Morphologisches und physiologisches Monitoring von Tumorsphäroiden mittels optischer Kohärenztomographie

Zusammenfassung

Quelle: Huang, Y. et. al., Längsschnittliches morphologisches und physiologisches Monitoring von dreidimensionalen Tumorsphäroiden mittels optischer Kohärenztomographie. J. Vis. Exp. (2019)

Dieses Video demonstriert die Verwendung optischer Kohärenz Tomographie (OCT) zur Überwachung von Tumorsphäroiden in einer Multi-Well-Platte durch Aufnahme hochauflösender Schnittbilder. Durch die Analyse von Lichtreflexionen von zellulären Strukturen erstellt OCT 3D-Modelle, um morphologische Merkmale wie Größe und Form zu bewerten und gleichzeitig lebensfähige von nicht lebensfähigen Zellen anhand von Veränderungen der Lichtstreuung im Laufe der Zeit zu unterscheiden.

Protokoll

1. Vorbereitung der Zellen

1. Beziehen Sie Zelllinien von einem qualifizierten Lieferanten.
   HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass Zellen aus den interessierenden Zelllinien im Nährmedium oder mit Hilfe eines Substrats (Basalmembranmatrix wie Matrigel) Sphäroide bilden können. Schauen Sie in die Literatur oder führen Sie eine Runde eines Vorexperiments zur Überprüfung durch.
2. Tauen Sie die gefrorenen Zellen nach dem vom Zelllinienlieferanten bereitgestellten Verfahren auf. Ein allgemeines Vorgehen finden Sie an anderer Stelle.
3. Kultivieren Sie die Zellen für 1-2 Passagen in 25 cm²{TAG_41}} Kulturflaschen. Die Zellen sind dann bereit für die 3D-Zellkultur.
4. Überwachen Sie täglich den Gesundheitszustand der Zellen und halten Sie sie in einem Inkubator unter Standardbedingungen (37 °C, 5 % CO₂, 95 % Luftfeuchtigkeit). Aktualisieren Sie die Medien nach Bedarf.
   HINWEIS: Das Nährmedium besteht aus Dulbeccos modifiziertem Eagle-Medium (DMEM) (4,5 g/l Glukose), 1 % Antibiotikum-Antimykotikum und 10 % fötalem Rinderserum (FBS). Subkulturzellen, bevor sie im Kulturkolben zusammenfließen. Befolgen Sie die vom Lieferanten bereitgestellten Zellkulturrichtlinien. Ein allgemeines Vorgehen finden Sie an anderer Stelle.
5. Führen Sie 3D-Zellkulturen in Multi-Well-Platten basierend auf dem folgenden allgemeinen Protokoll durch.
   1. Nehmen Sie das Nährmedium aus dem Kulturkolben und waschen Sie ihn mit sterilisierter, phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS, erhitzt auf 37 °C).
