Alle Verfahren in diesem Artikel beschrieben, wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien und Vorschriften des Landesamt für Gesundheit und Soziales, Berlin, Deutschland durchgeführt.
Pre-chirurgische Eingriffe
1. Herstellung von Monofilen
- Zur Herstellung der intraluminalen Filamenten wurden 8-0 Nylonmonofilament Nähte verwendet und wurden auf eine Länge von je 13 mm geschnitten.
- Für die Beschichtung der Monofile wurde Xantopren M Schleimhaut (Heraeus Kulzer GmbH, Hanau, Deutschland), indem Sie einen Tropfen Aktivator-Lösung (Activator, Universal plus, Heraeus Kulzer GmbH, Hanau, Deutschland) verwendet aktiviert.
- Das Monofilament wurde langsam durch das Silikon gezogen, bis es vollständig damit bedeckt. Auf diese Weise würde das Monofilament gleichmäßig mit Silikon abgedeckt werden. Vermeiden Sie zu lange warten, weil die aktiviert Beschichtungsmaterial wird fest und trocken schnell.
- Bevor das Silikon zu erstarren beginntEmpfiehlt es abzustreifen übermäßige Silikon von der Wendel durch Ziehen über ein Blatt Papier. Auf diese Weise kann die Silikonschicht aus einer ungefähren Dicke von 200 um verdünnt werden.
- Die Basis des Silikon-covered Monofilament wurde in Knetmasse stecken in Ordnung, lassen Sie es über Nacht trocknen.
Anmerkung: Im Idealfall nur sterilisiert oder desinfiziert mindestens Monofilamente verwendet, um die Sterilität an der Operationsstelle zu gewährleisten. In der Praxis ist die Sterilisation oder Desinfektion der Hand-made monofilaments sehr schwierig, weil die Qualität der Monofile 9 verschlechtern kann. Daher kann es bevorzugt sein, im Handel erhältlich sterile Monofilamente zu verwenden.
2. Herstellung von chirurgischen Instrumenten und der Tiere
- Alle chirurgischen Instrumente wurden in 70% igem Ethanol erhalten. Zusätzlich vor jeder neuen Operation wurden alle chirurgischen Instrumenten sorgfältig eine gereinigtend desinfiziert mit 70% igem Alkohol.
- Der OP-Bereich wurde gründlich desinfiziert unter Verwendung von 70% igem Alkohol bei allen Tieren vor Durchtrennung. Die desinfiziert Websites durften vollständig, bevor Sie die Schnitte trocknen. Zusätzliche Clipping des Fells wurde nicht durchgeführt, da dies microabrasions und nachfolgende Entzündungen der Haut verursachen können 9.
Chirurgische Verfahren
3. Die Positionierung der Probe und LDF LDF Überwachung
- Für die Induktion der Anästhesie wurden die Mäuse mit einem Gasgemisch, bestehend aus 30% Sauerstoff, 70% N 2 O und 2,5% Isofluran mit einem Verdampfer ausgesetzt. Für die Wartung der Anästhesie wurde Isofluran-Konzentration auf 1,5% reduziert. Die Mäuse wurden spontan atmenden über Atemmaske während des chirurgischen Eingriffs.
- Eine rektale Temperatursonde wurde eingesetzt und Mäusen wurden dem stereotaktischen Rahmen Aussetzen des parietalen Kopf fixiert. Während der Operation wurden die Mäuse auf ein ruhtThermostat gesteuerte Heizkissen, wodurch eine konstante Kerntemperatur von 37,0 ± 0,5 ° C. Eine sagittale Mittellinienschnitt (~ 1 cm Länge) wurde durchgeführt, um die parietal Schädel freizulegen.
- Die linke Seite des Schädels wurde sorgfältig seziert und eine faseroptische Sonde wurde direkt auf den Schädel 2 mm und 5 mm kaudal lateral von Bregma mit Sekundenkleber fixiert. Danach wurden Wundränder sorgfältig auf Gehirn Hypothermie sowie Infektionen zu vermeiden.
- Die Maus wurde um die ventrale Seite des Halses gedreht freizulegen. Die faseroptische Sonde wurde der LDF Gerät (Periflux System 5000, Perimed, Järfälla, Schweden) über Verbindungsleitungen Sonde Adapter (; Järfälla, Schweden Master-Probe 418-1, Perimed) verbunden.
