Methodenartikel

Dithranol als Matrix für Matrix Assisted Laser Desorption / Ionisation Imaging auf einem Fourier-Transformations-Ionen-Zyklotron-Resonanz-Massenspektrometer

DOI:

10.3791/50733

⸱

26. November 2013

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1University of Victoria-Genome BC Proteomics Centre, University of Victoria, 2Department of Biochemistry and Microbiology, University of Victoria

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Dithranol (DT, 1,8-Dihydroxy-9 ,10-dihydroanthracen-9-on) wurde zuvor als ein MALDI-Matrix für die Gewebeabbildung für kleine Moleküle berichtet wurde, Protokolle für die Verwendung von DT für die MALDI-Imaging von endogenen Lipiden auf die Hier werden Oberflächen von Gewebeschnitten von Positiv-Ionen-MALDI-MS auf einem ultrahochauflösenden Quadrupol-FTICR Instrument zur Verfügung gestellt.

Zusammenfassung

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Massenspektrometrie-Bildgebung (MSI) bestimmt die räumliche Lokalisierung und Verteilung der Verbindungen auf der Oberfläche eines Gewebeschnittes, vor allem unter Verwendung von MALDI (Matrix-unterstützte Laserdesorption / Ionisation)-basierten analytischen Techniken. Neue Matrizen für niedermolekulare MSI, was die Analyse von niedrigem Molekulargewicht (MW)-Verbindungen verbessern können, sind erforderlich. Diese Matrizen erhöht Analyten Signale liefern, während abnehm MALDI Hintergrundsignale. Darüber hinaus ist die Verwendung von ultrahochauflösenden Instrumente, wie Fourier-Transformations-Ionenzyklotronresonanz (FT-ICR)-Massenspektrometer, hat die Fähigkeit, Signale von Analyten Matrixsignale beheben, und dies kann teilweise viele Probleme mit dem Hintergrund der MALDI Ursprung überwinden Matrix. Die Verringerung der Intensitäten der metastabilen Matrix-Clustern durch FT-ICR MS kann auch helfen, einige der Interferenzen mit Matrixspitzen auf andere Instrumente zu überwinden. Hochauflösendesind Instrumente wie die FT-ICR-Massenspektrometer vorteilhaft, da sie Verteilungsmuster von vielen Verbindungen gleichzeitig herstellen kann, während immer noch Vertrauen in chemische Identifikationen. Dithranol (DT, 1,8-Dihydroxy-9 ,10-dihydroanthracen-9-on) wurde zuvor als ein MALDI-Matrix für die Gewebeabbildung gemeldet. In dieser Arbeit wurde ein Protokoll für die Verwendung von DT für MALDI-Imaging von endogenen Lipiden aus den Oberflächen von Säugergewebeschnitte, von Positiv-Ionen-MALDI-MS auf einem ultrahochauflösenden Hybrid-Quadrupol-FTICR Instrument bereitgestellt wurde.

Einleitung

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Massenspektrometrie-Bildgebung (MSI) ist ein Analyseverfahren zur Bestimmung der räumlichen Lokalisierung und Verteilung der Verbindungen auf der Oberfläche eines Gewebeschnitts 1,2. Matrix Assisted Laser Desorption / Ionisation (MALDI) MSI für die Analyse von Peptiden und Proteinen ist seit über zehn Jahren verwendet worden und es wurden große Fortschritte bei Verfahren zur Probenvorbereitung, Nachweisempfindlichkeit, räumliche Auflösung, Reproduzierbarkeit und Datenverarbeitung 3,4. Durch die Kombination von Informationen aus histologisch gefärbten Schnitten und MSI Experimente sind Pathologen in der Lage, die Verteilungen von spezifischen Verbindungen mit pathophysiologisch interessanten Features 5 korrelieren.

Die Verteilungsmuster von kleinen Molekülen, einschließlich 6,7 exogene Drogen und deren Metaboliten 8-10 wurden auch durch MALDI-MS Tissue Imaging 11 verhört worden. Lipide sind vielleicht die am weitesten untersuchten class von Verbindungen mit MALDI-Bildgebung sowohl in den 12-17 MS und MS / MS-18-Modus. Die Verwendung von MALDI MSI für kleine Molekül Bildgebung durch mehrere Faktoren begrenzt: 1) MALDI-Matrizes sind selbst kleine Moleküle (typischerweise m / z <500), die reichlich Ionensignale zu erzeugen. Diese reichlich Signale der Ionisation von niedermolekularen Analyten zu unterdrücken und stören ihre Detektion 19,20. Lösemittelfreie Matrix-Beschichtung 21, Matrix Sublimation 22 und Matrix schwemmt MALDI-MS-23, unter anderem, wurden entwickelt, um MSI kleiner Moleküle zu verbessern.