   2. Resuspendieren Sie die Zellen, indem Sie 1 ml Trypsinethylendiamintetraessigsäure (EDTA, 0,5%) für 3 Minuten in den Kolben geben. Fügen Sie dann Nährmedien hinzu, um das Trypsin zu verdünnen.
   3. Übertragen Sie die Zellsuspension in ein 15-ml-Zentrifugenröhrchen und zentrifugieren Sie sie 5 Minuten lang bei 500 x g und Raumtemperatur.
   4. Entfernen Sie den Überstand und resuspendieren Sie die Zellen mit 4 ml vorgewärmtem Kulturmedium. Pipettieren Sie einen Tropfen der Probe auf ein Hämozytometer, um die Zellkonzentration zu zählen. Verdünnen Sie die Zellen auf die entsprechende Konzentration für die Aussaat (z.B. , 3.000 Zellen/ml).
      HINWEIS: Optimieren Sie die anfängliche Zellkonzentration des Sphäroids für jede Zelllinie und jeden Typ von Multi-Well-Platte (96-Well, 384-Well- oder 1536-Well).
   5. Säen Sie die Zellen in eine Multi-Well-Platte mit ultraniedriger Bindung (ULA) mit rundem Boden ein. Geben Sie 200 μl Zellsuspension in einer Konzentration von 3.000 Zellen/ml in jede Vertiefung, so dass jede Vertiefung etwa 600 Zellen enthält.
   6. Zentrifugieren Sie die gesamte Platte bei Raumtemperatur (RT) mit einem Plattenadapter für 7 min, direkt nach der Aussaat, bei einer Geschwindigkeit von 350 x g oder der niedrigsten verfügbaren Drehzahl.
      HINWEIS: Die Zentrifuge hilft dabei, Zellen in der Mitte der Vertiefung zu sammeln, um die Bildung eines einzigen, gleichmäßigen Sphäroids zu erleichtern. Der Zentrifugenschritt wird zu Beginn nur einmal durchgeführt, um die Tumorsphäroide zu bilden. Es wird nicht wiederholt, wenn die Tumorsphäroide zu wachsen beginnen.
   7. Halten Sie die Multiwell-Platte bei 37 °C und 5 % CO₂ in einem Kulturinkubator und erneuern Sie das Nährmedium alle 3 Tage.
      HINWEIS: Die Wachstumszeit kann je nach 3D-Kulturbedingungen variieren. In unserer Studie wurden 3.000 Zellen/ml sowohl für U-87 MG- als auch für HCT 116-Zelllinien in 96-Well-Platten verwendet, so dass das Sphäroid für HCT 116-Zellen in 4 bis 7 Tagen auf ~500 μm anwachsen kann. Basierend auf dem allgemeinen 3D-Kulturprotokoll sollten Sie die Zugabe von Medienzusätzen und Wachstumsfaktoren für verschiedene Sphäroidmodelle in Betracht ziehen.
   8. Führen Sie alle 3 bis 4 Tage eine optische Kohärenztomographie (OCT) von Tumorsphäroiden durch, um eine Längsschnittuntersuchung ihres Wachstums durchzuführen.
      HINWEIS: Die empfohlenen Zeitpunkte für die OCT-Bildgebung sind Tag 4, Tag 7, Tag 11, Tag 14, Tag 18 und Tag 21.

