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Methodenartikel

In situ Quer Bauchmuskel myokutane Flap: Eine Ratte Modell myokutane Ischämie Reperfusion Injury

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DOI:

10.3791/50473

⸱

8. Juni 2013

 ,  , 
1Department of Surgery, Royal Infirmary of Edinburgh, 2Department of Nephrology, Royal Infirmary of Edinburgh

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Kostenloser Transfer Gewebe ist weit verbreitet in der rekonstruktiven Chirurgie eingesetzt, um Form und Funktion nach onkologischen Resektion und Trauma wiederherzustellen. Vorbehandlung dieses Gewebe vor der Operation verbessern kann Ergebnis. Dieser Artikel beschreibt ein In situ Quer Rektusabdominis myokutane Klappe (TRAM) bei Ratten als Mittel zum Testen Vorkonditionierung Strategien.

Zusammenfassung

Kostenloser Transfer Gewebe ist der Goldstandard der rekonstruktiven Chirurgie, um komplexe Defekte nicht zugänglich lokale Optionen oder all diejenigen, die Verbund-Gewebe zu reparieren. Ischämie Reperfusionsschaden (IRI) ist eine bekannte Ursache von partiellen freien Lappen Ausfall und hat keine wirksame Behandlung. Aufbau einer Labor-Modell dieser Verletzung kann sowohl als kostspielig erweisen. Finanziell größeren Säugetieren herkömmlich verwendet werden und in das Know-how erforderlich, durch die technische Schwierigkeit dieser Verfahren erfordert in der Regel den Einsatz eines erfahrenen Mikrochirurgen Diese Publikation und Video zeigen den effektiven Einsatz eines Modells der IRI in Ratten, die nicht erforderlich ist mikrochirurgische Expertise. Dieses Verfahren ist ein in situ Modell einer quer abdominis myokutane (TRAM) Klappe, wo atraumatische Klemmen verwendet werden, um die Ischämie-Reperfusion mit dieser Operation verbunden reproduzieren. Ein Laser-Doppler-Imaging (LDI)-Scanner eingesetzt wird, um die Klappe Perfusion und Bildverarbeitung softwa beurteilenre, Bild J Prozentbereich Haut Überleben als primärer Endpunkt der Verletzung zu beurteilen.

Einleitung

Das Ziel dieses Protokolls ist es, ein sicheres und reproduzierbares Modell der Ischämie-Reperfusion im freien Gewebetransfer beobachtet zu ermöglichen interventionelle Strategien untersucht werden demonstrieren.

Kostenlose Gewebe Transfer wird als vaskuläre Ablösung eines isolierten Block von Gewebe durch autologe Transplantation von diesem Gewebe mit Anastomose der Klappe die durchtrennten Gefäße nativen Gefäße beim Empfänger Website gefolgt definiert. Das Verfahren wird als FTT bekannt und das Gewebe an als freie Klappe übertragenen Sinne.

Kostenloser Transfer Gewebe ist der Gold-Standard-Ansatz zur Korrektur von komplexen, zusammengesetzten Defekte wo lokale Optionen sind nicht geeignet oder nicht verfügbar. 1-4 Ischämie Reperfusionsschaden (IRI) ist im freien Gewebetransfer unvermeidlich, trägt zum Scheitern 5,6 flattern und hat keine eine wirksame Behandlung. Das Wahlfach Natur freien Lappen Operationen ermöglicht Verabreichung von pharmakologischencal Agents Voraussetzung gegen IRI.