Kommentar: Drehen Sie die Maus um, die faseroptische Sonde sollte mit Vorsicht gebogen werden, um zu vermeiden, dass es bricht aus dem Schädel.
- Die LDF Gerät wurde an einen Laptop angeschlossen comComputer. Kontinuierliche Aufzeichnung von LDF-Werte wurde eingeleitet mit PeriSoft für Windows (Version 2.50, Järfälla, Schweden). Abbildung 1 zeigt den mittleren Verlauf von zehn CBF LDF Aufnahmen während BCCAO und Reperfusion erhalten.
4. Bilaterale Arteria carotis communis Occlusion
- Die Narkose wurde aufrechterhalten, wie in 3.1 beschrieben. Maus wurde auf den Rücken gelegt. Den Schwanz des Tieres und Pfoten wurden dem Heizkissen mit Klebeband fixiert. Eine sagittale ventralen Mittellinienschnitt (~ 1cm Länge) durchgeführt wurde.
- Beide mundwässernden Drüsen wurden sorgfältig getrennt und mobilisiert werden, um die zugrunde liegende CCA visualisieren.
- Sowohl CCA wurden sorgfältig von den jeweiligen Vagus Nerven und Begleitvenen ohne Schädigung dieser Strukturen getrennt. Manipulationen des Vagus-Nerven vielleicht vorübergehende oder dauerhafte Funktionsstörung des parasympathischen Nervensystems, die das Potenzial für das Auftreten von signifikanten kardialen arr hat dazu geführt,hythmia oder sogar irreversible Herzstillstand. Daher ist es wichtig, keine Manipulationen der Vagus-Nerven zu vermeiden. Eine lockere 5-0 Seidenfaden Schleife wurde um jeden CCA gemacht.
- Ein kleiner Silikonschlauch (Durchmesser 2 mm) wurde zwischen dem CCA und die Seidenfäden auf jeder Seite eingefügt. Dieser Schlauch wurde als Schienung des CCA verwendet werden, um Beschädigung der Gefäßwand zu vermeiden, wenn die Nähte wurden angezogen (Fig. 4).
- Sowohl CCA wurden für eine Minute durch Anziehen der Seidenfäden verschlossen. Nur Mäuse, in denen die LDF Signal auf <10% des Ausgangswertes Signal reduziert wurde, wurden in die Studie eingeschlossen. Nach Wiedereröffnung der beiden CCA wurde ein 5 Minuten Reperfusionsperiode eingeleitet. Durch LDF eine komplette Reperfusion wurde sichergestellt. Tiere mit unvollständiger Reperfusion (dh <90% für die Verwertung von CBF im Vergleich zum Ausgangswert CBF) wurden ausgeschlossen. Die Sequenz von einer Minute und fünf Minuten BCCAO Reperfusion wurde zweimal für insgesamt BCCAO durati wiederholtauf der 3 min. Abbildung 1 zeigt den mittleren Verlauf von zehn CBF LDF Aufnahmen während BCCAO und Reperfusion erhalten. Während des Verfahrens, ist es empfehlenswert, um den Hals gewickelt nass mit physiologischer Kochsalzlösung.
- Nach der letzten Reperfusion wurden alle Rohre und Nahtmaterial sowie die faseroptische Sonde, die an dem Schädel entfernt, die Wunden vernäht und Lidocain Salbe (Xylocain 2%; AstraZeneca GmbH, Wedel, Deutschland) wurde wiederholt, um die Wunden angewendet wie für erforderlich analgetische Management.
- Die Mäuse wurden in eine vorgewärmte übertragen (30 ° C) Rückgewinnungskasten (MediHEAT. PecoServives Ltd Brough, Cumbria, UK), bis sie komplett das Bewusstsein wiedererlangt hatte. Danach wurden die Mäuse auf ihre Tierkäfige zurückgegeben.
5. Middle Cerebral Artery Occlusion
- Die Mäuse wurden wieder anästhesiert wurde ein rektalen Temperaturfühler eingefügt und die Mäuse wurden auf einem Heizkissen angeordnet, um die ventrale Seite des Halses freizulegen. Danach w sieere, werden wie im BCCAO Abschnitt beschrieben.