2. OCT-Bildgebungsplattform mit hohem Durchsatz

HINWEIS:{TAG_197}} Siehe Abbildung 1 für Details des in dieser Studie verwendeten benutzerdefinierten OCT-Bildgebungssystems.

1. Wählen Sie eine geeignete Breitband-Lichtquelle für das OCT-System für die Tumor-Sphäroid-Bildgebung.
   HINWEIS: Hier wurde eine Superlumineszenzdiode (SLD, Abbildung 1A, B) mit einer zentralen Wellenlänge von ~1.320 nm und einer Bandbreite von 110 nm als Breitbandlichtquelle verwendet.
2. Konstruieren Sie den Referenzarm und den Probenarm des OCT-Systems gemäß den Schaltplänen (siehe Abbildung 1A, B für Details). Die Tabelle {{}} von Materialien sind die optischen Komponenten aufgelistet, die für den Aufbau des OCT-Systems benötigt werden. Stellen Sie sicher, dass die optischen Weglängen des Referenzarms und des Probenarms genau aufeinander abgestimmt sind.
3. Konstruieren Sie das Spektrometer, bestehend aus einem Kollimator, einem Gitter, einer F-Theta-Linse und einer Zeilenkamera (siehe Abbildung 1C für Details zum Spektrometerdesign des OCT. Alternativ können Sie ein kommerzielles Spektrometer auswählen, das der Mittenwellenlänge der Lichtquelle entspricht. Stellen Sie sicher, dass das Spektrometer korrekt ausgerichtet ist, um die gesamte Laserbandbreite abzudecken, eine hohe Effizienz der Photonensammlung zu erreichen und ein langsames Auswaschen des Interferenzmusters zu gewährleisten.
4. Charakterisieren Sie die Leistung des OCT-Systems, einschließlich der folgenden Metriken wie Probenarmleistung, Gesamtabbildungstiefe, tiefenabhängige Empfindlichkeit, axiale Auflösung, Schärfentiefe und laterale Auflösung. Platzieren Sie einen schwachen Reflektor (z.B. , einen Spiegel mit einem Neutraldichtefilter) als Probe, um die tiefenabhängige Empfindlichkeit, die axiale Auflösung und die Tiefenschärfe zu messen. Platzieren Sie ein Auflösungstestziel der United States Air Force (USAF) als Probe, um die laterale Auflösung zu überprüfen.
5. Wählen Sie einen motorisierten Translationstisch, um eine horizontale Bewegung der Multi-Well-Platte zur Abbildung von Tumor-Sphäroiden in verschiedenen Wells bereitzustellen (siehe Abbildung 1B). Verwenden Sie einen Tisch mit einem Verfahrbereich von mehr als 108 mm x 72 mm, um eine vollständige Abtastung aller Wells der Multi-Well-Platte zu gewährleisten. Verwenden Sie einen zweidimensionalen (2D) oder dreidimensionalen (3D) motorisierten Translationstisch mit Softwaresteuerung, um die genaue Position jedes Wells und die Automatisierung des OCT-Systems für die Bildgebung mit hohem Durchsatz zu ermöglichen.
6. Verwenden Sie einen Plattenadapter oder entwerfen Sie einen Plattenhalter (durch 3D-Druck), um die Multiwell-Platte in einer festen Position zu halten.
7. Korrigieren Sie vor der Durchführung einer OCT-Bildgebung die Neigung und Drehung der Multiwell-Platte mit einem 2D-Kipptisch und einem Rotationstisch, die auf dem Translationstisch montiert sind (siehe Abbildung 1D), um die Variation der Fokusebene durch verschiedene Wells zu minimieren. Verwenden Sie D2, D11, B6, D6 und G6 als Führungswells, wenn Sie ihre relativen Positionen in den OCT-Bildern überwachen (Abbildung 1A).
8. Passen Sie die Drehung der Platte an, um sicherzustellen, dass die Kanten parallel zur Bewegungsrichtung des Tisches sind, sodass die Vertiefungen in den OCT-Bildern an denselben horizontalen Positionen bleiben (Abbildung 1E). Stellen Sie die Neigung der Platte so ein, dass sie parallel zum optischen Tisch verläuft, sodass die Vertiefungen für die OCT-Bildgebung an denselben vertikalen Positionen verbleiben (Abbildung 1F).
   HINWEIS: Die Anpassung des Neigungswinkels und des Fokus trägt zur Optimierung der OCT-Bildqualität für alle Wells bei. Schwankungen der Höhe des Kulturmediums in verschiedenen Vertiefungen können jedoch Veränderungen im Strahlengang verursachen, die zu einer Defokussierung des Sphäroidbildes führen können. Der Autofokus kann implementiert werden, um die Brennebene der OCT-Bildgebung zu steuern und eine optimierte Bildqualität zu erzielen. Der Anpassungsschritt behebt nicht die schlechte OCT-Bildqualität des Tumorsphäroids aufgrund der folgenden Probleme: die Dezentrierung des Sphäroids aufgrund der ursprünglichen Aussaatstelle; Sphäroid-Elevation bei Eingebettetheit in biofabrizierte extrazelluläre Matrizen; Schlechte Plattenqualität mit großen Höhenschwankungen der Bohrlochböden. Zusätzliche Softwaresteuerung mit Autofokus- oder Selbstausrichtungsfunktionen kann implementiert werden, um die Leistung des OCT-Bildgebungssystems zu optimieren.
9. Um die Daten aus jeder Vertiefung nacheinander zu sammeln, steuert ein benutzerdefiniertes Computerprogramm die OCT-Bildaufnahme und die Tischbewegung.

