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Alle Verfahren, an denen Tiermodelle beteiligt sind, wurden vom örtlichen institutionellen Tierpflegeausschuss und dem Tierprüfungsausschuss von JoVE überprüft.
1. Initiale intrakranielle Tumorimplantation
- In der Anfangsphase der Studie injizieren Sie jeder Maus intrakraniell 100.000 Zellen (GL261 murine Gliomzelllinie), die in 4 μl phosphatgepufferter Kochsalzlösung (1x PBS) suspendiert sind, bis zu einer Tiefe von 2,5 mm, gemäß dem zuvor veröffentlichten Bericht.
- Quantifizieren Sie das Tumorsignal bei jeder Maus mit dem In-vivo-Bildgebungssystem 9 Tage nach der Tumorimplantation.
HINWEIS: Falls erforderlich, stratifizieren Sie die Mäuse basierend auf der Tumorlast in zwei Gruppen. In der vorliegenden Studie waren die beiden Gruppen: (1) Mäuse mit relativ geringer Tumorlast (mittleres Biolumineszenzsignal = 5,5e+006 ± 0,1e+006 Photonen/s, n = 10) und (2) Mäuse mit relativ großer Tumorlast (mittleres Biolumineszenzsignal = 1,69e+007 ± 0,2e+007 Photonen/s, n = 10), (p < 0,05, Mann-Whitney-Test). - Teilen Sie jede Gruppe in zwei vergleichbare Untergruppen auf.
>HINWEIS: In dieser Studie waren die beiden Untergruppen: unbehandelte Mäuse (n = 5) und Mäuse mit Tumoren, die sich einer chirurgischen Resektion mit dem MIRS unterzogen (n = 5), (p > 0,05, Mann-Whitney-Test). - Verfolgen Sie ab dem Tag der Resektion die Tumorprogression mit dem In-vivo-Bildgebungssystem in einer Häufigkeit, die auf dem Tumorwachstumsmuster basiert.
HINWEIS: Verfolgen Sie für die GL261-Zelllinie die Tumorprogression am Tag der Resektion und dann alle 3-6 Tage.
2. Tumorresektion mit MIRS
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- Anästhesieren Sie die Maus mit einem Isofluran-O2-Gasgemisch in einer Induktionskammer oder intraperitoneale Injektion von Xylazin/Ketamin-Lösung.
- Wenn Sie das Gasanästhetikum verwenden, stellen Sie die Gasflussrate auf 1,0 ml/min und den Verdampfer auf 2,0 % für die Anästhesieeinleitung ein, was in der Regel 3-5 Minuten in der Kammer erfordert (siehe Materialtabelle).
- Wenn Sie das injizierbare Anästhetikum verwenden, betäuben Sie die Mäuse, indem Sie 0,2 ml Anästhesielösung (80-100 mg/kg Ketamin und 10-12,5 mg/kg Xylazin, siehe Materialtabelle) intraperitoneal injizieren.
- Beurteilen Sie das Tier auf eine ausreichende Sedierung, indem Sie den Zeh einklemmen. Tragen Sie eine Augensalbe auf die Augen auf, um ein Austrocknen der Hornhaut zu vermeiden. Vor dem Eingriff ist ein Analgetikum (0,03-0,06 mg/kg Buprenorphin subkutan) zu verabreichen.
- Platzieren Sie die Maus auf dem stereotaktischen Rahmen (siehe Materialtabelle), sobald die vollständige Sedierung bestätigt wurde.
HINWEIS: Wenn Sie das Gasanästhetikum verwenden, platzieren Sie die Nase der Maus in einem Nasenkonus, wo sie während des Eingriffs weiterhin das Isofluran-O2-Gemisch (1,5%) erhält. - Entfernen Sie die vorherige Klammer und entfernen Sie die Haare entweder mit einer Enthaarungscreme oder durch Rasieren. Desinfizieren Sie die Haut mit abwechselnden Zyklen eines Peelings auf Chlorhexidin/Betadin-Basis und Alkohol. Erstellen Sie dann mit einem sterilen Skalpell einen 1 cm langen Mittellinienschnitt entlang der vorherigen Operationsnarbe.
- Befestigen Sie das MIRS-Handstück über den Tischadapter/Handstückhalter am stereotaktischen Arm, um die Stabilität und Präzision zu verbessern.
- Richten Sie die MIRS-Maschine (siehe Materialtabelle) mit den folgenden Einstellungen ein (Abbildung 1).
- Stecken Sie das Netzkabel auf der Rückseite in die Netzkabelbuchse. Schalten Sie das System ein oder aus, indem Sie es umschalten (1 = EIN, 0 = AUS).
