Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Multimodale Bildgebung von Stem Cell Implantation in das zentrale Nervensystem der Mäuse

10.8K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/3906

⸱

13. Juni 2012

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratory of Experimental Hematology, University of Antwerp, 2Bio Imaging Lab, University of Antwerp

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieser Artikel beschreibt eine optimierte Abfolge der Ereignisse für multimodale Bildgebung von zellulären Transplantaten im Gehirn von Nagetieren mit: (i) In-vivo-Biolumineszenz-und Kernspintomographie, und (ii) post mortem histologische Analyse. Die Kombination dieser bildgebenden Verfahren auf einem einzigen Tier erlaubt zelluläre Transplantat Auswertung mit hoher Auflösung, Empfindlichkeit und Spezifität.

Zusammenfassung

Während der letzten zehn Jahre hat Stammzelltransplantation zunehmendes Interesse als primäre oder sekundäre therapeutische Modalität für eine Vielzahl von Krankheiten, sowohl in vorklinischen und klinischen Studien gewonnen wurden. Bis heute wurde jedoch Ergebnisse in Bezug auf funktionelle Ergebnis und / oder Geweberegeneration folgenden Stammzelltransplantation sind sehr unterschiedlich. Im Allgemeinen wird eine klinische Nutzen ohne tiefes Verständnis der zugrunde liegende Mechanismus (n) 1 beobachtet. Deshalb haben mehrere Bemühungen um die Entwicklung der verschiedenen molekularen Bildgebungsverfahren führte zur Stammzell-Transplantation mit dem Ziel, richtig einschätzen zu Überleben, Schicksal und Physiologie der aufgepfropft Stammzellen und / oder deren Mikro-Umgebung zu überwachen. Änderungen in der einen oder mehrere Parameter bestimmt durch molekulare Bildgebung beobachtet könnte zu der beobachteten klinischen Effekt stehen. In diesem Zusammenhang unsere Studien über den kombinierten Einsatz von Biolumineszenz-Imaging (BLI), Kernspintomographie (MRT) und histologische analysi konzentrierens zu bewerten Stammzell-Transplantation.

BLI wird allgemein nicht-invasiv durchgeführt Zellverfolgung und überwachen das Überleben der Zelle in der Zeit nach der Transplantation 2-7, basierend auf einer biochemischen Reaktion, bei der Zellen, die das Luciferase-Reportergen verwendet werden können, um Licht nach der Wechselwirkung mit seinem Substrat emittieren (z. B. D- Luciferin) 8, 9. MRI auf der anderen Seite ist eine nicht-invasive Technik, die klinisch anwendbare 10 ist und kann verwendet werden, um genau zu lokalisieren zelluläre Transplantate mit sehr hoher Auflösung von 11 bis 15 werden, obwohl seine Empfindlichkeit hängt stark von der Kontrast nach der Markierung von Zellen mit einem MRT-Kontrastmittel erzeugt . Schließlich ist post-mortem histologische Analyse die Methode der Wahl, um Forschungsergebnisse mit nicht-invasiven Techniken mit höchster Auflösung und Empfindlichkeit erhalten zu validieren. Außerdem Endpunkt histologische Analyse ermöglicht es uns, detaillierte phänotypische Analysen von transplantierten Zellen und / oder des umgebenden Gewebes, ba durchführenSED auf die Verwendung von fluoreszierenden Reporter-Proteine ​​und / oder direkte Markierung von Zellen mit spezifischen Antikörpern.

Zusammenfassend haben wir hier visuell demonstrieren die Komplementarität von BLI, MRT und Histologie an verschiedenen Stammzell-und / oder Umwelt-assoziierten Merkmalen nach Stammzell-Transplantation in das ZNS von Mäusen zu entwirren. Als ein Beispiel, Knochenmark-abgeleiteten Stromazellen, gentechnisch verändert, um die verstärkte grün fluoreszierende Protein (EGFP) und Glühwürmchen-Luciferase (Fluc), und markiert mit blau-fluoreszierenden Mikrometergröße Eisenoxidteilchen (MPIOs) exprimieren, wird in der gepfropft werden ZNS von immunkompetenten Mäusen und das Ergebnis wird von BLI, MRT und Histologie (Abbildung 1) überwacht werden.