- Eine permanente Ligatur mit einem langen 7-0 Seidenfaden wurde um den linken proximalen CCA gemacht und der Faden wurde sanft kaudal mit einem Moskito-Klemme (Abbildung 4) gezogen.
- Eine weitere dauerhafte Ligatur um die linke äußere Halsschlagader (ECA) und der Faden auf der rechten Seite des Tieres gezogen (Fig. 4).
- Bindegewebe rund um den linken ICA wurde vorsichtig mobilisiert und die Hypoglossus wurde leicht angehoben, um einen guten Überblick über den Verlauf des distalen ICA erhalten. Die linken ICA biegt nach links, während die pterygopalatina Arterie (PPA) folgt dem Verlauf des proximalen ICA nach rechts (Abbildung 4).
Kommentar: Es ist eine andere Arterie identifiziert, die sich auf der rechten Seite in Richtung Schwanzflosse werden. Dies ist die A. occipitalis, die variabel stammt entweder aus dem CCA Bifurkation oder von der proximal Teil der ECA (Abbildung 4).
- Eine lose Fadenschleife wurde um den proximalen ICA unter Verwendung eines 5-0 Seidenfaden.
- Mit einem kleinen microvascular Klemme wurde die ICA vorübergehend distal der 5-0 lose Fadenschleife (Abbildung 4) verschlossen.
- Ein kleiner Einschnitt in dem distalen Teil des CCA CCA kurz vor der Verzweigung mit mikrovaskulären Schere (Abbildung 4).
- Eine vorgewählte Silikon bedeckten Monofilament wurde in der CCA über den kleinen Schnitt eingeführt und dann in den ICA, bis es an der mikrovaskulären Klemme (Abbildung 4) gestoppt.
- Die microCLAMP wurde vorsichtig von der ICA entfernt, während das Monofilament wurde tiefer in den ICA vorgeschoben, bis sie (Fig. 4) gestoppt. Kommentar: An dieser Stelle, drehen die Zange in der linken Hand, so dass Sie nicht halten es wie ein Stift. Dies hilft, den Faden mit der Pinzette leichter greifen.Die Gefäßklemme-Applikator sollte in der rechten Hand gehalten werden. Es könnte notwendig sein, ziehen Sie die losen fast 5-0 Naht um die ICA, um Blutungen aus dem Einschnitt Seite zu verhindern.
- Die genaue Lage des Monofils Spitze identifiziert wurde, um zu überprüfen, ob es in der ICA und nicht in den PPA vorgeschoben wurde. Wenn das Monofilament Spitze in der proximalen PPA eingeführt wurde, wurde das Filament leicht wieder kurz vor dem ICA / PPA Bifurkation gezogen. Es wurde versucht, das Monofilament in die ICA wieder vorrücken, während leichtes Ziehen der proximalen ICA ein bisschen auf der rechten Seite. Damit war der natürliche Verlauf des distalen ICA simulierten macht es einfacher, die ICA zugreifen.
- Nachdem das Monofilament in die ICA vorgeschoben wurde fast vollständig, wurde das lose 5-0 Fadenschleife um den proximalen ICA angezogen werden, um den Faden zu fixieren. Danach wurden alle Seidenfäden verkürzt und die Haut Wunde wurde genäht.
- Der Flüssigkeitsverlust während der Operation wurde ReplenIshed durch die Injektion von 1,0 ml Kochsalzlösung ip Danach wurde die Maus auf den vorgewärmten Erholung Box übertragen, bis sie vollständig das Bewusstsein wiedererlangte.
- Für Reperfusion wurden die Mäuse erneut narkotisiert und das Monofilament wurde nach vorsichtiges Lösen der 5-0 Seidenfaden um den proximalen ICA entfernt. Danach wurde die 5-0 Naht wieder vorsichtig angezogen werden, um Blutungen zu verhindern.
- Nach Bestätigung der vollständigen Hämostase wurde die Wunde am Hals genäht.
- Lidocain Salbe wurde wiederholt lokal auf die Haut aufgetragen, wie zur Schmerzlinderung erforderlich, und die Maus wurde auf die vorgewärmten (30 ° C) übertragen Rückgewinnungskasten bis es komplett das Bewusstsein wiedererlangte.