IRI zu einer Beeinträchtigung der Strömung durch die Mikrozirkulation durch endotheliale Aktivierung und Stoffwechselstörungen, erhöhte sich um 7 Kapillarpermeabilität und anschließende interstitielle Ödem 7, Zustrom von Entzündungszellen, 8 Freisetzung von Entzündungsmediatoren, reaktive Sauerstoffspezies 9 und Ergänzung Abscheidung. 10 Dieser komplexe Prozess der Hypoxie und anschließende Reperfusion letztlich zum Zelltod führt. Ein Modell myokutane IRI ermöglicht die Wirksamkeit der Vorbehandlung Strategien auf die klinischen Ergebnisse zu bewerten. Neuere Arbeiten haben die Verwendung von Tiermodellen der IRI Studien als Ersatz für menschliche IRI durch den Vergleich der molekularen Veränderungen in menschlichen Probanden und bestehende Daten aus Tierversuchen beobachtet validiert. 10,11

Die Ratte quer rectus abdominis myokutane (TRAM) Klappe wurde erstmals 1987 in Deutsch und 12 im Jahr 1993 beschrieben13 in Englisch. Dieses Modell hat große Popularität 13-25 als eine billige, robuste Ausführung, verschiedene Strategien zu untersuchen, um zu reduzieren IRI mit kostenfreiem Transfer Gewebe verbunden. 14,17-22 Die Mehrheit dieser Studien als unipedicled TRAM Klappen auf dem tiefen, inferior Basis entwickelt wurden, . und unterschiedliche Längen der postoperativen Follow-up (2 - 10 Tage) - epigastric Gefäßstiel 15-18,20-22 Vergleich der Daten aus diesen Studien wird durch die Verwendung von unterschiedlich großen Inseln kutane (30 cm 2 10.5) kompliziert. Die durchschnittliche Gesamtanteil Bereich Lappennekrose in der Kontrollgruppe dieser Studien beträgt 69 ± 6,2% (Mittelwert ± SEM). Es sollte angemerkt werden, dass diese sechs Papiere verwenden alle die gerade Bauchmuskel als Träger für die Gefäßstiel aber nicht aussetzen, dividieren und microanastomose oder klemmen Sie die Schiffe werden. Zhang et al. Haben 23 eine echte, freie Ratte TRAM-Lappen auf den überlegenen epigastrischen Gefäße Basis beschrieben, in denen die fRunden wurden angehoben, Gefäße aufgeteilt und die myokutane Klappe übertragen und microanastomosed der Leistengegend Schiffe. Diese schwierige Technik erforderte die microanastomosis von 0,45 bis 0,5 mm Kaliber Schiffe. Nur fünfzehn wurden durchgeführt und von diesen 67% überlebten. 23 Das Modell von Zhang et al. 23 ist ein hervorragendes Modell für den menschlichen freien TRAM-Lappen, wie es spiegelt wirklich die Verletzung während FTT entstehen. Die anderen Modelle veröffentlicht von einer Ratte TRAM-Lappen mehr genau die Verletzungen während eines menschlichen gestielten TRAM entstandenen, aber noch nicht genau reflektieren die IRI, da diese Klappe in nicht durchlaufen einen ischämischen Periode durch Reperfusion als Gefäßstiel nie geklemmt oder geteilt und folgte microanastomosis durchgeführt. Dieses Protokoll und Video beschreiben ein neues Modell der freien Gewebetransplantation mit der Ratte TRAM in dem die IRI repliziert mit microclamps wird. Dies getreu repliziert mehr als die IRI Stiel TRAM Vorgänger, ist aber technisch einfacher als performing der microanastomosis. Microclamps wurden weitgehend durch Transplantation Forschern eingesetzt, um neu IRI mit Organtransplantation verbunden; 26-33 ist dies jedoch das erste Mal in der Ratte TRAM-Lappen beschrieben wurde.

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Protokoll

Jede Operation wird in Übereinstimmung mit den Richtlinien, die von den britischen Home Office und der University of Veterinary Services Edinburgh Abteilung eingestellt durchgeführt.