Protokoll

1. Zellpräparation

  1. Die Experimente sollten initiiert mit ex vivo kultivierten Stammzell-Populationen genetisch manipuliert, um die Luciferase und eGFP Reporter-Proteine ​​zu exprimieren. Wir verwenden hier Luciferase / eGFP-Expression murinen Knochenmark abgeleiteten Stromazellen (BMSC-Luc/eGFP), wie zuvor von Bergwerf et al. 2, 5 beschrieben.
  2. Zwei Tage vor Zellmarkierung, Platte BMSC-Luc/eGFP Zellen bei einer Dichte von 8 x 10 5 Zellen pro T75 Kulturflasche in 15 ml komplett Expansion Medium (CEM) mit 1 ug / ml Puromycin ergänzt.
  3. Willkommen Zellen für 48 Stunden bei 37 ° C und 5% CO 2.
  4. Fügen Sie 5 x 10 6 gletscherblau Mikrometergröße Eisenoxid-Partikel (GB MPIO) pro ml Kulturmedium auf die wachsende Zellkultur (gesamt: 75 x 10 6 Teilchen pro 15 ml Kulturmedium in einer T75 Kulturflasche).
  5. Inkubieren Sie für 16 Stunden, um Partikel Aufnahme über Endozytose ermöglichen.
  6. Wegspülen verbleibenden Teilchenund ermöglichen Zellen für weitere 24 Stunden wachsen, um Zellkonfluenz und homogene Verteilung der GB MPIO zu erhalten.
  7. Überprüfen Partikelaufnahme visuell unter Verwendung von Fluoreszenzmikroskopie durch Zählen des Verhältnisses der eGFP + und D +-Zellen MPIO auf die Gesamtmenge der eGFP +-Zellen.
  8. Wash GB MPIO-markierten BMSC-Luc/eGFP Zellen zweimal mit 10 ml PBS und Ernten der Zellen nach Trypsin-EDTA-Behandlung (5 ml pro T75 Kulturflasche für 5 Minuten).
  9. Waschen Sie geernteten Zellen resuspendieren und bei einer Endkonzentration von 133 x 10 6 Zellen / ml in PBS.
  10. Halten Zellen auf Eis bis zur Transplantation.

2. Zellimplantation im ZNS von Mäusen

  1. Anästhesiert Mäuse durch eine intraperitoneale Injektion von einer Ketamin (80 mg / kg) + Xylazin (16 mg / kg)-Mischung.
  2. 5 Minuten warten, damit Mäuse, um einzuschlafen.
  3. Rasieren Sie mit der Maus Kopf bis zur sterilen Manipulationen zu ermöglichen.
  4. Platzieren Sie die Maus in einem stereotaktischen Rahmen.
  5. Desinfizieren, dieHaut und nass die Augen der Mäuse zu Austrocknung zu verhindern.
  6. Machen Sie eine Mittellinie Kopfhauteinschnitt, um den Schädel freizulegen, und bohren Sie ein Loch in den Schädel mit einem Dentalbohrers Grat an den angegebenen Koordinaten: 2 mm und 2 mm posterior lateral zum Bregma.
  7. Vortex die Zellsuspension kurz und saugen Sie den Zell-Suspension in der Spritze.
  8. Setzen Sie die Nadel der Spritze in einer Tiefe von 2,5 mm unter der Dura und erlauben Druckausgleich für 1 Minute.
  9. Einspritzen, 3 ul Zellsuspension (4 × 10 5 Zellen) in einer Tiefe von 2 mm unter der Dura und mit einer Geschwindigkeit von 0,70 ml / min unter Verwendung eines automatisierten Mikro-Einspritzpumpe.
  10. Warten für weitere 5 Minuten, um einen Rückfluss des eingespritzten Zellsuspension zu verhindern.
  11. Langsam einfahren Nadel und desinfizieren die Haut Grenzen vor dem Vernähen der Haut.
  12. Injizieren Sie 300 ul 0,9% NaCl-Lösung subkutan, um Austrocknung zu verhindern, und platzieren Sie die Maus unter einer Wärmelampe aus der Narkose zu erholen. Verwalten pOst-operative Analgetikum in Übereinstimmung mit institutionellen Normen.