3. OCT-Scan und -Verarbeitung von Tumorsphäroiden

1. Am Tag der OCT-Bildgebung von Tumorsphäroiden nehmen Sie die Multiwell-Platte aus dem Inkubator. Übertragen Sie es unter das OCT-Bildgebungssystem und legen Sie es auf den Plattenadapter.
   HINWEIS: Die OCT-Bildgebung von Tumor-Sphäroiden kann mit aufgesetztem oder abgenommenem Deckel der Polystyrolplatte durchgeführt werden. Die Wasserkondensationen auf dem Deckel aufgrund der Verdunstung aus den Vertiefungen können jedoch die Lichtdurchlässigkeit beeinträchtigen und den Lichtweg verzerren, was zu weniger optimalen OCT-Bildern von den Sphäroiden führt.
2. Passen Sie die Höhe der Platte an, indem Sie sie entlang der z-Richtung des Verschiebungstisches bewegen. Halten Sie die Position der Fokusebene bei ~100–200 μm unter der Oberseite jedes Sphäroids, um den Effekt des ungleichmäßigen Tiefenprofils zu minimieren.
3. Stellen Sie in der benutzerdefinierten Software einen geeigneten OCT-Scanbereich ( ein, z. B. , 1 mm x 1 mm), um das gesamte Tumorsphäroid entsprechend seinen Entwicklungsstadien abzudecken. Klicken Sie auf Parameter speichern, um die Einstellung zu speichern.
4. Verwenden Sie die benutzerdefinierte Software, um 3D-OCT-Bilder von Tumor-Sphäroiden nacheinander für alle Vertiefungen der Platte zu erstellen, die Sphäroide enthalten. Klicken Sie auf die Schaltfläche Vorschau, um das Vorschaubild anzuzeigen, und klicken Sie auf die Schaltfläche Erfassen{TAG_433}}, um das OAT-Bild abzurufen.
   HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die OCT-Sphäroiddaten erfasst werden, wenn die Bühne nicht in Bewegung ist. Der Sphäroid befindet sich normalerweise in der Mitte der Vertiefung des U-Bodens. Das Sphäroid kann jedoch in den Nährmedien verschoben werden, wenn das Stadium aufgrund der Trägheit des Sphäroids in den Kulturmedien beschleunigt oder verlangsamt wird.
5. Verarbeiten Sie 3D-OCT-Datensätze von Tumorsphäroiden, um OCT-Strukturbilder mit einem benutzerdefinierten C++-Verarbeitungscode zu generieren. Siehe Abbildung 2A für ein Flussdiagramm der Nachbearbeitung von OCT-Daten.
   HINWEIS: Siehe Abbildung 3A für die generierten 3D-OCT-Strukturbilder.
   1. Kalibrieren Sie die Pixelgröße in allen drei Dimensionen. Skalieren Sie die OCT-Strukturbilder in korrigierten Maßstäben neu.
      HINWEIS: Der Abstand in axialer Richtung (z-Richtung) von OCT-Bildern misst die optische Wegdifferenz zwischen dem Referenzarm und dem Probenarm. Daher muss der Brechungsindex der Probe (n) bei der Kalibrierung der Pixelgröße in axialer Richtung für die Neuskalierung berücksichtigt werden. In unserer Studie verwenden wir n = 1,37 als Brechungsindex des Tumorsphäroids.
6. Generieren Sie eine Collage aus Sphäroidbildern mithilfe von 2D-OCT-Bildern in drei Querschnittsebenen XY, XZ und YZ über den Schwerpunkt des Sphäroids. Siehe Abbildung 4C–E für die repräsentative Ausgabe von Collagen aus Sphäroidbildern. Führen Sie die Bildregistrierung für alle Sphäroide mit der MATLAB-Funktion dftregistration durch, um sicherzustellen, dass sich die Schwerpunkte aller Sphäroide ungefähr an derselben Position befinden.
7. Erhalten Sie ein 3D-Rendering des Sphäroids mit kommerzieller oder kundenspezifischer Software.
   HINWEIS: Die folgenden Schritte zeigen, wie Sie das 3D-Rendering von Tumor-Sphäroiden mit kommerzieller Software erhalten.
   1. Laden Sie die 3D-OCT-Daten in die Software.
   2. Klicken Sie auf das Feld Surpass. Klicken Sie dann auf Neues Volume hinzufügen. Wählen Sie den Modus Mischen aus, der für das 3D-Rendering verwendet werden soll.
   3. Passen Sie den Betrachtungswinkel an, indem Sie das Bild mit dem Mauszeiger ziehen.

4. Morphologische Quantifizierung von 3D-Tumor-Sphäroiden

HINWEIS: Ein eigens geschriebener Code in MATLAB verarbeitet diese Quantifizierung. Klicken Sie auf die Schaltfläche Ausführen, um den Vorgang zu starten. Siehe Abbildung 2B für das Flussdiagramm der Schritte der morphologischen Quantifizierung von Sphäroiden.

1. Quantifizieren Sie den Durchmesser, die Höhe und das durchmesserbasierte Volumen des Sphäroids.
   1. Wählen Sie 2D-OCT-Bilder in drei Querschnittsebenen XY, XZ und YZ aus, die den Schwerpunkt des Sphäroids kreuzen.
   2. Messen Sie den Durchmesser und die Höhe des Sphäroids in der XY- bzw. XZ-Ebene.
   3. Berechnen Sie das durchmesserbasierte Sphäroidvolumen mit:

{{}}

, mit einer Vermutung der kugelförmigen Form des Tumors.