New Matrizen, die die Analyse von Low-MW-Verbindungen verbessern können, sind von großem Interesse in kleinen Molekülen MSI. Diese Matrizen erhöht Analyten Signale mit verminderter Matrix Signale zu liefern. Im positiven Ionenmodus, 2,5-Dihydroxybenzoesäure (DHB) und α-Cyano-4-Hydroxyzimtsäure (CHCA) sind die beiden häufigsten verwendeten MALDI MS Matrizen für MSI 24 . Die ideale Matrix würde kleine Kristalle bilden, um so die räumliche Lokalisierung der Analyten zu erhalten. DHB eher größere Kristalle zu bilden, damit die Anwendung der Matrix mittels Sublimation wurde entwickelt, um dieses Problem teilweise zu lösen, und hat die Verwendung dieser Matrix für empfindliche Abbildungs ​​von Phospholipiden 22,25 erlaubt. 9-Aminoacridin für MSI protischer Analyten in der Positiv-Ionen-Modus 26 und für Nucleotide und Phospholipiden im Negativionen-Modus 26-29 verwendet. 2-Mercaptobenzothiazol ist gefunden worden, um eine effiziente Detektion von Lipiden MALDI 30 zu geben, und ist für die Abbildung des Gehirns der Maus 31 Ganglioside verwendet. Die Ultrahochauflösung von Fourier-Transformations-Ionen-Zyklotron-Resonanz (FT-ICR)-Massenspektrometer kann etwas Linderung dieses Problems durch die Lösung Signale von Analyt-Matrix-Signale 32 auf. Ein weiterer Vorteil der Verwendung von FT-ICR-MS, dass die Intensitäten der metastabilen Matrix Cluster ReduktionED-33, das ebenfalls eine Verringerung dieser Störungen 27.

Die Verwendung von Dithranol (DT, 1,8-Dihydroxy-9 ,10-dihydroanthracen-9-on) als ein MALDI-Matrix für die Gewebeabbildung zuvor berichtet worden 34. In dieser aktuellen Arbeit wird ein detailliertes Protokoll für die Verwendung von DT für das MSI von endogenen Lipiden auf den Oberflächen der Rinderlinse Gewebeabschnitte versehen ist, in dem Positiv-Ionen-Modus.

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Protokoll

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1. Tissue Schnitte

  1. Blitz Einfrieren der Proben Frage nach der Ernte, mit flüssigem Stickstoff, versenden sie auf Trockeneis (wenn Versandkosten anfallen), und speichern Sie sie bei -80 ° C, bis die Gewebe Schnitte. (Wenn kommerzielle Proben verwendet werden, sicherzustellen, daß die Proben in dieser Weise hergestellt.)
  2. Schneiden Organe auf eine überschaubare Größe, die MALDI-Target passen. Schneiden Sie unerwünschte Teile der Orgel. Aus diesem hier beschriebenen Studie wurden Kälberlinsen mit einer zuvor beschriebenen Verfahren 35 vor Gewebeschneide decapsulated.
  3. Entfernen ganze Organe aus dem -80 ° C Gefrierschrank und fixieren sie auf einer kryogenen Gewebeschneiden Bühne. Um einen Kälberlinse beheben, legen Sie einen oder zwei Tropfen Wasser auf das Gewebe Senkungsstufe eines Kryostaten. Schnell stellen die Linse im Wasser, bevor es erstarrt. Alternativ kann eine optimale Schnitttemperatur (OCT)-Verbindungen auch verwendet, um ein Gewebe auf den Schneid Bühne fixieren. Wenn Oktober Verbindungen verwendet werden, ein Mini-Fehlmenge von OCT angewandt werden und darauf zu achten, dass die geschnittenen Gewebeabschnitte nicht OCT-Verbindungen, die mit Ionisation und Detektion der Analyten stören können 5,36,37 kontaminiert werden.
  4. Damit die Temperatur im Inneren des Kryostaten auf -18 ° C äquilibriert Wärmer oder kälter Temperaturen können für weichere oder härtere Gewebe verwendet werden, beziehungsweise. Dann schneiden Sie das Gewebe äquatorial in 20 um dicke Scheiben schneiden. Verwenden Sie 10-15 um dicke Scheiben für die meisten Gewebe, aber wegen der fragilen Natur der Rinderlinsengewebe wurden 20 um dicke Scheiben eingesetzt. Für Rinderlinsengewebe, entsorgen Sie die erste Gewebeschnitten und nur Scheiben, die in der Nähe oder an der Äquatorialebene sind.
  5. Wenn eine Augenlinse Gewebe abgebildet wird, verwenden 1,5 ul Ameisensäure (98% Reinheit, LC-MS-Klasse), um die Oberfläche einer Indium-Zinn-Oxid (ITO) beschichteten Glasträger vorbefeuchtet.
  6. Die Gewebeschnitte auf der Oberfläche der ITO-co vorsichtig übertragenATED Glasobjektträger im Inneren des Kryostaten. Der Gewebeschnitt wird schnell auftauen und wird fest befestigt, um die Gleitfläche zu werden. Normalerweise können mehrere Gewebeabschnitte auf derselben ITO-beschichtete Objektträger auf diese Weise befestigt werden.
  7. Lyophilisieren die Folie für 15 Minuten vor der MALDI-Matrix-Anwendung.
  8. Für Matrix-Tests, lösen die einzelnen Matrizen in geeigneten Lösungsmitteln. Manuell vor Ort 1 ul jeder Matrix-Lösung auf den Gewebeschnitt. Darüber hinaus, vor Ort eine kleine Moleküle Kalibrierungsstandard auf das Gewebe für die Überprüfung der MALDI-Empfindlichkeit.
  9. Three Lehre Markierungen auf der ITO-beschichteten Glasobjektträger, indem er auf der nicht leitenden Oberfläche der ITO-beschichteten Glasobjektträger mit einem Korrekturfluid-Stift. Nehmen Sie ein optisches Bild des Gewebes Folie mit einem Flachbettscanner und speichern Sie sie in einem geeigneten Format wie TIFF oder JPG.