1. Surgical Procedure Set-up Hinweise

  1. Wechseln Sie in sauberen chirurgischen scheuert, kleid, OP-Haube und Maske. Reinigen Sie alle Oberflächen der OP inklusive Ausrüstung mit 2% Chlorhexidin in 70% igem Alkohol.
  2. Vor der Operation, autoklavieren alle chirurgische Versorgung und Instrumente, die in dem Verfahren verwendet werden. Sterile Verpackungen pro Betrieb sollte beinhalten: 3 Vorhänge, Gaze, Wattestäbchen Applikatoren, Silikon-Folien und die chirurgischen Instrumente finden Sie in der Tabelle der spezifische chirurgische Materialien und Werkzeuge und Abbildung 1. Wiegen Sie die Ratte und messen Sie das entsprechende Volumen von Buprenorphin (0,04 mg / kg) subkutan verabreicht werden 1 Stunde vor dem Abschluss des Verfahrens. Legen Sie; 3 x 1 ml-Spritzen für die subkutane Flüssigkeitszufuhr während surgery, 2 x 6-0 Vicryl Nahtmaterial, 1 x 5-0 Ethilon Nähte, eine sterile Marker mit Lineal und einem 10-Blatt-Einweg-Skalpell, 4 - 5 Paar sterile Handschuhe und eine Hand-held Gerät Kauter.
  3. Place 4 x 10 ml sterile 0,9% ige Kochsalzlösung Fläschchen in einem Wasserbad erwärmt auf 37 ° C. Dies wird für die subkutane Flüssigkeitszufuhr verwendet werden (1 ml / kg / h) und die Operationsstelle zu spülen. Richten Sie die homöothermen Decke, rektale Sonde, Wärmelampe, Operationsmikroskop und Narkose rig. Schalten Sie den Laser und seine Software, Set-up ein anderes Anästhetikum rig und legen Sie ein Heizkissen unter dem schwarzen Matte, auf der das Tier während des Scans legen wird.
  4. Verwenden männlich, Lewis-Ratten mit einem Gewicht von 250-300 g. Haus Ratten für 7 Tage mit Futter und Wasser ad libitum mit 12 Stunden Licht-Dunkel-Zyklen vor jeder Operation durchgeführt wird.

2. Anästhesie und Vorbereitung der Haut

  1. Legen Sie die Ratte in der Narkose rig die Induktion Kammer und Verwaltung 4% Isofluran mit 1L/min O 2 für2-3 min auf die Anästhesie zu induzieren. Entfernen Sie den narkotisierten Ratten aus der Kammer und legen Sie sie in Rückenlage auf dem sauberen, beheizten Matte. Pflegen bei 1,5% mit einem Nasenkegel Isofluran. Bewerben lacrilube oder ähnliche Mittel zu Hornhautabschürfung während des Verfahrens zu verhindern. Führen Sie eine Fuß-pad Prise Test, um sicherzustellen, das Tier ausreichend betäubt, bevor Sie fortfahren. Wiederholen Sie diesen letzten Test vor jedem wichtigen Schritt in dem Verfahren und stellen Sie die Inhalationsnarkosemittel Konzentration entsprechend.
  2. Eng Rasur der vorderen Bauchwand mit einem elektrischen Rasierer, so dass die gesamte Bauchdecke ausgesetzt ist. Bewerben depilating Creme für die Dauer vom Lieferanten empfohlen. Entfernen Sie die Sahne und gründlich die Haut mit erwärmten steriler Kochsalzlösung, um alle Spuren der Creme zu entfernen. Tragen Sie 2% Chlorhexidin in 70% igem Alkohol auf die Haut und lassen Sie trocknen, bevor Sie fortfahren. Dies ist die Standard-Vorbereitung der Haut in unserer Einheit zu aktuellen Beweise für chirurgische Wundinfektionen basiert. Bitte 34 discuss mit Ihrem Veterinary Department In ist das übliche Verfahren in Ihr Gerät vor der Wahl eine Vorbereitung der Haut Protokoll.
  3. Platz 2 Vorhänge auf beiden Seiten der Ratte und kümmern sich um sie steril. Setzen Sie auf sterile Handschuhe und mit Hilfe eines Assistenten öffnen, die steril verpackt. Legen Sie alle Instrumente auf einen Faltenwurf und die Nähte, Gaze, Baumwolle Applikatoren, Silikon-Folien und sterile Filzstift mit Lineal auf der anderen Seite.
  4. Identifizieren Sie die Mittellinie mit xiphisternum und den Schwanz als Bezugspunkte. Markieren Sie die Mittellinie. Messen 0,8 cm unterhalb der xiphisternum und markieren Sie diesen Punkt. Zeichnen Sie eine Linie, die senkrecht zur Mittellinie von diesem Punkt. Unter der Mittellinie als die Mitte der Klappe Filter aus 1 cm und 2 cm nach links und rechts von der Mittellinie. Zeichnen vertikalen Linien parallel zu der Mittellinie von den Punkten. Maßnahme 4 cm unterhalb der ursprünglichen horizontalen Linie und zeichnen ein anderes parallel dazu. Nach dieser Anleitung ein 4 x 4 cm Klappe in 4 gleich große Streifen unterteilt ist abgegrenzt(Siehe Abbildung 2).

