Methodenartikel

Transplantation von olfaktorischen Zellen ensheathing zu Funktionswiederherstellung nach peripheren Nervenschäden Bewerten

11.6K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/50590

⸱

23. Februar 2014

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1UPRES EA3830, Institute for Research and Innovation in Biomedicine, University of Rouen, 2Neuroscience, Karolinska Institutet, 3Otorhinolaryngology, Head and Neck Surgery Department, Rouen University Hospital, 4Otorhinolaryngology, Head and Neck Surgery Department, Amiens University Hospital

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Riech ensheathing Zellen (OECs) sind Neuralleistenzellen, die das Wachstum der primären Riechzellen zu ermöglichen. Diese spezielle Eigenschaft kann für die zelluläre Transplantation verwendet werden. Wir stellen hier ein Modell der zellulären Transplantation basierend auf der Verwendung von OECs in einer Kehlkopfnervenschädigung-Modell.

Zusammenfassung

Riech ensheathing Zellen (OECs) sind Neuralleistenzellen, die das Wachstum und das Nachwachsen der primären Riechzellen zu ermöglichen. Tatsächlich wird die primäre olfaktorische System durch seine Fähigkeit, sich neue Neuronen auch bei erwachsenen Tieren zu geben ist. Diese besondere Fähigkeit ist teilweise auf die Anwesenheit von OECs die eine günstige Mikroumgebung für die Neurogenese zu erstellen. Diese Eigenschaft der OECs hat für Mobil Transplantation wie in Rückenmarksverletzung Modelle verwendet. Obwohl das periphere Nervensystem hat eine größere Kapazität nach Nervenverletzung als das zentrale Nervensystem zu regenerieren, komplette Abschnitte induzieren Fehlleitung während der axonalen Nachwachsen insbesondere nach Gesichts von Kehlkopfnervendurchtrennung. Insbesondere voller Schnitte des N. recurrens (RLN) induziert abweichenden axonalen Nachwachsen was Synkinese der Stimmbänder. In diesem speziellen Modell haben wir gezeigt, dass OECs Transplantation effizient axonalen Nachwachsen erhöht. ve_content "> OECs aus sowohl in der Riechschleimhaut (OM-OECs) und Riechkolben (OB-OECs) weisen mehrere Subpopulationen gebildet. Wir stellen hier ein Modell der zellulären Transplantation auf Basis der Verwendung dieser verschiedenen Subpopulationen von OECs in eine RLN Verletzungsmodell. Mit diesem Paradigma wurden Primärkulturen von OB-OECs und OM-OECs in Matrigel nach Schnitt und Anastomose der RLN transplantiert. Zwei Monate nach der Operation, werteten wir transplantierten Tieren durch komplementäre Analysen auf der Basis videolaryngoscopy, Elektromyographie (EMG) und histologische Untersuchungen. Erstens erlaubt videolaryngoscopy uns Kehlkopffunktionen auszuwerten, insbesondere Muskelkokontraktionen Phänomene. Dann analysiert EMG gezeigt Reichtum und Synchronisation von Muskelaktivitäten. Schließlich histologische Studien basierend auf Toluidinblau-Färbung erlaubt die Quantifizierung der Anzahl und Profil von markhaltigen Fasern.

Alle zusammen, beschreiben wir hier, wie Sie, Kultur, ide isolierenntify und Transplantation OECs von OM und OB nach Abschnitt RLN-Anastomose und wie zu bewerten und zu analysieren, die Effizienz der transplantierten Zellen auf das Nachwachsen der axonalen und Kehlkopffunktionen.