2. Matrixbeschichtungs

2.1. Automated Coating Matrix

  1. ApLagenmatrixlösungen, die Acetonitril oder gemischten Acetonitril / Wasser als Lösungsmittel enthalten, automatisch an den Oberflächen der Gewebeabschnitte mit einem Bruker ImagePrep oder eine ähnliche elektronische Matrix Spritzen.
  2. Abdeckung der Kanten der vorderen Oberfläche des ITO-beschichteten Glasobjektträger mit Band so, dass die Matrix nicht bedeckt die Ränder der Folie. Dies stellt sicher, dass die Lehre Markierungen auf der gegenüberliegenden Oberfläche für Gewebe Schieber Ausrichtung verwendet werden. Decken Sie die Ränder der Folie mit der Matrix, wie sie als Kontaktstellen verwendet werden, um die elektrische Leitfähigkeit der ITO-beschichtete Folie erhalten.
  3. Coat Glasrutsche, indem zwanzig Zyklen der Matrixbeschichtung (2-sec-Spray, 30-sec Inkubation und 60-sec Trockenzeit pro Zyklus).

2.2. Manuelle Matrix-Beschichtung

  1. Werden organische Lösungsmittel (z. B. Chloroform und Ethylacetat), die mit den Herstellungsmaterialien der elektronischen Matrixspritzen unvereinbar sind Erforrot, mit einem pneumatisch unterstützten Airbrush-Spritzgerät, um die Matrix anzuwenden. In die vorbereitete Matrix-Lösung auf den Lösungsmittelbehälter der Airbrush-Pistole und eine milde Strömung von Druckstickstoffgas auf der Haupt Spray.
  2. Abdeckung der Kanten der vorderen Oberfläche der ITO-beschichteten Glasobjektträger mit Band so, dass die Matrix nicht bedeckt die Ränder der Folie. Dies stellt sicher, dass die Lehre Markierungen auf der gegenüberliegenden Oberfläche für Gewebe Schieber Ausrichtung verwendet werden. Decken Sie die Ränder der Folie mit der Matrix, wie sie als Kontaktstellen verwendet werden, um die elektrische Leitfähigkeit der ITO-beschichtete Folie erhalten.
  3. Nach stabil und feinen Sprays eingehalten worden, manuell sprühen die Matrix, so dass es völlig Mäntel die Gewebeschnitt. Den minimalen Menge erforderlich, um gerade die Oberfläche zu benetzen, um während jedes Zyklus möglich Analyten Delokalisierung verhindern Matrixlösung. Im Allgemeinen verwenden ungefähr 10 Zyklen der Matrix zu beschichten, Spray ein Gewebeschnitt, die Anzahl der Zyklen istabhängig vom Gewebetyp und Matrixzusammensetzung.