3. Laser-Doppler-Imaging

  1. Bringen Sie den rat der Bugspitze des zweiten Narkose rig an der LDI-Scanner. Weiter Anästhesie mit 1,5% Isofluran, 1L/min O 2. Schalten Sie den Laser und folgen Sie den Anweisungen des Herstellers den Scanvorgang zu starten. Nach dem Speichern der gescannten Datei zurückzukehren die Ratte zurück in die erste Anlage und setzen Sie die rektale Sonde des homöothermen Decke mit weichen, weißen Paraffin als Gleitmittel.

. 4 In situ TRAM-Lappen - myokutane Modell von IRI

  1. Re-Peeling Hände und auf frische sterile Handschuhe anziehen. Heraustrennen eines 5 cm Durchmesser-Kreis in der Mitte des verbleibenden sterilen Tuch und legen diese über dem freigelegten Bauch einen drapierten sterile-Feld zu erzeugen.
  2. Einen Einschnitt auf der linken seitlichen Rand markiert (Abbildung 3A und B). Blutstillung. Machen Sie ähnliche Einschnitte unten die horizontalen Linienlinks von der Mittellinie. Blutstillung.
  3. Das Fett, die über der linken inferioren Rektusscheide sollte sichtbar sein. Mit einer Pinzette und feine Iris Schere sorgfältig unter diesem Fett bekommen. Achten Sie darauf, die Perforiervorrichtungen kommen durch die linke, vordere Rektusscheide beschädigen. Das Flugzeug eröffnet durch eine solche Zerlegung ist, dass unmittelbar oberhalb der vorderen Bauchwand Faszie. Weiter Sezieren in dieser Ebene um den abgegrenzten Rändern. In der linken Fossa iliaca liegt die große, oberflächliche circumflex Iliakalgefäße-diese können gebunden oder verödet werden. Dann erstrecken sich die Präparation medial mit Vorsicht und nur bis zum seitlichen Rand des linken geraden Muskel. Es gibt eine offensichtliche Farbveränderung an dieser Stelle in der Nähe von rosa bis weiß (3C). Vorsichtig bewässern das Gebiet mit steriler Kochsalzlösung und prüfen, ob Hämostase bevor feuchte Gaze über das Gebiet erreicht worden ist.
  4. Wiederholen Sie den Vorgang auf der Gegenseite aber dieses Mal verlängern to die Linea alba (Mittellinie). Achten Sie darauf, zu identifizieren und zu ätzen alle musculocutaneus Perforiervorrichtungen sich in der Mitte der rechten rectus abdominis (3D). Wenn dies nicht getan wird richtig kann es in einer postoperative Hämatome und falschen Ergebnissen führen. Ähnlich Blutstillung, bewässern und zu platzieren feuchte Gaze über der angehobenen Klappe.
  5. Zurück zum Unterrand der linken vorderen rectus (3E und F). Cauterize die meisten minderwertig perforator gesehen. Gehen Sie, um eine kleine (ca. 0,6 cm x 0,6 cm) Fenster in der vorderen Rektusscheide mit Mikroschere geschnitten und gebogen spitz Graeffe Pinzette. Blunt sezieren langsam den seitlichen Rand des Muskels bis der Muskel lichtet sich, aber bevor der hintere Mantel verletzt wird. Dann drehen Sie die Pinzette und stumpf sezieren medial bis der Bauch des Muskels ist oben auf dem gebogenen Rand der Zange und die Spitzen sind frei am medialen Rand. Füttern ungefährely 6 cm von 5-0 Ethilon in die Backen der Zange und binden Sie die untere Rektusscheide. Nach Abschluss dieses Schritts die myokutane Klappe ist auf einer dominant-Schiff die tiefen überlegen epigastrischen Gefäße isoliert. Deckel mit einem feuchten Gaze.