Einleitung

Die Riechschleimhaut (OM) in peripheren Nervensystems und des olfaktorischen Bulbus (OB) in das zentrale Nervensystem, die primäre olfaktorische System besteht aus zwei unterschiedlichen Teilen zusammengesetzt. Der primäre olfaktorische System wird durch die Kapazität der primären olfaktorischen Neuronen (PON) zur Selbsterneuerung während des gesamten Lebens in Säugetierarten gekennzeichnet. Diese Fähigkeit wird durch die Anwesenheit von neuralen Stammzellen in dem OM ermöglicht. PON Wachstum und Nachwachsen von OM zu OB wird von spezialisierten Gliazellen genannt ensheathing Riechzellen (OECs) erleichtert. OECs sind Neuralleistenzellen, die einen günstigen Mikroumgebung für die Neurogenese des PON von OM in den OB 1 erstellen. Dadurch kann OECs in OM und OB bilden unterschiedliche Subpopulationen von Zellen 2,3 gefunden werden. Die unterschiedlichen Eigenschaften der OECs haben Wissenschaftler führen, um sie für die Zelltransplantationen in mehreren Nervensystem Läsion Paradigmen 4 zu verwenden. Tatsächlich OECs produzieren Wachstumsfaktoren, Glia-Narben zu reduzieren, prOmote axonalen Nachwachsen und kann frei vermischen sich mit 5,6 Astrozyten. Allerdings sind die überwiegende Mehrheit dieser Studien zu Rückenmarksverletzungen (SCI) basiert; wenige von ihnen haben OECs nach peripherer Nervenverletzung (PNI) 7,8 verwendet.

Obwohl das periphere Nervensystem hat eine große Kapazität, nach Nervenverletzung zu regenerieren, komplette Abschnitte induzieren abweichenden axonalen Nachwachsen. In der Tat, nach der vollständigen Querschnitten erhalten des Gesichts oder der wiederkehrenden Kehlkopfnerven (RLN) fehlgeleitet Axone verursachen Muskelkokontraktionen Synkinese genannt. Deshalb ist es von grundlegender Bedeutung, um ein Modell der PNI schlagen nicht nur quantitativ axonale Nachwachsen sondern auch die Wirksamkeit der Muskelkontraktionen zu bewerten. In der Literatur wird beschrieben häufigste Modell ist auf Gesichtsnerv Läsion 9,10 basiert. In diesem Modell werden funktionelle Auswertungen auf die Erholung der Whisker Wanderung 10 basiert. Es ist jedoch schwierig, die Effizienz des beweglichen demonstrierenements und die Muskelkokontraktionen Phänomene zu unterscheiden. Wir schlagen vor, hier ein Modell auf der Basis einer RLN Läsion. Dieses Modell ermöglicht die Auswertung der nicht nur das Nachwachsen der axonalen und Bewegungen der Stimmbänder, sondern auch die Effizienz und Funktionalität dieser Bewegungen nach Zelltransplantationen 11,12. Dieses Protokoll bietet eine Schritt für Schritt vor, um Kultur-und Transplantations OECs von OM und OB in einem Abschnitt RLN / Anastomose Modell und zu den Tieren nach der Operation zu beurteilen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