3. MALDI-MS

  1. Bereiten Sie eine Massenkalibrierungslösung durch Verdünnen der "ES-Tuning Mix" Standardlösung mit einem Faktor von 1:200 in 60:40 Isopropanol: Wasser (mit 0,1% Ameisensäure in der fertigen Mischung).
  2. Einführen 2 ul / min des verdünnten "ES Tuning Mix"-Lösung in die Dual-Mode-Elektrospray-Ionisation (ESI) / MALDI-Ionenquelle auf der FTICR-Massenspektrometer vom ESI Seite.
  3. Bedienung des FTICR Instrument im Positiv-Ionen-ESI-Modus, mit Breitband-Erkennung und eine Datenerfassungsgröße von 1,024 kb / sec. Typische Parameter sind ESI Elektrospray-Kapillare Spannung 3.900 V; sprühen Schild Spannung 3.600 V; Vernebler Gas (N 2) Fluss, 2 L / min; Trockengas (N 2) Durchfluss und Temperatur, 4 L / min und 200 ° C; Skimmer-1-Spannung, 15 V; Flugzeit (TOF), 0,009 sec; Kollisionsgas (Ar) fließen, 0,4 l / s, Quelle Ionenakkumulation Zeit 0,1 sec;und Kollisionszelle Ionenakkumulationszeit 0,2 sek. Stimmen Sie die FTICR Betriebsparameter, um die analytische Sensitivität über den Massenbereich von m / z 200 auf 1.400 steigern und gleichzeitig gute Zeit-Domain kostenlos-Induktionszerfall (FID)-Signale. Typischerweise sind die ICR Betriebsparameter Kumpel Spannung, 8 V; Sidekick-Offset-Spannung, 8 V; Anregung Verstärkung von 10; Anregungspulszeit, 0,01 bis 0,015 sec; Frontplatte Falle Spannung, 1,5 V; zurück Falle Plattenspannung, 1,6 V und Analysator Eingangsspannung, -4 V. Nach einer Reihe von FTICR Betriebsparameter bestimmt worden ist, erwerben die ESI-Massenspektren und kalibrieren Sie das Gerät unter Verwendung der Bezugsmassen der Standardverbindungen in der "ES-Tuning Mix"-Lösung.
  4. Stimmen des Instruments für die MALDI-Betrieb löst mehrere 1 ul Aliquots eines gemischten Terfenadin und Reserpin-Standardlösung in der Matrix-Lösung bei einer Konzentration von 1 &mgr; M von jedem, und erkennen diese Lösungen direkt auf eine der tissue Abschnitte (dh ein Test Gewebeschnitt), die auf einer ITO-beschichteten Objektträger montiert worden ist. Legen Sie die ITO-beschichtete Folie in ein Gewebe Schiebeadapter (dh eine spezielle MALDI-Target) und laden Sie den Adapter aus der MALDI-Seite in die Dual-ESI / MALDI-Ionenquelle. Optimierung der geeigneten MALDI Betriebsparameter der Laserleistung und der Anzahl der Laserschüsse für MALDI-Signal Akkumulation für jeden Massenscan usw. MALDI Typische Betriebsparameter sind: Laserschüsse, 50 und eine MALDI-Platte Spannung von 300 V.
  5. Nach dem Tuning, Kalibrierung und Optimierung der Instrument für die MALDI-MSI-Experimente, richten Sie den physischen Standort von einem Gewebeschnitt mit seinen aufgezeichneten optischen Bild innerhalb der Imaging-Software abgebildet werden. Mit den drei "Korrektur-Fluid" Marken, die vorher auf der gegenüberliegenden Seite der ITO-beschichteten Gleitfläche (Schritt 1.9) gesetzt worden war, für diese Ausrichtung unter Verwendung eines Dreipunkt-Triangulationsverfahren.
  6. Führen Sie eine gleichzeitige ESI und MALDI Betrieb, so dass jede Massenspektrum enthält die Referenzmasse Gipfel der "ES Tuning Mix"-Lösung für Post-Akquisition-interne Massenkalibrierung. Dies wird in der genauesten Massenmessung während der MALDI-MS führen. Um dies zu tun, zuerst der ESI-Signal abzuschwächen durch die Verringerung der Kapillare Spannung, bis die MALDI-Signale dominieren die Spektren während die ESI Eichsignale sind immer noch hoch genug für interne Massenkalibrierung.
  7. Danach können Sie einen automatisierten Rasterverfahren für Laserbestrahlung. Die Gewebebereiche definieren, die abgebildet werden, und legen Sie die entsprechende Laserrasterschrittweite. Beachten Sie, dass kleinere Rasterschrittweiten bieten eine höhere Auflösung Gewebebilder, erfordern aber eine deutlich längere Massenspektrenerfassung Zeit und mehr Datenspeicherplatz. Die Anzahl der Bildpunkte ist abhängig von der Laserrasterschrittgröße einzurichten und das Gewebe Größe. Für ein typisches Rinderlinse, die eine 1 cm 2-Gewebegröße hat, wird ein Gewebebild typischerweise von ca. zusammensetzt. 5.000 Pixel, wenn ein Laserrasterschrittweite von 200 um auf einer FT-ICR Instrument eingesetzt. Verwenden Sie ein "random-Spot"-Analyse, wie dies verhindert, dass Standort-basierte Verzerrung durch allmähliche Signaldämpfung während des Experiments.