  6. Schneiden Sie die Folie in Ovale Silikon mit glatten Kurven (Abbildung 3G). Diese sollten groß genug sein, um die meisten der Fläche unter den fasziokutanen Teile der Klappe ausgesetzt decken. Doch Vorsicht ist darauf zu achten, dass die Haut Rand ohne jede Spannung und der medialen Kurve des Ovals kann geschlossen werden können, um wieder gekoppelt werden, um sie zu beeinträchtigen Durchströmung der verbleibenden Perforiervorrichtungen verhindern. Diese werden dann an Ort und Stelle mit 6-0 Vicryl (3H) vernäht. Deckel mit feuchter Gaze.
  7. Mit einfachen unterbrochen 5-0 Ethilon Nähte "peg out 'der Klappe, um Wärme und Wasser Verlust (3I) zu reduzieren. Deckel mit einem feuchten Gaze.
  8. Verlängern Sie die Wunde souverän auf der linken Seite derxiphisternum (3I). Naht diese an der oberen linken Quadranten, um das Feld-of-view zu verbessern.
  9. Schneiden Sie alle darüberliegende Fett, um die überlegene, links, vordere Rektusscheide offenbaren. Schneiden Sie ein kleines (0,6 cm x 0,6 cm) Fenster in dieser Hülle (Abbildung 3J). Verlängern Sie die Wunde medial bis eine Änderung in Muskelfaser Flugbahn von vertikal bis schräg und Konsistenz von fest zu lose verpackt Fibrillen zu sehen ist.
  10. Legen Sie die gebogenen Pinzette sorgfältig zwischen diesen beiden Muskeln und eröffnen eine Ebene, die durch stumpfe Dissektion. Schneiden Sie vorsichtig nach unten nur so weit wie die überlegene Oberfläche dieser gebogenen Pinzette Schneiden durch den Bauch des linken Rectus abdominis, die zugrunde liegende tiefe, epigastrica superior Arterie und Vene (Abbildung 3K) offenbaren.
  11. Mit Mikro-Instrumente und hohe Leistung auf dem Operationsmikroskop, vorsichtig die Arterie und Vene und abzustreifen jede Umgebung Fett.
  12. Bewerben atraumatische Acland Klemmen der einrtery und Vene (B-1, "V"-Typ) und starten Sie den Timer zu zählen die 30 min ischämischen Periode. Spülen Sie das eingeklemmte Stiel und Deckel mit Gaze. Wir haben nicht beschäftigen Gefäßdilatatoren wie Verapamil oder pabavarine sollte aber Gefäßspasmen ein Problem sein, sollten diese Medikamente in Betracht gezogen werden.
  13. Verwalten des Buprenorphin (0,04 mg / kg) und erwärmte, steriler Kochsalzlösung (1 ml / kg / h).
  14. Beginnend an der linken oberen Ecke, vernähen die Klappe an Ort und Stelle mit 6-0 Vicryl Nahtmaterial subkutikuläre stoppen und binden Sie an der xiphisternum.
  15. Wenn die 30 min ischämischen Zeit vorbei ist, vorsichtig die Klemmen und bewässern den Stiel mit warmen Kochsalzlösung. Prüfen Sie, ob Strom wurde wieder hergestellt. Bitte beachten Sie, dass diese ischämischen Zeit von der britischen Home Office Behörde wurde festgelegt. Forscher in anderen Behörden können in der Lage sein, diese zu verlängern. Erweitern des ischämischen Zeit wird wahrscheinlich schlechteren klinischen Ergebnis führen.
  16. Naht die Schnittkanten des rectus wieder an ihrem Platz mit 6-0 Vicryl.Achten Sie darauf, nicht zu viel Spannung auf, da dies zu Abknicken der Gefäße führen kann.
  17. Füllen Sie das subkutane Naht darauf achten, dass alle Knoten unter der Haut begraben (Abbildung 3K).
  18. Reinigen Sie die Wunde an und lassen Sie ihn trocknen. Neu zeichnen die Zonen auf der Klappe.
  19. Erneut scannen das Tier, um eine postoperative Bild zu erhalten.
  20. Re-Anwendung lacrilube um die Augen des Tieres und in einen vorgewärmten Inkubator (37 ° C) für 1 Stunde vor der Rückkehr in die Tierhaltung Einheit wiederherzustellen.