3. In-vivo-Biolumineszenz

  1. Betäuben die Mäuse mit einem Gemisch aus 3% Isofluran und Sauerstoff.
  2. Legen Sie die Mäuse in der Photon-Imager und Anästhesie verringern Niveau auf 1,5% Isofluran und Sauerstoff.
  3. Inject 150 mg D-Luciferin pro kg Körpergewicht intravenös.
  4. Erwerben Sie auf die Grafik für 5 Minuten mit dem Photo Vision Software.
  5. Führen Bildverarbeitung mit dem M3vision Software. Quantifizierung des beobachteten Signals mit fester Regions of Interest.

4. In-vivo-Magnetic Resonance Imaging

  1. Betäuben die Mäuse mit 3% Isofluran in einem Gemisch aus O 2: N 2 O (3:7).
  2. Platzieren Sie die Mäuse in der Restrainer einer horizontalen 9,4 T MR-System zu verringern und Anästhesie auf 1% Isofluran in einem Gemisch aus O 2: N 2 O (3:7).
  3. Befeuchten Sie die Augen der Mäuse, um Dehydratisierung zu verhinderntion, legen Sie eine rektale Sonde, um die Körpertemperatur überwachen und überwachen die Atmung, indem ein Sensor der Unterseite der Maus Bauch.
  4. Pflegen Sie Atemfrequenz bei 110 ± 10 Atemzüge pro Minute und halten die Körpertemperatur konstant in einem engen Bereich von 37 ± 0,5 ° C.
  5. Legen Sie die Oberfläche HF-Spule auf der Oberseite der Maus Kopf und positionieren Sie den Mauszeiger in der Mitte des Magneten.
  6. Erwerben Sie einen Satz von 10 koronalen T2-gewichteten Spin-Echo (SE) Bilder an bestimmte anatomische Information und T2 *-gewichteten Gradientenecho (GE) Bilder zu erhalten, um Stammzell-Migration mit einer in-plane-Auflösung von 70 um 2 zu studieren. Set-Sequenz Parameter wie folgt: Repetitionszeit (TR): 500 ms, Echozeit (TE): 8 ms (GE-Sequenz) und Wiederholung (TR): 4200 ms, Echozeit (TE): 12,16 ms (SE-Sequenz); Field of View (FOV): 18x18 mm 2, Matrix: 256x256, 1 mm Schichtdicke und 1 mm Scheibe Trennung (Paravision 5.1-Software).
  7. Führen DatenverarbeitungseinrichtungVerwendung von Amira 4.0-Software.

5. Post Mortem Histologie

  1. Betäuben die Mäuse tief durch Inhalation eines Isofluoran (4%), Sauerstoff (0,5 l / min) und Stickstoff (1 l / min)-Mischung für 2 Minuten. Opfere die Mäuse durch Genickbruch.
  2. Entfernen Sie die Maus Gehirn aus dem Schädel und fixieren das Hirngewebe in 4% Paraformaldehyd in PBS für 2 Stunden.
  3. Entwässern des Hirngewebes, indem das Gehirn anschließend in verschiedenen Gradienten von Saccharose: 2 Stunden lang in 5% Sucrose in PBS, 2 Stunden lang in 10% Saccharose in PBS über Nacht in 20% Saccharose in PBS.
  4. Frieren Sie das Hirngewebe mit flüssigem Stickstoff und lagern Sie das Gewebe bei -80 ° C bis zum Schneiden.
  5. Abschnitt das Hirngewebe in 10 mu m dicke Schnitte mit Hilfe eines Kryostaten.
  6. Bildschirm ungefärbt Kryoschnitten für blaue Fluoreszenz aus den GB MPIO Partikel und grüne Fluoreszenz der eGFP exprimierenden Zellen mit einem Fluoreszenzmikroskop.
  7. Bildschirm ungefärbt Kryoschnitten fürgrün / rot Hintergrundfluoreszenz von Entzündungszellen.
  8. Führen weitere immunhistochemische und Immunfluoreszenz-Färbungen auf endogenes Zellpopulationen (zB Mikroglia, Astrozyten, T-Zellen, ...), die mit zellulären Transplantate zu identifizieren.