4. Datenanalyse

  1. Kalibrieren Sie den MALDI-Massenspektren mit interner Kalibrierung für den ersten Vergleich und Spitzen für MS / MS zu wählen. De-Isotop und wählen Sie die monoisotopischen Spitzen, wie zuvor beschrieben, mit Hilfe einer angepassten VBA-Skript 38.
  2. Exportieren Sie die resultierende monoisotopischen Peaklisten und Eingabe die gemessenen m / z-Werte in die METLIN 39 und / oder 40 HMDB Metabolom-Datenbanken für Massenabgleich mit den Bibliothekseinträgen. Betrachten Sie die (M + H) +, (M + Na) + und (M + K) +-Ionen während der Datenbank-Suche, mit einem zulässigen Massenfehler von ± 1 ppm.
  3. Generieren MALDI Bilder für alle der über die gesamte Gewebeschnitt mit imag erkannt Lipid UnternehmenE-Analyse-Software, mit einem Massenfilter Breite von 1 ppm an der Peakspitze.
  4. Sobald Bilder wurden für alle m / z-Werte, die Datenbank-Einträge entsprechen generiert wurde, erzeugen Bilder für alle anderen Spitzen als auch für einzigartige Verteilungsmuster, die später untersucht werden können suchen.

5. Bestätigung der Identitäten der abgebildeten Lipide

  1. Bestätigen Sie die Identität der Hoch Fülle Lipide, die charakteristische Fragment-Ionen, die mit Hilfe der FT-ICR Gerät (zB 184,073 für Phospholipide) festgestellt werden können, durch MALDI-MS/MS haben. Führen MALDI-MS/MS mit stoßinduzierte Dissoziation (CID) direkt auf das Gewebe.
  2. Für die Lipidarten, die nicht direkt von MALDI-MS/MS bestätigt werden können, verwenden Sie eine UPLC System zu einem q-TOF-Massenspektrometer 34 gekoppelt.
    1. Manuell sezieren Aliquots enthaltend ~ 10 mg Gewebe aus dem Bereich, in dem die Spezies von Interesse lokalisiert wurde. Legen Sie diese Gewebe Aliquots in 2ml-Zentrifugenröhrchen.
    2. Homogenisieren jedes Gewebe Aliquot in 250 ul Wasser, mit einer Schwingmühle mit zwei 5-mm-Edelstahlmetallkugeln.
    3. 1 ml Chloroform-Methanol-Lösung (1:3, v / v), und die Wirbelrohre. Als nächstes zentrifugieren Verwendung einer Mikrozentrifuge bei 12.000 × g für 10 min.
    4. Sammeln Sie die Überstände und trocknen Sie sie in einer Drehzahl-Vakuum-Konzentrator.
    5. Lösen Sie die Rückstände in 100 ul 30:70 Isopropanol: Wasser. Speisen Sie einen 10-ul-Aliquot auf die UPLC-Säule für die Trennung mittels Gradientenelution.
    6. Verwenden Sie die chromatographischen Bedingungen für Online-Lipid LC-MS/MS, die bisher 34 erschienen sind.
    7. Generieren Sie extrahierten Ionenstrom (XIC) Chromatogramme mit den theoretischen m / z-Werte, mit einem Fenster von ± 50 ppm um den theoretischen Massen.
    8. Wenn authentischen Verbindungen für die Lipide sind, entsprechen den Retentionszeiten der authentischen Verbindungen mit denen der entsprechendenchenden XIC Spitzen aus den Gewebeproben. Wenn die Verbindungen die gleichen sind, sollten die Retentionszeiten und die MS / MS-Spektren überein.
  3. Wenn eine authentische Verbindung nicht verfügbar ist, verwenden Sie den Fragmentierungsmuster der detektierten Lipid einen Standard MS / MS-Spektrum aus einer Metabolom Datenbank wie METLIN oder HMDB entsprechen. Verwenden de novo spektrale Massen Interpretation, um eine mögliche Struktur für die Lipid bestimmen.