Kritische Schritte innerhalb des Protokolls

Der Kern des Verfahrens ist bei der Ermittlung der tiefen, überlegene epigastrischen Gefäße. Dies zeigt sich deutlich im zugehörigen Film gezeigt. In Kürze wird ein Fenster in der vorderen Rektusscheide geschnitten, um die zugrunde liegenden Muskelfasern, die ausgeführt werden soll längs freizulegen. Durch die Erweiterung der oberflächlichen Dissektion des vorderen Rektusscheide medial eine Änderung in Muskelfaser und Weise beobachtet wird from längs zu schräg. Legen Sie mit stumpfen Enden, gebogen, Graeffe Pinzette (oder ähnlich) an der Kreuzung der beiden Bündel von Muskelfasern. Blunt sezieren seitlich. Reduzieren, mit Mikro Schere auf die Oberseite der gebogenen Pinzette in dieser Ebene zwischen den Muskelfaserbündel gehalten. Beim Abziehen der Graeffe Pinzette die tiefe, epigastrica superior Arterie und Vene wird in der Mitte der gerade Bauchmuskel Körper beobachtet werden. Isolieren Sie die Fett darüberliegenden die Gefäße mit Mikro Instrumente und wenden Sie die Klemmen.

Die fasziokutanen Teile der Ratte TRAM-Lappen sind dünn genug, um zu ermöglichen, die Klappe als volle Dicke Hauttransplantation nehmen. Um dies zu verhindern und um sicherzustellen, dass dies eine wahre Modell der IRI eine dünne, flexible Silizium-Platte wird unter den fasziokutanen Teile der Klappe platziert. Dieser Schritt 35 angenommen wurde von anderen Forschern die Durchführung Ratte TRAM-Modelle. 17,21,25 ist

Ratten kauen through Knoten so sicherzustellen, dass alle Nähte sind subkutikuläre und alle Knoten begraben sind. Bei der Durchführung sorgfältige Naht autocannabilism von Klappen wie von anderen Forschern berichtet können vermieden werden. 24

Nach der Verabreichung von Buprenorphin zu verringern Aufrechterhaltung der Narkose auf 1% Isofluran (1L/min O 2).

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Ergebnisse

Ratte Modelle sind sparsamer als größere Tiere Modelle sind 36 Krankheiten resistent in der Natur und können genetisch manipuliert werden. Lose Haut Tieren wie Nagetieren wurden gedacht, um eine unterschiedliche Anordnung der kutanen Durchblutung im Vergleich zu festen gehäutet Tiere wie Menschen und Schweine haben. In loser Haut Tieren Haut in erster Linie durch direkten Haut-Blutgefäße durch das subkutane Fett der darüberliegenden Haut (Abbildung 4) Im Gegensatz dazu geliefert, leiten fixie...