1. Primärkulturen von Riechschleimhaut und Riechkolben

  1. Vor der Präparation
    1. Machen Medium, 50 ml, durch Zugabe von 44 ml einer kalziumfreien Dulbeccos modifiziertem Eagle-/ Ham 's F12-Medium (DMEM/F12) mit 5 ml fötalem Rinderserum (FBS) und 1 ml Penicillin / Streptomycin ergänzt.
    2. Mantel 75 cm 2-Kolben mit Poly-L-Lysin (50 ug / ml, 1,5 &mgr; g / cm 2), 1 Stunde bei Raumtemperatur.
    3. Spülen Sie Flaschen mit PBS 1x.
    4. Lagern Sie die Flaschen beschichtet im Kühlschrank bis zu 1 Woche.
  2. Präparation
    1. Jede Methode der Sterbehilfe ist im Voraus von Tierpflege und Verwendung Ausschuss des Organs genehmigte und von qualifiziertem Personal durchgeführt werden.
    2. Wählen Inzuchtratten wie Fischer-Ratten.
    3. Nachdem die Ratte wurde bestätigt, tiefe Narkose mit Natrium-Pentobarbital oder anderen injizierbaren Formen der Anästhesie wie Ketamin / Xylazin eingegeben haben, ihn zu enthaupten und rntfernen die Haut.
    4. Öffnen Sie den Schädel von der vorderen bis zur hinteren Teil.
    5. Entfernen Sie den OB kümmert, um die Hirnhaut zu vermeiden.
    6. In der gleichen Ratte, öffnen Sie die Nasenhöhle sagittaly.
    7. Entfernen der OM kümmert sich um den Schleimhaut der Atemwege zu vermeiden. Beachten Sie, dass der OM Epithel kann leicht durch seine gelbliche Farbe identifiziert werden.
    8. Weitere detaillierte Protokolle über Dissektion der OM in einer früheren finden werden J. Vis. Exp . Veröffentlichung 13.
  3. Kultur
    1. Platzieren OB in Hanks gepufferter Salzlösung (HBSS), enthaltend 0,1% Trypsin für 45 min bei 37 ° C.
    2. Platzieren OM in HBSS, enthaltend 0,05% Collagenase A für 45 min bei 37 ° C.
    3. Stoppen enzymatischen Verdau durch Zugabe von 2 ml warmem Medium.
    4. Waschen Sie die Zellen mit Medium und zentrifugieren bei 300 g für 3 min.
    5. Man reibt Proben von 2ml Medium mit einer Pipette P1000, bis eine homogene Zellsuspension erhalten wird.
    6. Platte die Zellen in den Flaschen-Fertig (5-10 x 10 6 Zellen / Flasche) mit 25 ml warmem Medium.
    7. Inkubieren und Kultur der Zellen bei 37 ° C mit 5% CO 2.
    8. Ändern Sie die Hälfte des Mediums alle 2 Tage.
    9. Nach 6-8 Tagen in vitro, überprüfen Sie den Anteil der p75-positiven Zellen auf kleinen Zellproben, angenommen OECs in Nagetieren Zytometrie oder durch Immunzytochemie sein, durch die Strömung. Für diese Analysen können auch andere Marker wie GFAP und S100β sucht werden.
  4. Durchflusszytometrie-Analyse
    1. Sammeln Sie die Zellen, wie in "Zelltransplantation" (Abschnitt 2.2) beschrieben.
    2. Inkubieren mit p75 primären Antikörper (1:100) für 15 min bei 4 ° C.
    3. Waschen der Zellen mit 2 ml PBS-EDTA und zentrifugieren bei 300 × g für 3 min.
    4. Die Zellen mit PE-konjugierten Anti-Maus-Sekundäranti Inkubation bei 15min bei 4 ° C im Dunkeln (1:200).
    5. Waschen der Zellen mit 2 ml PBS-EDTA und zentrifugieren bei 300 × g für 3 min.
    6. Resuspendieren der Zellen in 500 ul PBS-EDTA.
    7. Analysieren 10-30 x 10 3 Zellen mit Durchflusszytometer.
  5. Immunocytochemistry Analyse
    1. Platte der Zellen in 6-Well-Platten für 48 Stunden schwemmt wie in "Kultur" (Abschnitt 1.1.2) beschrieben.
    2. Mit PBS Waschen Sie die Zellen.
    3. Fixieren die Zellen mit 4% PFA für 15 min bei RT.
    4. Mit PBS Waschen Sie die Zellen.
    5. Die Zellen für 15 min bei RT inkubieren mit PBS / Triton X100 (0,1%).
    6. Mit PBS Waschen Sie die Zellen.
    7. Inkubieren der Zellen mit primären Antikörpern (1:200): p75, S100β GFAP und über Nacht bei 4 ° C.
    8. Mit PBS Waschen Sie die Zellen.
    9. Während 1 h bei RT in Dunkelheit Inkubieren Sie die Zellen mit den Sekundärantikörper (1:500).
    10. Mit PBS Waschen Sie die Zellen.
    11. Inkubieren der Zellen mit Hoechst 10 min bei RT in der Dunkelheit.
    12. Mit PBS Waschen Sie die Zellen.
    13. Analysieren der Zellen unter Verwendung eines Fluoreszenzmikroskops.
  6. GFP-Markierung von Zellen
    1. Fünf Tage vor der Transplantation, infizieren OB und OM Kulturen über Nacht mit lentiviralen Vektor, der verstärkte GFP (Multiplizität der Infektion, 20).
    2. Vor der Transplantation Prüfung auf kleine Proben der Anteil der GFP-positiven Zellen durch Durchflusszytometrie, wie zuvor in "Kultur" (Abschnitt 1.1) beschrieben.