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Ergebnisse

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Gewebeproben, die geschnitten werden und Tauwetter montiert auf die ITO-beschichtete Glasobjektträger sollte intakt sein, ohne sichtbare Reißen. Für viele Gewebe, ist die direkte Montage auf Tauwetter Gewebe einer ITO-beschichteten Objektträger akzeptabel. Für einige spezifische Gewebe, wie Rinder Linse, umfangreiche Reißen des Gewebes oft gesehen, wenn eine direkte Tauwetter Montage verwendet wird (Abbildung 1a). Vorbeschichtung der ITO-Glasobjektträger mit Ethanol oder Ameisensäure (Fig. 1b)

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Diskussion

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Die wichtigsten Überlegungen für eine erfolgreiche MALDI MSI sind: 1) Gewebepräparation, 2)-Matrix Wahl, 3)-Matrix-Anwendung, und 4) die Interpretation der Daten und Analysen. Wenn die Probe und die Matrix in geeigneter Weise hergestellt wurde, wird die MS-Datenerfassung automatisiert. Die Analyse der Daten aus dieser Art von Test ist sehr arbeitsintensiv.

Entsprechende Gewebeaufbereitung ist entscheidend für eine erfolgreiche MALDI MSI Experimenten. Die Quelle des Gewebes und die Handhabung...

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Offenlegungen

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Wir haben nichts zu offenbaren.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren möchten Genome Kanada und Genome British Columbia Plattform für Finanzierung und Unterstützung danken. Wir danken auch Dr. Carol E. Parker für kritische Durchsicht des Manuskripts und Bearbeitung Unterstützung. CHL auch dank der British Columbia Proteomics Netzwerk für die Unterstützung.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
RattenleberPel-Freez Biologicals56023-2
RinderkalbslinsePel-Freez Biologicals57114-2Die Probe sollte vor Gebrauch entkapselt werden29
Dithranol (DT)Sigma-Aldrich10608MALDI-Matrix
α-Cyano-4-hydroxy-zimtsäure (CHCA)Sigma-Aldrich70990MALDI-Matrix
2,5-Dihydroxybenzoesäure (DHB)Sigma-Aldrich85707MALDI Matrix
ReserpinSigma-Aldrich83580
TerfenadinSigma-AldrichT9652
AmeisensäureSigma-Aldrich14265
AmmoniumformiatSigma-Aldrich14266
AmmoniumhydroxidSigma-Aldrich
Trifluoressigsäure (TFA)Sigma-Aldrich302031
WasserSigma-Aldrich39253
MethanolSigma-Aldrich34860
AcetonitrilSigma-Aldrich34967
EthylacetatSigma-Aldrich34972
IsopropanolSigma-Aldrich34965
ChloroformSigma-Aldrich366927
AcetonSigma-Aldrich34850
EthanolKommerzielle Alkohole95%
ES Tuning MixAgilent TechnologiesG2431A
ITO Beschichtete GlasobjektträgerHudson Surface TechnologyPSI1207000Stellen Sie sicher, dass die Proben auf der elektrisch leitfähigen Seite platziert
Ohne Shake-N-Squeeze-KorrekturstiftBicWOSQP11
Airbrush-SprühgerätIwataEclipse HP-CS
ImagePrepBruker249500-LS
MALDI-AdapterBruker235380
320145 werden