6. Repräsentative Ergebnisse

Wir hier visuell eine optimierte Abfolge von Ereignissen für eine erfolgreiche multimodale Bildgebung von Luciferase / EGFP-exprimierenden (Stamm-) Zellpopulationen im ZNS von Mäusen vorgestellt. Auf den ersten, mit dem beschriebenen GB MPIO Kennzeichnung Vorgehen führt zu hocheffizienten Kennzeichnung von BMSC-Luc/eGFP Zellen, die leicht überprüft werden können Fluoreszenz-Mikroskopie (Abbildung 2A). Als nächstes wird auf Pfropfung GB MPIO markierten BMSC-Luc/eGFP im ZNS von Mäusen, kann das Überleben des Transplantats durch zellulären in vivo BLI basierend auf Luciferase-Aktivität (2B) überwacht werden. Zusätzlich kann die exakte Lokalisierung der transplantierten Zellen durch in vivo beobachtet werden MRI auf der Eisengehalt der GB MPIO (Abbildung 2C) basiert. Schließlich erlaubt die histologische Analyse Validierung der Ergebnisse durch BLI und MRT erhalten. Stabile Überleben wurde durch eine stabile eGFP-Expression mit der Zeit (2D) bestätigt. Dafür Kolokalisation von eGFP-exprimierenden Zellen mit blau fluoreszierenden MPIO erlaubt die exakte Bestimmung der Lokalisation und das Überleben der transplantierten Zellen. Darüber hinaus reduziert diese doppelte Fluoreszenzmarkierung der Stammzellen die Möglichkeit zu falsch positiven Ergebnissen auf Hintergrundfluoreszenz durch Entzündungszellen 5 erstellten Basis zu beobachten.

figure-protocol-1
1. Übersicht der Bearbeitungsreihenfolge

  1. Zellmarkierung: BMSC-Luc/eGFP werden mit 5 x 10 6 GB MPIO Partikel pro ml Kulturmedium beschriftet. Nach 16 Stunden Inkubation und einem folgenden Ruhezeit von 24 Stunden werden die Zellen für geerntetintrazerebraler Implantation.
  2. Zell-Implantation: GB MPIO beschriftet BMSC-Luc/eGFP im Gehirn der Maus werden an den folgenden Koordinaten aufgepfropft: Bregma -2 mm, 2 mm rechts von der Mittellinie und 2 mm unter Dura.
  3. In vivo BLI: Nach intravenöser Gabe von 150 mg D-luciferin/kg Körpergewicht wurde das erzeugte Licht während 5 Minuten mit dem Photon Imager erworben.
  4. In-vivo-MRT: Ein Satz von 10 koronalen T2-gewichteten Spin-Echo (SE) Bilder und T2 *-gewichteten Gradientenecho (GE) Bilder mit einem in-plane-Auflösung von 70 um 2 erworben wurden. Sequence Parameter waren wie folgt: Repetitionszeit (TR): 500 ms, Echozeit (TE): 8 ms (GE-Sequenz) und Wiederholung (TR): 4200 ms, Echozeit (TE): 12,16 ms (SE-Sequenz); Field of View (FOV): 18x18 mm 2, Matrix: 256x256, 1 mm Schichtdicke und 1 mm Scheibe Trennung.
  5. Post-mortem-Histologie: 10 um dicke Gefrier wurden für eGFP exprimierenden und blau fluoreszierend markierten BMSC u abgeschirmtsingen ein Fluoreszenzmikroskop.

figure-protocol-2
Abbildung 2. Multimodale Bildgebung von Stammzell-Transplantate