2. Chirurgie und Transplantations

  1. Wiederkehrende Nervenanastomose
    1. Alle Experimente mit Tieren müssen im Voraus von Tierpflege und Verwendung Ausschuss des Organs genehmigte und von qualifiziertem Personal durchgeführt werden.
    2. Vor der Operation Autoklaven alle Instrumente und pflegen Sterilität in den chirurgischen Eingriffen.
    3. Ratten anästhesiert durch intraperitoneale Injektion von Ketamin-Hydrochlorid (12,5 mg / kg) und Chlorpromazin-Hydrochlorid (0,625 mg / kg). Bewerten Angemessenheit der Anästhesie durch Zehe Prise vor der Operation.
    4. Legen Sie die Ratte in Rückenlage.
    5. Führen Sie eine 2 cm senkrecht Mediums Gebärmutterhalskrebs Hautschnitt mit einem Skalpell.
    6. Führen Sie einen vertikalen Schnitt der infrahyoideus folgenden medialen weiße Linie.
    7. Expose Kehlkopf durch die Verwendung autostatische Aufroller zwischen infrahyoideus.
    8. Setzen Sie die RLN.
    9. Unter mikroskopischer Kontrolle, schneiden Sie den Nerv voll mit Mikroschere auf der Ebene des siebten Trachealring.
    10. Führen Anastomose mit einem Punkt von 11,0 Naht unter mikroskopischer Kontrolle. Diese Operation führt zu einer spezifischen Motor Denervierung des Kehlkopfes.
  2. Zelluläre Transplantation
    1. Kurz vor der Transplantation zu entfernen, die Zellen von den Schalen unter Verwendung von 0,05% Trypsin-EDTA für 5 min bei 37 ° C.
    2. Stoppen enzymatischen Verdau durch Zugabe von 2 ml warmem Medium.
    3. Zentrifugieren bei 300 g für 3 min.
    4. Unter dem Mikroskop zählen Sie die Zellen mit einer Zählkammer und stellen Sie die zelluläre Konzentration nach bestimmten Protokoll. In diesem Modell wurden die gewünschten Konzentrationen zwischen 1.2-6 x 10 6 Zellen in 30 &mgr; l DMEM/F12.
    5. Machen Zellzubereitung mit 1.02-Mix (30 und 60 ul in diesem Experiment) des DMEM/F12-Matrige l in 1,5-ml-Röhrchen vor dem Pfropfen und legen Sie es auf Eis. Um unspezifische Effekte zu vermeiden, verwenden Wachstumsfaktor reduziert Matrigel.
    6. Kurz vor der Transplantation halten den Schlauch in der Hand für ein paar Sekunden zum Aufwärmen der Matrigel-Medium-Mix.
    7. Depose den Mix auf der Anastomose mit einer Pipette und warten, bis die Mischung selbst montiert auf den verletzten Nerv.
    8. Schließen Sie die Muskeln und die Haut mit einem 4,0 Faden.
    9. Haus die Ratten einzeln zu halten und unter einer Wärmelampe für 24 Stunden.