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Diskussion

Änderungen und Fehlersuche

Das Protokoll hier reproduziert die IRI in freier Transfer Gewebe in einem experimentellen System gesehen ermöglicht besseres Verständnis dieses Prozesses und stellt ein Mittel zur Linderung mittels IRI und die Verbesserung der Ergebnisse zu untersuchen. Dies könnte leicht modifiziert werden, um eine schwerere Verletzung zu erzeugen, wenn sie auf der nicht dominanten, tief, epigastrica Stiel oder der ischämischen Mal erhöhten beruhten.

Grenze...

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Offenlegungen

Wir haben keine Angaben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von der Medical Research Council Zuschuss G1000299 finanziert.

Der korrespondierende Autor möchte Gary Borthwick, University of Edinburgh, für die Unterstützung während der Operation danken.

Die Autoren möchten die Beratung von Helen Douglas und Iain Mackay anerkennen und es uns ermöglicht, ihre tiefe epigastrica (DIEP) Klappe Verfahren (Canniesburn Plastic Surgery Unit Glasgow Royal Infirmary, 84 Castle Street, Glasgow G4 0SF, UK) zu beobachten.

Die Autoren möchte auch Gary Blackie an der Universität von Edinburgh danken für seine Hilfe bei der Produktion des Videos für diesen Artikel.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Moor LD12 Laserdoppler-Bildgebungsscannerhttp://gb.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8
Komplettes homöothermisches Deckensystem mit flexibler Sonde. Klein. 230 VAC, 50 Hz507221Fwww.harvardapparatus.com
Graeffe Pinzette 0,8 mm Spitzen gebogen11052-102, http://www.finescience.de
Acland Klemmen00398 VB-1 ’ V’ Musterklemmen, die sowohl an der Arterie als auch an der Vene verwendet werden. http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Clamp-ApplikatorCAF-4http://www.merciansurgical.com/acland-clamps.pdf
Gemini Kautereinheit726067www.harvardapparatus.com
Mikrogefäßdilatatoren 11 cm 0,3 mm Spitzen 00124D-5a.2http://www.merciansurgical.com
Mikrojuwelierzange 11cm abgewinkelt 00109JFA-5bhttp://www.merciansurgical.com
Mikro-Juwelierzange 11 cm gerade 00108JF-5http://www.merciansurgical.com
Acland Einzelklemmen B-1V (Paar)396http://www.merciansurgical.com
Mikroschere Runde Griffe 15 cm Gerade67http://www.merciansurgical.com
Iris Schere 11,5 cm Kurven EASY-CUTEA7613-11http://www.merciansurgical.com
Mayo Schere 14 cm Gerade abgeschrägte Klingen EASY-CUTEA7652-14http://www.merciansurgical.com
Derf Nadelhalter 12 cm TC703DE12http://www.merciansurgical.com
Ethilon 5-0W1618http://www.farlamedical.co.uk/
Vicryl rapide 6-0W9913http://www.millermedicalsupplies.com/
Instrapac - Adson-Zahnzange (extra fein)7973<a href="http://www.millermedicalsupplies.com/" target="_blank">http://www.millermedicalsupplies.com/
Castroviejo Nadelhalter12565-14http://s-and-t.ne
Wärmelampehttp://www.chicken-house.co.uk
Silikonfolie 0,3 mm lichtdurchlässighttp://www.silex.co.uk/
Image J softwarehttp://rsbweb.nih.gov/ij/
Zeiss OPMI picohttp://www.zeiss.co.uk/
Operationsmikroskop
Vet Tech Lösung Isofluoran Righttp://www.vet-tech.co.uk/
Vet Tech Solution Isofluoran righttp://www.vet-tech.co.uk/

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