  1. Direkte Immunfluoreszenz-Mikroskopie von Glacial blau (GB) MPIO BMSC-Luc/eGFP beschriftet.
  2. In vivo BLI von Mäusen mit 4x10 5 eingespritzt GB MPIO beschriftet BMSC-Luc/eGFP Zellen in Woche 1 und Woche 2 nach der Implantation. Die statistische Analyse der erfassten Signale BLI in Woche 1 und Woche 2 nach der Implantation. Die Daten werden als durchschnittliche Anzahl der Photonen pro Sekunde pro Steradiant pro Quadratzentimeter (ph / s / sr / cm 2) von einem 5-Minuten-Zeitraum ausgedrückt + / - Standardfehler von einem festen region of interest in Mäusen zeigen eine klare BLI-Signal berechnet an der Injektionsstelle.
  3. Koronare zweidimensionalen MRT GB MPIO beschriftet BMSC-Luc/eGFP (linkes Bild: (i) T2-gewichteten Spin-Echo-Bild und (ii) T2 *-gewichteten Gradienten-Echo-Bild) und unmarkierter BMSC-Luc / eGFP (rechtes Bild: (iii) T2-gewichteten Spin-Echo-Bild und (vi) T2 *-gewichteten Gradienten-Echo-Bild) Transplantate im Gehirn der Maus.
  4. Die histologische Analyse der GB MPIO beschriftet BMSC-Luc/eGFP Implantate in Woche 2 nach der Implantation. (I) direkte Immunfluoreszenz-Analyse zur Lokalisation von eGFP-exprimierende und GB MPIO beschriftet BMSC-Luc/eGFP Transplantate. (Ii) Starke Vergrößerung anzeigen: (i). (Iii) Immunfluoreszenzfärbung für GFAP-Antigen, die die Entwicklung von Astrozyten Narbengewebe in der Umgebung der GB MPIO markierten BMSC-Luc/eGFP. (Vi) Immunfluoreszenzfärbung für Iba-1-Antigen, was anzeigt, die Invasion und Umgebung GB MPIO markierten BMSC-Luc/eGFP durch Mikroglia.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

In diesem Bericht beschreiben wir ein optimiertes Protokoll für die Kombination aus drei sich ergänzenden bildgebenden Verfahren (BLI, MRT und Histologie) für eine detaillierte Charakterisierung der zellulären Implantaten im ZNS von immunkompetenten Mäusen. Eine Kombination von Reportergen Markierung von Zellen, auf genetische Modifikation mit der Reportergene Luciferase und eGFP, und eine direkte Markierung von Zellen mit GB MPIO basiert, führt zu einer genauen Beurteilung der Stammzellläppchen in vivo.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, in keinem Interessenkonflikt.

Danksagungen

Die Autoren Arbeit wurde durch Forschungsgelder ID-BOF 2006 von der Universität Antwerpen (PPO gewährten und AVDL), durch Forschungsförderung und G.0136.11 G.0130.11 (gewährten AVDL, ZB und PPO) und 1.5.021.09 unterstützt. N.00 (gewährten PPO) des Fonds für wissenschaftliche Forschung-Flandern (FWO-Vlaanderen, Belgien), SBO Forschungsstipendium IWT-60838: BrainStim der Flämischen Institut für Wissenschaft und Technologie (gewährten ZB und AVDL), in Teil von einem Methusalem Forschungsstipendium von der flämischen Regierung (gewährten ZB), zum Teil von EC-FP6-NoE DiMI (LSHB-CT-2005 bis 512146), EG-FP6-NoE Emil (LSHC-CT-2004-503569) , und von der Interamerikanischen Universität Attraktion Polen IUAP-NIMI-P6/38 (gewährten AVDL). Nathalie De Vocht promovierte-Stipendium von der FWO-Vlaanderen. Peter Ponsaerts ist ein Post-Doktorand des FWO-Vlaanderen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Name des Reagenzes Firma Katalog-Nummer Kommentare
IMDM Lonza BE12-722F Komponente der Zelle Wachstumsmedium CEM
Fötales Rinderserum Gibco 10270-106 Komponente der Zelle Wachstumsmedium CEM
Pferdeserum Gibco 1605-122 Komponente der Zelle Wachstumsmedium CEM
Penicillin-Streptomycin Gibco 15140 Komponente der Zelle Wachstumsmedium CEM
Fungizone Gibco 15290-018 Komponente der Zelle Wachstumsmedium CEM
PBS Gibco 14190
Puromycin Invivogen ant-PR-1
Trypsin Gibco 25300
GB MPIO Bangs Laboratories ME04F/7833
D-Luciferin Promega E1601
Ketamin (Ketalar) Pfizer
Xylazin (Rompun) Bayer Health Care
Isofluran Isoflo 05260-05
0,9% NaCl-Lösung Baxter
Paraformaldehyd Merck 1.04005.1000
Saccharose Applichem A1125
Micro-Einspritzpumpe KD wissenschaftlichen KDS100
Photon-Imager Biospace Lab
9,4 T MR-Scanner Bruker Biospin Biospec 94/20 USR
BX51 Mikroskop Olymp BX51
Mycrom Kryostat HM Prosan HM525
Spritze Hamilton 7635-01
30-Gauge-Nadel Hamilton 7762-03
Photo Vision-Software Biospace Lab
M3vision Software Biospace Lab
Paravision 5.1-Software Bruker Biospin
Amira 4.0-Software Visage Imaging

