnissen für alle 14 ROIs der linken und rechten Hemisphäre (Medulla, Kleinhirn, Mittelhirn, Pons, Cortex, Hippocampus, Thalamus, Hypothalamus, Striatum, Pallidum, Riechkolben, Corpus Callosum und weiße Substanz) zu erstellen.
11. Quantifizieren Sie die Traceraufnahme in der Milz mit der Scanner-Betriebssoftware (siehe Tabelle der Materialien).
1. Laden Sie PET- und CT-Bilddateien, indem Sie diese in der Datenbank markieren und auf "Allgemeine Analyse" klicken.
2. Klicken Sie auf die Registerkarte "Registrierung" und registrieren Sie PET- und CT-Bilder mit, indem Sie auf das Symbol "starre Registrierung" klicken.
3. Klicken Sie auf die Registerkarte ROI-Quantifizierung, klicken Sie auf das Symbol "ROI erstellen" und nennen Sie es spleen.
4. Wählen Sie das "Kugel"-Werkzeug, um die Milz-ROIs anhand der CT-Datei als Referenz zu zeichnen, und stellen Sie sicher, dass es keine Überlappung mit der Nierenaufnahme gibt (unter Verwendung des PET-Bildes und -Signals, um ein Übergreifen der Nieren zu vermeiden).
5. Bearbeiten Sie die ROIs, um ein konsistentes ROI-Volumen zwischen den Tieren zu erhalten.
12. Berechnen Sie einen Standardkorrekturwert für die Normalisierung der Aufnahme.
1. Laden Sie die PET/CT-Daten aus dem Standardscan und erstellen Sie mit dem Tool "manueller 3D-ROI" einen Zylinder-ROI, der die 20-ml-Spritze umfasst.
2. Ermitteln Sie den in der Norm enthaltenen Radioaktivitätsgrad mithilfe des Tabellensymbols.
3. Verwenden Sie dieses nCi/cc-Ergebnis und die ursprünglich aufgezeichnete Radioaktivität für den Standard (d. h. die Dosiskalibratormessung des Standards in nCi/cc), um einen Korrekturfaktor für die PET-Aufnahmewerte zu erstellen. Das heißt, dividieren Sie die Radioaktivität des Standards, die vom Dosiskalibrator aufgezeichnet wurde, durch die Radioaktivität, die aus dem PET-Bild des Standards berechnet wurde.
13. Verwenden Sie die Dosisaktivitäten und den Zeitpunkt der Messungen, um den Zerfall auf den Zeitpunkt der PET-Aufnahme für alle Mäuse zu korrigieren (d. h. berechnen Sie die Dosisaktivität zu Beginn des PET-Scans).
14. Wiederholen Sie den Vorgang für die Restwerte und subtrahieren Sie von der zerfallskorrigierten Dosis, um die genaue Aktivität zu berechnen, die jedes Tier erhalten hat.
15. Nachdem Sie diese Abklingkorrektur angewendet haben, wenden Sie auch die Standardkorrektur an, um sicherzustellen, dass die Daten das richtige Aktivitätsniveau aufweisen. Stellen Sie sicher, dass diese Korrekturen auf die manuell gezeichneten ROI-Ergebnisse angewendet werden und die ROI-Daten des Gehirnatlas relevante Hirnregionen für die dMCAO-Lokalisierung (d. h. Kortex, Hippocampus und Striatum) enthalten.
16. Berechnen Sie die %ID/g für alle ROIs mit der folgenden Gleichung: %ID/g = (ROI Radioaktivität in nCi/cc / abfallkorrigierte Dosis in nCi/cc) x100. Plotten Sie %ID/g als Funktion der Zeit mit Hilfe einer Grafiksoftware, um Zeitaktivitätskurven für jeden ROI zu generieren.
17. Verwenden Sie Scanner-Software für die endgültige Bildvisualisierung und Figurengenerierung. Normalisieren Sie Bilder entsprechend der abklingkorrigierten Dosis, die jede Maus zum Zeitpunkt des Scanvorgangs erhalten hat, und stellen Sie sicher, dass alle Bilder auf derselben %ID/g-Skala liegen.
HINWEIS: Dies ist notwendig, um einen genauen Vergleich von Bildern verschiedener Mäuse und/oder von Bildern aus Studien, die an verschiedenen Tagen durchgeführt wurden, zu ermöglichen.