Referenzen

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  1. Chaurand, P., Stoeckli, M., Caprioli, R. M. Direct Profiling of Proteins in Biological Tissue Sections by MALDI Mass Spectrometry. Anal. Chem. 71, 5263-5270 (1999).
  2. Caprioli, R. M., Farmer, T. B., Gile, J. Molecular Imaging of Biological Samples. Localization of Peptides and Proteins Using MALDI-TOF MS. Anal. Chem. 69, 4751-4760 (1997).
  3. Amstalden van Hove, E. R., Smith, D. F., Heeren, R. M. A. A concise review of mass spectrometry imaging. J. Chromatogr. A. 1217, 3946-3954 (2010).
  4. Norris, J. L., Caprioli, R. M. Analysis of Tissue Specimens by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Imaging Mass Spectrometry in Biological and Clinical Research. Chem. Rev. Feb 11, (2013).
  5. Walch, A., Rauser, S., Deininger, S. -O., Höfler, H. MALDI imaging mass spectrometry for direct tissue analysis: a new frontier for molecular histology. Histochem. Cell Biol. 130, 421-434 (2008).
  6. Hsieh, Y., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry for direct measurement of clozapine in rat brain tissue. Rapid Commun. Mass Spectrom. 20, 965-972 (2006).
  7. Trim, P. J., et al. Matrix-assisted laser desorption/ionization-ion mobility separation-mass spectrometry imaging of vinblastine in whole body tissue sections. Anal. Chem. 80, 8628-8634 (2008).
  8. Khatib-Shahidi, S., Andersson, M., Herman, J. L., Gillespie, T. A., Caprioli, R. M. Direct molecular analysis of whole-body animal tissue sections by imaging MALDI mass spectrometry. Anal. Chem. 78, 6448-6456 (2006).
  9. Atkinson, S. J., Loadman, P. M., Sutton, C., Patterson, L. H., Clench, M. R. Examination of the distribution of the bioreductive drug AQ4N and its active metabolite AQ4 in solid tumours by imaging matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom. 21, 1271-1276 (2007).
  10. Drexler, D. M., et al. Utility of imaging mass spectrometry (IMS) by matrix-assisted laser desorption ionization (MALDI) on an ion trap mass spectrometer in the analysis of drugs and metabolites in biological tissues. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 55, 279-288 (2007).
  11. Prideaux, B., Stoeckli, M. Mass spectrometry imaging for drug distribution studies. J. Proteomics. 75, 4999-5013 (2012).
  12. Sugiura, Y., Setou, M. Imaging Mass Spectrometry for Visualization of Drug and Endogenous Metabolite Distribution: Toward In Situ Pharmacometabolomes. J. Neuroimmune Pharmacol. 5, 31-43 (2009).
  13. Garrett, T. J., Yost, R. A. Analysis of intact tissue by intermediate-pressure MALDI on a linear ion trap mass spectrometer. Anal. Chem. 78, 2465-2469 (2006).
  14. Woods, A. S., Jackson, S. N. Brain tissue lipidomics: direct probing using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry. AAPS J. 8, 391-395 (2006).
  15. Cha, S., Yeung, E. S. Colloidal graphite-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry and MSn of small molecules. 1. Imaging of cerebrosides directly from rat brain tissue. Anal. Chem. 79, 2373-2385 (2007).
  16. Burnum, K. E., et al. Spatial and temporal alterations of phospholipids determined by mass spectrometry during mouse embryo implantation. J. Lipid Res. 50, 2290-2298 (2009).
  17. Veloso, A., et al. Anatomical distribution of lipids in human brain cortex by imaging mass spectrometry. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 329-338 (2011).
  18. Tanaka, H., et al. Distribution of phospholipid molecular species in autogenous access grafts for hemodialysis analyzed using imaging mass spectrometry. Anal. Bioanalyt. Chem. 400, 1873-1880 (2011).
  19. Lou, X., van Dongen, J. L., Vekemans, J. A., Meijer, E. W. Matrix suppression and analyte suppression effects of quaternary ammonium salts in matrix-assisted laser desorption/ionization time-of-flight mass spectrometry: an investigation of suppression mechanism. Rapid Comm. Mass Spectrom. 23, 3077-3082 (2009).
  20. Knochenmuss, R., Karbach, V., Wiesli, U., Breuker, K., Zenobi, R. The matrix suppression effect in matrix-assisted laser desorption/ionization: application to negative ions and further characteristics. Rapid Commun. Mass Spectrom. 12, 529-534 (1998).
  21. Puolitaival, S. M., Burnum, K. E., Cornett, D. S., Caprioli, R. M. Solvent-free matrix dry-coating for MALDI imaging of phospholipids. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 882-886 (2008).
  22. Hankin, J. A., Barkley, R. M., Murphy, R. C. Sublimation as a Method of Matrix Application for Mass Spectrometric Imaging. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 19, 1646-1652 (2007).
  23. Grove, K. J., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. Matrix pre-coated MALDI MS targets for small molecule imaging in tissues. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 22, 192-195 (2011).
  24. Fuchs, B., Süss, R., Schiller, J. An update of MALDI-TOF mass spectrometry in lipid research. Prog. Lipid Res. 49, 450-475 (2010).