2. Quantifizieren Sie das voxelbasierte Sphäroidvolumen.
   1. Wenden Sie einen 3D-Mittelungsfilter auf die OCT-Strukturdaten des Sphäroids an, um Speckles zu entfernen.
   2. Segmentieren Sie Tumorsphäroide mit dem Canny-Kantenerkennungsfilter, Bild für Bild, mit einem geeigneten Schwellenwert, der die Tumorsphäroidregion vom Bohrlochboden trennt.
   3. Gruppieren Sie konnektive Voxel für 3D-Daten (siehe eingebaute Funktion: bwconncomp).
   4. Berechnen Sie für jede Gruppe den mittleren Abstand zwischen jedem Bindevoxel in der Gruppe und dem Sphäroidschwerpunkt (manuell ausgewählt). Identifizieren Sie die Sphäroidregion als die Gruppe mit dem minimalen mittleren Abstand.
   5. Zählen Sie die Anzahl der Voxel innerhalb der Sphäroidregion und multiplizieren Sie sie dann mit dem tatsächlichen Volumen eines einzelnen Voxels (Volumen/Voxel), wodurch sich das Gesamtvolumen des Sphäroids ergibt.

5. Detektion von 3D-Tumor-Sphäroiden im toten Zellbereich

HINWEIS: In einem homogenen Medium kann die Rückstreuintensität von OCT als Funktion der Tiefe (I(z)) beschrieben werden Bier-Lambert-Gesetz:

wobei z die Tiefe darstellt, μ{TAG_710}} der optische Dämpfungskoeffizient ist, und I0 ist die Einfallsintensität der Probe. Daher kann der abgeleitete optische Dämpfungskoeffizient wie folgt ausgedrückt werden:

Da OCT-Bilder oft auf einer logarithmischen Skala aufgetragen werden, kann die Steigung des OCT-Intensitätsprofils abgerufen werden, um den optischen Dämpfungskoeffizienten abzuleiten. Siehe Abbildung 2C für ein Flussdiagramm der Erzeugung der optischen Dämpfungskarten.

1. Führen Sie eine Segmentierung durch, um unerwünschte Bereiche außerhalb des Sphäroids zu entfernen. Führen Sie einen 3D-Durchschnittsfilter durch, um das Speckle-Rauschen zu unterdrücken, das bei OCT-Bildern auftritt.
2. Erhalten Sie pixelweise optische Dämpfungskoeffizienten, indem Sie das logarithmisch-skalige OCT-Intensitätsprofil über einen bestimmten Tiefenbereich (bewegliches Fenster) linear anpassen, seine Steigung extrahieren und die Steigung mit -1/2 multiplizieren.
   HINWEIS: Der Dämpfungskoeffizient an jedem Voxel innerhalb des segmentierten Sphäroidbereichs wird basierend auf der Steigung des OCT-Intensitätsprofils in einem 10-Voxel-Tiefenfenster (~40 μm Tiefe) berechnet, wobei sich das Voxel in der Mitte des Fensters befindet.
3. Wenden Sie die oben genannten Methoden (Schritte 5.1 und 5.2) auf jeden axialen Scan in einem Frame und auf jeden Frame in einem 3D-Datensatz an, der den segmentierten Sphäroidbereich enthält, bis die optischen Dämpfungskoeffizienten für alle Voxel des segmentierten Sphäroidbereichs berechnet sind.
4. Führen Sie den binären Schwellenwert durch, um den Bereich mit hoher Dämpfung hervorzuheben.
   Markieren Sie die binarisierte optische Dämpfungskarte auf dem Originalbild, um den Bereich der toten Zellen zu beschriften (Blending). Generieren Sie das 3D-gerenderte Bild der Blended Attenuation Map, um die 3D-Verteilung des Bereichs der toten Zellen zu visualisieren.

