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Tiefengewebsbildgebung eines Zebrafischgehirns mit einem Drei-Photonen-Fluoreszenzmikroskop

June 17th, 2025

In This Article

Abstract

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Quelle: Hontani, Y., et al. Drei-Photonen-Fluoreszenzmikroskopie im Tiefengewebe in intakten Gehirnen von Mäusen und Zebrafischen. J. Vis. Exp. (2022)

Dieses Video zeigt den Aufbau und die Durchführung der Drei-Photonen-Bildgebung in einem anästhesierten Zebrafischgehirn. Das Protokoll ermöglicht die Visualisierung von fluoreszenzmarkierten Neuronen in der Tiefengewebe und enthüllt so die neuronale Aktivität und Struktur in Echtzeit für neurowissenschaftliche Forschungsanwendungen.

Protocol

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Alle Verfahren, an denen Tiermodelle beteiligt sind, wurden vom örtlichen institutionellen Tierpflegeausschuss und dem Tierprüfungsausschuss von JoVE überprüft.

  1. Intravitale Bildgebung im Zebrafischgehirn
    HINWEIS: Um das Fischgehirn unter der Objektivlinse richtig zu lokalisieren, wird eine CCD-Kamera (Secondary Charge-Coupled Device) auf dem gleichen Weg wie das Anregungslicht für die Weitfeldbildgebung verwendet.
    1. Richten Sie das Mikroskop ein und kalibrieren Sie die Leistung.
    2. Platzieren Sie ein Objektiv mit geringer Vergrößerung (in der Regel 4x) auf dem Mikroskop.
    3. Legen Sie die Petrischale mit dem Fisch und den Röhrchen unter das Mikroskop.
    4. Verwenden Sie eine Leuchtdiode (LED)-Lichtquelle, um die Petrischale zu beleuchten.
    5. Öffnen Sie den Kameramodus der Bilderfassungssoftware (Abbildung 1).
    6. Klicken Sie auf Live.
    7. Wählen Sie Kanal A auf der rechten Seite des Bildschirms.
    8. Passen Sie die Histogrammeinstellungen an, um das Bild deutlich zu sehen.
      HINWEIS: Diese müssen bei Bedarf aktualisiert werden.
    9. Legen Sie die Motoreinstellung an der Motorsteuerung auf Base fest.
    10. Senken Sie das Objektiv ab, bis der Fisch sichtbar ist.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Objektivlinse keinen physischen Kontakt mit dem Kopf hat.
    11. Platzieren Sie die Mitte des Fischkopfes in der Mitte des Sichtfelds.
    12. Bewegen Sie das Ziel nach oben und weg vom Fischkopf.
    13. Ersetzen Sie die Objektivlinse mit geringer Vergrößerung durch die Objektivlinse mit hoher numerischer Apertur (NA) für 3PM (Drei-Photonen-Mikroskopie).
      HINWEIS: Die Linse mit niedriger Vergrößerung und die Objektivlinse mit hoher NA müssen nicht parfokal sein, sondern müssen nahe genug sein, um sicherzustellen, dass sich der Fisch im Sichtfeld der Objektivlinse mit hoher NA befindet.
    14. Senken Sie die Objektivlinse langsam ab und stellen Sie sicher, dass das Objektiv keinen physischen Kontakt mit dem Kopf hat. Beenden Sie in der CCD-Kamerasoftware die Bewegung des Objektivs, wenn die Oberseite des Kopfes sichtbar ist. Stellen Sie die z-Position auf 0 μm ein.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass sich keine Luftblasen unter der Objektivlinse befinden, wenn Sie ein Wasserimmersionsobjektiv verwenden.
    15. Schalten Sie die LED-Lichtquelle aus und schließen Sie den dunklen Vorhang um das System.
    16. Stellen Sie die Bilderfassungssoftware auf den Multiphotonen-GG-Modus für 3P-Bildgebung ein und stellen Sie die Leistung unter der Objektivlinse auf weniger als 1 mW (mit ~1 MHz Impulswiederholrate) ein.
    17. Ändern Sie die Motoreinstellungstaste auf der Motorsteuerung von Base auf Objective.
    18. Schalten Sie das Licht im Raum aus.
    19. Schalten Sie die Photomultiplier-Röhren (PMTs) ein und öffnen Sie den Shutter der 3PM-Anregungsquelle. Stellen Sie sicher, dass aufgrund der Autofluoreszenz im Fluoreszenzsignalkanal und aufgrund des THG-Effekts des Knochens im Signalkanal der dritten harmonischen Generation (THG) ein Umriss des Knochens erscheint (Abbildung 1C).
    20. Führen Sie Bildgebung in unterschiedlichen Tiefen durch, indem Sie die Leistungsstufen erhöhen, wenn Sie tiefer fotografieren.

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Results

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Abbildung 1: Repräsentative Screenshots für die intravitale Bildgebung bei Fischen (Protokollabschnitt 1).) Ansicht des Kameramodus der Bilderfassungssoftware mit 4-fach-Objektiv. Die wichtigsten Funktionen der Software sind...

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
5% Povidon-iodAmazonNDC 67818-155-32Akzeptische Reinigung von chirurgischen Bereichen
70% EthanolThermo Fisher ScientificCAS 64-17-5Akzeptische Reinigung von chirurgischen Bereichen
AgaroseSigmaA4718-256Vorbereitung der Zebrafischkammer
Bergamo IIThorlabs Multiphoton Imaging Mikroskop
BupivacaineCornell Veterinary Care
GaAsP Amplified PMTThorlabsPMT2100PMT Detektor
Heizung (800 W)Finnex Aquarium Heizung für Zebrafischwasser)
KimwipesKimtech Laborgewebe zur Vorbereitung von Zebrafischen
Nanofil-Spritze (10 Mikrometer) mit 36-G-NadelWPINANOFIL + NF36BVSpritze und Nadel zur Injektion von Pancuroniumbromid
Peristaltische PumpeElemental ScienceESI MP2Wasserpumpe für die Einrichtung von Zebrafischen
Polyethylenschlauch (Innendurchmesser 0,58 mm, Außendurchmesser 0,965 mm.)Elemental ScienceMP2-PumpenschlauchSchlauch, der in das Maul des Zebrafisches geht
SR400Stanford Research SystemsSR400Photonenzähler
Standard Photodiode LeistungssensorThorlabsS122CLeistungsdetektor
Dünnstreifen-BoxwachsCorning Rubber Co., Inc. Halten des Schlauchs in der Zebrafischkammer
ThorImageThorlabs Bildaufnahmesoftware
Tricain (Ethyl-m-Aminobenzoat, Methansulfonat, Salz)MP103106Anästhesie und Euthanasie von Zebrafischen
Tygon-Schlauch (ID 1/16 Zoll, Außendurchmesser 1/8 Zoll)Tygon Schlauch für den Wasserfluss für die Zubereitung von Zebrafischen
VaporGuardVetEquip931401Zum Recycling von Isofluran
Vetbond Gewebekleber3M1469SBZum Verkleben des Glasfensters auf dem Mäuseschädel und zum Verkleben des Laborgewebes bei der Vorbereitung der Fische.
XLPLN25XWMP2Olympus Multiphotonen-Anregungsobjektiv

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Three Photon MicroscopyZebrafish Brain ImagingDeep Tissue ImagingFluorescent Neuron VisualizationObjective Lens AdjustmentLED Light SourceImage Acquisition SoftwarePMT Gain AdjustmentMotor Controller SettingsReal Time Neuronal Activity

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