  25. Murphy, R. C., Hankin, J. A., Barkley, R. M., Zemski Berry, K. A. MALDI imaging of lipids after matrix sublimation/deposition. Biochim. Biophys. Acta. 1811, 970-975 (2011).
  26. Vermillion-Salsbury, R. L., Hercules, D. M. 9-Aminoacridine as a matrix for negative mode matrix-assisted laser desorption/ionization. Rapid Commun. Mass Spectrom. 16, 1575-1581 (2002).
  27. Hu, C., et al. Analytical strategies in lipidomics and applications in disease biomarker discovery. J. Chromatogr. B Analyt. Technol. Biomed. Life Sci. 877, 2836-2846 (2009).
  28. Miura, D., et al. Ultrahighly sensitive in situ metabolomic imaging for visualizing spatiotemporal metabolic behaviors. Anal. Chem. 82, 9789-9796 (2010).
  29. Cerruti, C. D., Benabdellah, F., Laprevote, O., Touboul, D., Brunelle, A. MALDI Imaging and Structural Analysis of Rat Brain Lipid Negative Ions with 9-Aminoacridine Matrix. Anal. Chem. 84, 2164-2171 (2012).
  30. Astigarraga, E., et al. Profiling and Imaging of Lipids on Brain and Liver Tissue by Matrix-Assisted Laser Desorption/Ionization Mass Spectrometry Using 2-Mercaptobenzothiazole as a Matrix. Anal. Chem. 80, 9105-9114 (2008).
  31. Whitehead, S. N., et al. Imaging mass spectrometry detection of gangliosides species in the mouse brain following transient focal cerebral ischemia and long-term recovery. PloS one. 6, e20808(2011).
  32. Cornett, D. S., Frappier, S. L., Caprioli, R. M. MALDI-FTICR imaging mass spectrometry of drugs and metabolites in tissue. Anal. Chem. 80, 5648-5653 (2008).
  33. Deininger, S. O., et al. Normalization in MALDI-TOF imaging datasets of proteins: practical considerations. Anal. Bioanalyt. Chem. 401, 167-181 (2011).
  34. Le, C. H., Han, J., Borchers, C. H. Dithranol as a MALDI matrix for tissue imaging of lipids by Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Anal. Chem. 84, 8391-8398 (2012).
  35. Han, J., Schey, K. L. MALDI Tissue Imaging of Ocular Lens α-Crystallin. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 2990-2996 (2006).
  36. Schwartz, S. A., Reyzer, M. L., Caprioli, R. M. Direct tissue analysis using matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: practical aspects of sample preparation. J. Mass Spectrom. 38, 699-708 (2003).
  37. Chen, Y., et al. Imaging MALDI mass spectrometry of sphingolipids using an oscillating capillary nebulizer matrix application system. Meth. Mol. Biology. 656, 131-146 (2010).
  38. Han, J., et al. Towards high throughput metabolomics using ultrahigh field Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Metabolomics. 4, 128-140 (2008).
  39. Smith, C. A., et al. METLIN: a metabolite mass spectral database. Ther. Drug Monit. 27, 747-751 (2005).
  40. Wishart, D. S., et al. HMDB: a knowledgebase for the human metabolome. Nucleic Acids Res. 37, D603-D610 (2009).
  41. Hoteling, A. J., Erb, W. J., Tyson, R. J., Owens, K. G. Exploring the importance of the relative solubility of matrix and analyte in MALDI sample preparation using HPLC. Anal. Chem. 76, 5157-5164 (2004).
  42. Hoteling, A. J., Mourey, T. H., Owens, K. G. Importance of solubility in the sample preparation of poly(ethylene terephthalate. for MALDI TOFMS. Anal. Chem. 77, 750-756 (2005).
  43. Shroff, R., Rulísek, L., Doubsky, J., Svatos, A. Acid-base-driven matrix-assisted mass spectrometry for targeted metabolomics. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 106, 10092-10096 (2009).
  44. Eikel, D., et al. Liquid extraction surface analysis mass spectrometry (LESA-MS) as a novel profiling tool for drug distribution and metabolism analysis: the terfenadine example. Rapid Comm. Mass Spectrom. 25, 3587-3596 (2011).
  45. Sadeghi, M., Vertes, A. Crystallite size dependence of volatilization in matrix-assisted laser desorption ionization. Appl. Surf. Sci. 127 - 129, 226-234 (1998).
  46. O'Connor, P. B., Costello, C. E. Internal Calibration on Adjacent Samples (InCAS) with Fourier Transform Mass Spectrometry. Anal. Chem. 72, 5881-5885 (2000).
  47. Jing, L., Amster, I. J. An improved calibration method for the matrix-assisted laser desorption/ionization-Fourier transform ion cyclotron resononance analysis of 15N-metabolically- labeled proteome digests using a mass difference approach. Eur. J. Mass Spectrom. 18, 269-277 (2012).
  48. Zhang, L. -K., Rempel, D., Pramanik, B. N., Gross, M. L. Accurate mass measurements by Fourier transform mass spectrometry. Mass Spectrom. Rev. 24, 286-309 (2005).
  49. Clemis, E. J., et al. Quantitation of spatially-localized proteins in tissue samples using MALDI-MRM imaging. Anal. Chem. 84, 3514-3522 (2012).
  50. Schwamborn, K., Caprioli, R. M. Molecular imaging by mass spectrometry--looking beyond classical histology. Nat. Rev. Cancer. 10, 639-646 (2010).
  51. Oppenheimer, S. R., Mi, D., Sanders, M. E., Caprioli, R. M. Molecular analysis of tumor margins by MALDI mass spectrometry in renal carcinoma. J. Proteome Res. 9, 2182-2190 (2010).

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