Ergebnisse

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Kundenspezifisches OCT-Bildgebungssystem für den Spektralbereich			Entwickelt in unserem Labor
Superlumineszenzdiode (SLD)	Thorlabs	SLD1325	Lichtquelle
2×2 Singlemode-Faserkoppler, 50:: 50 Teilungsverhältnis	AC Photonics	WP13500202B201
Referenzarm		{TAG_47}}
Linsentubus	Thorlabs
Thorlabs
Kollimierende Linse	Thorlabs	AC080-020-02 0-C
Fokussierobjektiv	Thorlabs
Thorlabs
Spiegel	Thorlabs	{{{ TAG_107}}
1D Translational Stage	Thorlabs
Thorlabs
Sockelpfosten	Thorlabs
Klemmgabel	Thorlabs
Probenarm
Linsentubus	Thorlabs
Adapter	Thorlabs
Kollimationslinse	Thorlabs	AC080-020-C
Galvanometer	Thorlabs{{TAG_195 }}
Relaisobjektiv	Thorlabs	AC254-100-C	Zwei Relaisobjektive zum Bau eines Teleskops setup
Dreieckige Spiegelhalterung	Thorlabs
Spiegel	Thorlabs
Ziel	Mitutoyo		{{ TAG_239}}
Sockelpfosten	Thorlabs
Spanngabel
Polarisationsregler	Thorlabs		{{ TAG_269}}
30mm Käfighalterung	Thorlabs
Käfigstange	Thorlabs
Stage			{{ TAG_299}}
3D-motorisierter Verschiebungstisch	Beijing Mao Feng Optoelectronics Technology Co., Ltd.	JTH360XY
2D-Kipptisch
Rotationstisch	{{TAG_ 325}}
Tellerhalter			3D-gedruckt
Spektrometer
Linsentubus	Thorlabs{{TAG_ 355}}
Adapter	Thorlabs
Kollimierende Linse	Thorlabs	AC080-020-C
Gitter	Wasatch	G = 1145 lpmm
F-Theta-Objektiv	Thorlabs	FTH-1064-100
InGaAs-Zeilenkamera	Sensor Unlimited	SU1024-LDH2
Zellkulturkomponente{{TAG_ 414}}
HCT 116 Zelllinie	ATCC	CCL-247
Zellkulturflasche	SPL Life Sciences	70025
Pipette	Fisherbrand	14388100
Pipettenspitzen	Sorenson Bioscience	10340{TAG_459{ }}
Gibco GlutaMax DMEM	Thermo Fisher Scientific	10569044
Fötales Rinderserum, zertifiziert, US-Herkunft	Thermo Fisher Scientific	16000044
Antibiotikum-Antimykotikum (100X)	Thermo Fisher Scientific	15240062
Corning 96-Well-klarer runder Boden mit extrem niedrigem Aufsatz Mikrotiterplatte	Corning	7007
Gibco PBS, pH 7.4	Thermo Fisher Scientific	10010023
Gibco Trypsin-EDTA (0,5%)	Thermo Fisher Scientific	15400054
Forma Serie II 3110 CO2 Inkubator	Thermo Fisher Scientific	3120
Handschuhe	VWR	89428-750
Parafilm	Sigma-Aldrich{{ TAG_555}}	P7793
Transferpipetten	Globe Scientific	138080	{{TAG_569 }}
Zentrifuge	Eppendorf	5702 R	Zum Zentrifugieren des 15-ml-Röhrchens
Zentrifuge{{ TAG_583}}	NUAIRE	AWEL CF 48-R	Zum Zentrifugieren der 96-Well-Platte
Mikroskop	Olympus{{TAG_595}Olympus{{}}
Liste der gewerblichen ÜLGs
SD-OCT-System	Thorlabs	Telesto-Serie
} SD-OCT System	Wasatch Photonics	WP OCT 1300 nm
Software für Datenanalysen{{TAG_ 637}}
Basic Image Analysis	NIH	ImageJ	Fiji funktioniert auch.
3D-Rendering	Thermo Fisher Scientific	Amira	Kommerzielle Software. Option 1
3D-Rendering	Bitplane	Imaris	Kommerzielle Software. Möglichkeit 2. Wird im Protokoll verwendet
OCT-Erfassungssoftware			speziell in C++ entwickelt.
Bühnensteuerung	Beijing Mao Feng Optoelectronics Technology Co., Ltd.	MRC_3	Integriert in den benutzerdefinierten OCT-Erfassungscode
OCT-Verarbeitungssoftware			Kundenspezifisch entwickelt in C++. GPU nutzen. Integriert in den benutzerdefinierten OCT-Erfassungscode.
Morphologische und physiologische Analyse			Kundenspezifisch entwickelt in MATLAB

{{ TAG_62}}Adapter{TAG_ 92}}Kinematische Spiegelhalterung{{ TAG_122}}Kontinuierlicher Graufilter{TAG_136{ }} {{ TAG_151}}{TAG_166{ }} {{TAG_ 181}}{{TAG_254{ }}Thorlabs{{}}{{TAG_340 }}{{}}{{TAG_ 386}} {TAG_400{ }}{{}}{{TAG_ 473}}{{}}{TAG_540{ }}{{}}{{ TAG_610}}