3. Auswertung

  1. Laryngoskopie
    1. Anesthetize Ratten durch intraperitoneal Injektion von Ketamin-Hydrochlorid (12,5 mg / kg) und Chlorpromazin-Hydrochlorid (0,625 mg / kg). Ratten bestätigen sind mit einer Zehe Prise vor mit Protokoll fortfahren betäubt.
    2. Legen Sie die Ratte in Rückenlage.
    3. Legen Sie ein 30 ° videolaryngoscope angepasst, um den besten Blick auf den Kehlkopf zu liefern. Anatomischen Landmarken zu bestimmen, um die gleiche Ansicht für jede Aufnahme wiederzugeben.
    4. Nehmen Stimmbandbewegungen mit der videolaryngoscope (5-10 Sequenzen / Tier). Für jedes Tier wählen drei Sequenzen von aufeinander maximale Adduktion und maximale Entführung.
    5. Analysieren Kehlkopf-Funktion mit Bildanalyse-Software. Bestimmen Sie absolute Winkelbewegung durch Messung der Differenz zwischen der Bewegung der maximalen Entführung und maximale Adduktion der Stimmbänder. Bestimmen Sie dynamische Punktzahl durch die Messung der Bewegungsamplitude. Bestimmen funktionalen Bewertung durch die Messung der Synkinese und paradoxen Bewegungen.
  2. Elektromyographie (EMG)
    1. Legen Sie eine Elektrode auf der hinteren Oberschenkelmuskeln der Ratte für die elektrische Isolation.
    2. Expose Kehlkopfes und der Luftröhre durch Öffnen Haut und Muskeln wie zuvor in "wiederkehrende Nervenanastomose" (Abschnitt 2.1) beschrieben.
    3. Setzen Sie die cricothyroideum Knorpel.
    4. Öffnen Sie die cricothyroideum Knorpel, um die hinteren cricoarytenoid (PCA) mit Mikroschere Muskel aussetzen.
    5. Einführung eines monopolaren Nadelelektrode (38 x 0,45 mm) in der PCA Muskel.
    6. Notieren Sie die elektrische Muskelaktivität des PCA Muskel mit einem Erfassungssystem während der spontanen Ventilation.
    7. Analysieren Sie die Muskelaktivität in Bezug auf Reichtum und die Synchronisation mit der Atmung. Um zu analysieren, EMG, weisen eine qualitative Punktzahl von 0-3 anhand der folgenden Skala: 0: unrhymed Verfolgung, ohne Erhöhung während der Inspiration, 1: gereimt Tracing mit Inspirations Erhöhung, aber schlechte Rückverfolgung (NEUROGEN), 2: gereimt Tracing mit reicher Tätigkeit 3: gereimt Tracing, sehr reich, ein i bildennterference Muster, ähnlich einer maximalen absichtliche Aktivität.
    8. Expose der Vagusnerv, um die Latenz und potentiellen Dauer zu messen. Der Vagusnerv ist als Standort gewählt, weil der Stimulation RLN können während der Stimulation auf Grund seiner geringen Größe beschädigt werden.
    9. Anregung der Vagusnerv mit einer Elektrode.
    10. Aufzeichnung von elektrischen Signalen in dem PCA Muskel. Messen der Latenzzeit und Dauer Potenzial. Wenn möglich verwenden Sie ein Erfassungsmodul, um die Muskelaktivität, Latenz und Potentialdauer aufzeichnen wie Powerlab System.
  3. Histologie
    1. Euthanize das Tier mit Pentobarbital-Überdosis.
    2. Entfernen Sie den distalen Stumpf des RLN unter mikroskopischer Kontrolle. Der distale Teil des RLN ist der Teil zwischen Anastomose und Kehlkopf definiert. Man beachte, dass es möglich ist, die Anastomose mehrere Wochen nach der Operation zu finden, weil die 11.0 Nahtmaterial ein nicht-absorbierbare Naht.
    3. Platzieren des distalen Abschnitts des RLN in 2% Glutaraldehyd mit 0,1 M Phosphat(PH = 7,3) für 2 h bei 4 ° C.
    4. Sorgfältig orientieren die Proben koronalen Abschnitte zu realisieren.
    5. In Phosphatpuffer waschen Proben.
    6. Schneiden in kleinere Segmente (3-4 mm Länge) und Postfix für 60 min bei Raumtemperatur in 1% OsO 4 gepuffert und mit Ethanol dehydriert.
    7. Orient Proben in Silikonformen und in Harzen, bestehend in POLYBED 812, DDSA und MNA eingebettet, um die 2% des Beschleunigers BDMA zugegeben wurde.
    8. Machen Semidünnquerschnitte (1 um dick) mit einem Pyramitome Ultramikrotomie-System.
    9. Fleck mit 0,1% Toluidinblau in 1% Natriumtetraborat für 75 sec bei 70 ° C.
    10. Analysieren RLN Proben mit einem Zähl-Analyse-System. Die Anzahl der Fasern zu messen und myelinisierten Nervenfaserprofile durch Bestimmung der äußeren und inneren Begrenzung der Myelinscheide.
  4. Transplantation
    1. Vorbereitung der Zellen für die Transplantation und Transplantation der Zellen wie zuvor beschriebenin "Zelltransplantation" (Abschnitt 2.2).
    2. Analyse
    3. Euthanize das Tier mit Pentobarbital-Überdosis. Beachten Sie, dass die Fixierung der Tiere mit intrakardiale Injektion von PFA 4% durchgeführt werden.
    4. Entfernen Sie ca. 2 cm der RLN. Verwenden proximalen und distalen Teile der RLN.
    5. Fix RLN Probe in flüssigem Stickstoff.
    6. Proben bei -80 ° C
    7. Cut-Proben in Längsrichtung mit Kryostat (10-20 um dick).
    8. Analysieren Sie die Proben unter dem Fluoreszenzmikroskop mit GFP-positiven Zellen zu erkennen. Beachten Sie, dass anti-GFP-Antikörper können zur Fluoreszenzemission erhöhen und costainings durchzuführen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Abbildungen mit Steuerung und reinnervierte (Abschnitt / anastomosiert) Tiere wurden ausgewählt, als Ergebnisse können in Abhängigkeit von der Zelltransplantationen durchgeführt (OM, OB oder OM + OB) variieren.