Referenzen

  1. Rodriguez-Porcel, M., Wu, J. C., Gambhir, S. S. Molecular imaging of stem cells. , (2008).
  2. Bergwerf, I., De Vocht, N., Tambuyzer, B. Reporter gene-expressing bone marrow-derived stromal cells are immune-tolerated following implantation in the central nervous system of syngeneic immunocompetent mice. BMC Biotechnol. 9, 1(2009).
  3. Bergwerf, I., Tambuyzer, B., De Vocht, N. Recognition of cellular implants by the brain's innate immune system. Immunol. Cell Biol. 89, 511-516 (2011).
  4. Bradbury, M. S., Panagiotakos, G., Chan, B. K. Optical bioluminescence imaging of human ES cell progeny in the rodent CNS. J. Neurochem. 102, 2029-2039 (2007).
  5. De Vocht, N., Bergwerf, I., Vanhoutte, G. Labeling of Luciferase/eGFP-Expressing Bone Marrow-Derived Stromal Cells with Fluorescent Micron-Sized Iron Oxide Particles Improves Quantitative and Qualitative Multimodal Imaging of Cellular Grafts In Vivo. Mol Imaging Biol. , (2011).
  6. Reekmans, K., Praet, J., Daans, J. Current Challenges for the Advancement of Neural Stem Cell Biology and Transplantation Research. Stem Cell Rev. , (2011).
  7. Reekmans, K. P., Praet, J., De Vocht, N. Clinical potential of intravenous neural stem cell delivery for treatment of neuroinflammatory disease in mice. Cell Transplant. 20, 851-869 (2011).
  8. Contag, C. H., Bachmann, M. H. Advances in in vivo bioluminescence imaging of gene expression. Annu. Rev. Biomed. Eng. 4, 235-260 (2002).
  9. Sadikot, R. T., Blackwell, T. S. Bioluminescence imaging. Proc. Am. Thorac. Soc. 2, 511-540 (2005).
  10. Sykova, E., Jendelova, P., Herynek, V. MR tracking of stem cells in living recipients. Methods Mol. Biol. 549, 197-215 (2009).
  11. Daadi, M. M., Li, Z., Arac, A. Molecular and magnetic resonance imaging of human embryonic stem cell-derived neural stem cell grafts in ischemic rat. 17, 1282-1291 (2009).
  12. Heyn, C., Ronald, J. A., Ramadan, S. S. In vivo MRI of cancer cell fate at the single-cell level in a mouse model of breast cancer metastasis to the brain. Magn. Reson. Med. 56, 1001-1010 (2006).
  13. Hoehn, M., Kustermann, E., Blunk, J. Monitoring of implanted stem cell migration in vivo: a highly resolved in vivo magnetic resonance imaging investigation of experimental stroke in rat. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 99, 16267-16272 (2002).
  14. Jendelova, P., Herynek, V., DeCroos, J. Imaging the fate of implanted bone marrow stromal cells labeled with superparamagnetic nanoparticles. Magn. Reson. Med. 50, 767-776 (2003).
  15. Modo, M., Mellodew, K., Cash, D. Mapping transplanted stem cell migration after a stroke: a serial, in vivo magnetic resonance imaging study. Neuroimage. 21, 311-317 (2004).
  16. Boutry, S., Brunin, S., Mahieu, I. Magnetic labeling of non-phagocytic adherent cells with iron oxide nanoparticles: a comprehensive study. Contrast Media Mol. Imaging. 3, 223-232 (2008).
  17. Mailander, V., Lorenz, M. R., Holzapfel, V. Carboxylated superparamagnetic iron oxide particles label cells intracellularly without transfection agents. Mol Imaging Biol. 10, 138-146 (2008).