- Stecken Sie ein Ende des Stickstoffschlauchs (im Lieferumfang der Konsole enthalten) in den Stecker an der Rückseite der Konsole. Drehen Sie die Anschlussmutter im Uhrzeigersinn, um die Verbindung festzuziehen.
HINWEIS: Das gegenüberliegende Ende des Schlauchs muss an die Stickstoffversorgung angeschlossen werden. - Bevor Sie den Schlauch an die Stickstoffversorgung anschließen, vergewissern Sie sich, dass der Versorgungsdruck 100 psig nicht überschreitet, was dem für die Konsole empfohlenen Eingangsversorgungsdruck entspricht.
HINWEIS: Die Konsole erzeugt ihre eigene Aspiration, wenn sie durch das Fußpedal aktiviert wird, sobald der Stickstoff der Konsole zugeführt wurde. - Sichern Sie den Deckel des Vakuumanschlusses und verschließen Sie ihn, um ein Auslaufen im Vakuumsystem zu vermeiden. Eventuelle Lecks im Absaugsystem beeinträchtigen die Leistung der MIRS-Konsole.
- Wenn die Aspiration während der Einrichtung oder des Ansaugens unter 17 liegt, überprüfen Sie, ob der Aspirationsknopf an der Vorderseite der Konsole auf den maximalen Pegel (100) eingestellt ist, stellen Sie sicher, dass das Aspirationssystem nicht undicht ist, und vergewissern Sie sich, dass der Stickstoffzufuhrdruck korrekt ist.
- Um das Fußpedal mit der Konsole zu verbinden, stecken Sie den grauen Fußpedalstecker in die graue Buchse, bis er einrastet und in Position passt.
HINWEIS: Der Fußpedalstecker wird in einer Ausrichtung mit der Konsole verbunden und ist mit einem Schlüssel versehen. - Um das Handstück mit der Konsole zu verbinden, stecken Sie den blauen Handstückstecker in die blaue Buchse, bis er einrastet und in Position passt.
HINWEIS: Der Handstückstecker wird in einer Ausrichtung mit der Konsole verbunden und ist kodiert. - Grundieren Sie jedes Handstück, bevor Sie das System verwenden, indem Sie sterile Flüssigkeit aus einer kleinen Schüssel in die Öffnung, durch den Schlauch und das Handstück und dann in den Kanister ansaugen, um sicherzustellen, dass die Innenseite des Schlauchs und des Handstücks geschmiert wird, um Gewebeverschlüsse zu reduzieren.
- Bereiten Sie sich auf die alleinige Aspiration oder die Aspiration mit Schneiden vor, indem Sie den entsprechenden Modus auf der Vorderseite der Konsole auswählen. Starten Sie mit dem Fußpedal.
- Führen Sie die 23 G MIRS-Kanüle bis zu einer Tiefe von 2,5 mm in das Bohrloch ein.
- Starten Sie den Resektionsvorgang, indem Sie das mit der Kanüle verbundene Fußpedal betätigen. Führen Sie einen vollständigen Resektionszyklus (360°) oder länger mit dem Bedienknopf am Handstück durch.
HINWEIS: Je mehr Zyklen durchgeführt werden, desto mehr Volumen des Tumorgewebes wird reseziert. - Sobald der Resektionsprozess abgeschlossen ist, ziehen Sie die 23 G MIRS-Kanüle aus dem Gratloch und verwenden Sie 5 mL 1x PBS, um den Schlauch zu spülen und alle Rückstände zu entfernen.
- Entfernen Sie die Maus aus dem stereotaktischen Rahmen und verschließen Sie die Wunde mit einem Hefter oder 4-0 Nahtmaterial (siehe Materialtabelle).
- Legen Sie die Maus während der Genesung von der Narkose auf ein Heizkissen oder unter ein wärmendes Licht, bevor Sie sie in ihren Käfig zurückbringen.
- Nachdem das Experiment abgeschlossen ist, spülen Sie die Kanüle durch Spülung. Wechseln Sie mit gekühltem Medium und Luft ab, um das gesamte resezierte Gewebe zurück in den Sammelbehälter zu "drücken". Nehmen Sie den Auffangbehälter aus dem System und verschließen Sie ihn mit der mitgelieferten Kappe.
- Nach Abschluss des Schritts 2.12 wird die distale Spitze der Kanüle in 3% H2O2 eingelegt und mit 24-25 in Hg gesaugt, um die Saugleitung zurück in den Saugbehälter zu füllen und 60-90 s stehen zu lassen. Mit sterilen Medien spülen, die Luft und Medien intermittierend pulsieren.
- Überwachen Sie die Mäuse nach dem Eingriff auf neurologische Symptome (abnormale unregelmäßige Bewegungen oder Krampfanfälle).