Zellkultur
Die Zellen anhaften schnell auf der Kunststoffoberfläche und wurde in parallelen Schwaden von Zellen, die länglich oder verjüngt, dreieckig, mehrpolige oder spindelförmig getrennt sind (Fig. 1A und 1B). Nach 8 Tagen in vit...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Die hier vorgestellten Techniken machen OECs ein nützliches Modell, um Zelltransplantationen in peripheren Nervenverletzung Modelle zu studieren. Das Zellkulturverfahren ist relativ einfach und leicht durchgeführt werden. Auf der anderen Seite, chirurgische Eingriffe, insbesondere Abschnitt / Anastomose der RLN, erfordern Erfahrung und muss von qualifiziertem Fachpersonal durchgeführt werden.

Die in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren markieren wichtige Faktoren zu konzentrieren, um die...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Danksagungen

Die Autoren möchten ADIR (Aide à Domicile aux Insuffisants respiratoires) und Fondation de l'Avenir für ihre finanzielle Unterstützung und Dr. Fanie Barnabé-Heider für die Bearbeitung des Manuskripts bestätigen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
DMEM/F12InvitrogenE3521T
FBSInvitrogenE3387M
Penicilin/StreptomycinInvitrogen1152-8876
HBSSInvitrogenM3467Y
Trypsin-EDTAInvitrogenM3513P
CacodylatMerck1.03256.0100
DDSABiovalley00563-450
MNABiovalley00886-450
BDMABiovalley00141-100
Polybed 812Biovalley08791-500
PE Anti-Maus BD Bioscience550589
Matrigel GFRBD Bioscience356231
Kollagenase ARoche10103586001
Maus anti P75ChemiconMAB 365
11.0 DrahtEthiconFG 2881
ToluidinblauRal Diagnostics361590-0025
ZentrifugeSigmaSigma 2-16PK
Inkubator Thermo Scientific
Laminar-Flow-HaubeFasterBH-EN 2003 S
DurchflusszytometerBD BioscienceFACSCalibur
MikroskopZeiss
VideolaryngoskopKarl Storz EndoskopTelecam SL NLSC 20212120
ErfassungssystemAD InstrumentsPowerlab-System
Pyramitom-Ultramikrotomie-System LeicaUltracut S
BildanalysesystemExplora Nova Mercator