  18. Modo, M., Hoehn, M., Bulte, J. W. Cellular MR imaging. Mol. Imaging. 4, 143-164 (2005).
  19. Hinds, K. A., Hill, J. M., Shapiro, E. M. Highly efficient endosomal labeling of progenitor and stem cells with large magnetic particles allows magnetic resonance imaging of single cells. Blood. 102, 867-872 (2003).
  20. Shapiro, E. M., Sharer, K., Skrtic, S. In vivo detection of single cells by MRI. Magn. Reson. Med. 55, 242-249 (2006).
  21. Shapiro, E. M., Skrtic, S., Sharer, K. MRI detection of single particles for cellular imaging. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 101, 10901-10906 (2004).
  22. Crabbe, A., Vandeputte, C., Dresselaers, T. Effects of MRI contrast agents on the stem cell phenotype. Cell Transplant. 19, 919-936 (2010).
  23. Szarecka, A., Xu, Y., Tang, P. Dynamics of firefly luciferase inhibition by general anesthetics: Gaussian and anisotropic network analyses. Biophys. J. 93, 1895-1905 (2007).
  24. Keyaerts, M., Heneweer, C., Gainkam, L. O. Plasma protein binding of luciferase substrates influences sensitivity and accuracy of bioluminescence imaging. Mol. Imaging. Biol. 13, 59-66 (2011).
  25. Keyaerts, M., Verschueren, J., Bos, T. J. Dynamic bioluminescence imaging for quantitative tumour burden assessment using IV or IP administration of D: -luciferin: effect on intensity, time kinetics and repeatability of photon emission. Eur. J. Nucl. Med. Mol. Imaging. 35, 999-1007 (2008).
  26. Zhang, Y., Bressler, J. P., Neal, J. ABCG2/BCRP expression modulates D-Luciferin based bioluminescence imaging. Cancer Res. 67, 9389-9397 (2007).
  27. Brightwell, G., Poirier, V., Cole, E. Serum-dependent and cell cycle-dependent expression from a cytomegalovirus-based mammalian expression vector. Gene. 194, 115-123 (1997).
  28. Grassi, G., Maccaroni, P., Meyer, R. Inhibitors of DNA methylation and histone deacetylation activate cytomegalovirus promoter-controlled reporter gene expression in human glioblastoma cell line U87. Carcinogenesis. 24, 1625-1635 (2003).
  29. Krishnan, M., Park, J. M., Cao, F. Effects of epigenetic modulation on reporter gene expression: implications for stem cell imaging. FASEB J. 20, 106-108 (2006).
  30. Svensson, R. U., Barnes, J. M., Rokhlin, O. W. Chemotherapeutic agents up-regulate the cytomegalovirus promoter: implications for bioluminescence imaging of tumor response to therapy. Cancer Res. 67, 10445-10454 (2007).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

StammzelltransplantationBiolumineszenz-ImagingMagnetresonanztomographiehistologische AnalyseKnochenmarkstromazellenfluoreszierende eisenoxidhaltige Partikel in MikrometergrößeEGFP-Luciferase-ExpressionImplantation in das Gehirn von Mäusenstereotaktisches Injektionsverfahrenpostmortale histologische Validierung
Multimodale Bildgebung von Stem Cell Implantation in das zentrale Nervensystem der Mäuse
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.