- Als ein erster Hinweis für eine erfolgreiche MCAO Verfahren, im Uhrzeigersinn kreisen des Tieres beobachtet wurde. Die Schwere der funktionellen Defizit wurde mit Hilfe der Bederson Punktzahl für Mäuse 10 modifiziert. Nach diesem modifizierten Bederson Punktzahl, neurologischen Scores wir0 (normal Motorik), 1 (Beugung des Rumpfes und kontralateralen Vorderbein, wenn die Maus am Schwanz aufgehoben wurde), 2 (kreisen um der Gegenseite, wenn die Maus am Schwanz wurde auf eine flache Oberfläche gehalten, aber normal: wie folgt gestaffelt neu Haltung at rest), 3 (lehnt an der Gegenseite in Ruhe) und 4 (keine spontane motorische Aktivität oder tot).
6. BCCAO Sham Surgery
Für BCCAO Schein Verfahren wurden die Mäuse narkotisiert für die Dauer von einem echten PC BCCAO Verfahren wurden die Drüsen Speichelfluss mobilisiert und die CCA ausgesetzt waren. Es ist entscheidend, dass die direkte Manipulationen an den Halsschlagadern oder Vagus Nerven während Schein-Verfahren vermieden werden. Manipulationen des CCA beschädigen können seine Endothelschicht, das kann zu einer Freisetzung von vasoaktiven Verbindungen aus Endothel oder induzieren lokale Thrombose im arteriellen Lumen führen. Als Konsequenz daraus könnten thromboembolischer Ereignisse nach Schein-Operation auftreten. Dies wäre ein wichtiger Confounder von th werdene Verfahren. Auf der anderen Seite könnte Manipulationen der vagale Nerven vorübergehende oder dauerhafte Funktionsstörung des parasympathischen Nervensystems, welche das Potential für das Auftreten von signifikanten Herzrhythmusstörungen oder sogar irreversible Herzstillstand führt. Daher ist es wichtig, keine Manipulationen der vagale Nerven während BCCAO vermeiden.
Post-chirurgischen Eingriffen
7. Infarktvolumen Messungen
Für die Beurteilung der Infarktgrößen überlebten Mäuse für 72 Stunden nach MCAO. Danach waren tief narkotisierten Tiere, Gehirne entnommen, schockgefroren in methylbutan, geschnitten und gefärbt mit Hämatoxylin (mit Papanicolau dem Protokoll) für Infarktvolumen Messungen. Gehirn Schnitte wurden bei 600 um-Intervallen und Infarkt Bände gesammelt wurden unter Verwendung eines Bildanalysator (MCID Kern 7.0 Rev.2.0, GE Healthcare Niagara Inc) und korrigiert bei Ödemen nach der Methode von Lin et al. 7,11 .
8. Einschlusskriterien
Wir enthalten nur Tiere, die eine LDF-gemessenen CBF Reduzierung um mehr als 90% in jedem der drei BCCAO Folgen hatte. Idealerweise sollte LDF Überwachung in beiden Hemisphären während BCCAO durchgeführt werden. Für Praktikabilität, führten wir LDF Überwachung nur in der linken Hemisphäre, die unterworfen später MCAO werden. Dieser Ansatz hat sich vor 6,12 beschrieben worden. Reperfusion nach jedem BCCAO Folge war erforderlich, um vollständig sein (dh Rückkehr zu den Ausgangswerten). Aus Gründen der Verkürzung der Dauer Mäusen unter Narkose gehalten wurden, haben wir nicht überwachen CBF während MCAO Chirurgie. In einer Pilotstudie mit einer separaten Gruppe von Tieren, aber wir überwacht CBF durch LDF während MCAO Chirurgie. In dieser Gruppe von Mäusen, setzen wir konsequent gemessen eine Reduktion von 90% CBF im Vergleich zum Ausgangswert vor CCA Okklusion. Zusätzlich nach der Entfernung von Monofilamenten CBF zurückgewonnen, um> 90% des jeweiligenBaseline-Werte nach CCA Okklusion. Diese LDF Kriterien sind in der Literatur und Ergebnis in Einklang Infarkt Bände 7 etabliert. Wir haben nur Tiere, die enthalten ein Bederson Punktzahl von mindestens 1 nach Erwachen aus der Narkose nach MCAO hatte. Darüber hinaus zeigten die Tiere nur für 72 Stunden nach MCAO und welche überlebt keine Anzeichen von intrakraniellen Blutungen in der Studie enthalten waren.