Referenzen

  1. Barraud, P., et al. Neural crest origin of olfactory ensheathing glia. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 21040-21045 (2010).
  2. Guerout, N., et al. Comparative gene expression profiling of olfactory ensheathing cells from olfactory bulb and olfactory mucosa. Glia. 58, 1570-1580 (1002).
  3. Honore, A., et al. Isolation, characterization, and genetic profiling of subpopulations of olfactory ensheathing cells from the olfactory bulb. Glia. 60, 404-413 (2012).
  4. Franssen, E. H., de Bree, F. M., Verhaagen, J. Olfactory ensheathing glia: their contribution to primary olfactory nervous system regeneration and their regenerative potential following transplantation into the injured spinal cord. Brain Res. Rev. 56, 236-258 (2007).
  5. Lakatos, A., Franklin, R. J., Barnett, S. C. Olfactory ensheathing cells and Schwann cells differ in their in vitro interactions with astrocytes. Glia. 32, 214-225 (2000).
  6. Woodhall, E., West, A. K., Chuah, M. I. Cultured olfactory ensheathing cells express nerve growth factor, brain-derived neurotrophic factor, glia cell line-derived neurotrophic factor and their receptors. Brain Res. Mol. Brain Res. 88, 203-213 (2001).
  7. Dombrowski, M. A., Sasaki, M., Lankford, K. L., Kocsis, J. D., Radtke, C. Myelination and nodal formation of regenerated peripheral nerve fibers following transplantation of acutely prepared olfactory ensheathing cells. Brain Res. 1125, 1-8 (2006).
  8. Guerout, N., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells promotes axonal regeneration and functional recovery of peripheral nerve lesion in rats. Muscle Nerve. 43, 543-551 (2011).
  9. Guntinas-Lichius, O., et al. Transplantation of olfactory ensheathing cells stimulates the collateral sprouting from axotomized adult rat facial motoneurons. Exp. Neurol. 172, 70-80 (2001).
  10. Makoukji, J., et al. Lithium enhances remyelination of peripheral nerves. Proc. Natl. Acad. Sci U.S.A. 109, 3973-3978 (2012).
  11. Guerout, N., et al. Co-transplantation of olfactory ensheathing cells from mucosa and bulb origin enhances functional recovery after peripheral nerve lesion. PloS one. 6, 22816 (2011).
  12. Paviot, A., et al. Efficiency of laryngeal motor nerve repair is greater with bulbar than with mucosal olfactory ensheathing cells. Neurobiol. Dis. 41, 688-694 (2011).
  13. Girard, S. D., et al. Isolating nasal olfactory stem cells from rodents or humans. J. Vis. Exp. , (2011).
  14. Nash, H. H., Borke, R. C., Anders, J. J. New method of purification for establishing primary cultures of ensheathing cells from the adult olfactory bulb. Glia. 34, 81-87 (2001).
  15. Bianco, J. I., Perry, C., Harkin, D. G., Mackay-Sim, A., Feron, F. Neurotrophin 3 promotes purification and proliferation of olfactory ensheathing cells from human nose. Glia. 45, 111-123 (2004).
  16. Paviot, A., Bon-Mardion, N., Duclos, C., Marie, J. P., Guerout, N. Although olfactory ensheathing cells have remarkable potential to sustain nerve regeneration, they cannot be applied to a severe vagus nerve section/resection model. Muscle Nerve. 43, 919-920 (2011).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Nervus laryngeus recurrensZelltransplantationMatrigel TransplantationVideolaryngoskopieElektromyographiehistologische AnalyseToluidinblau F rbungGFP markierte Zellen

Verwandte Artikel