Methodenartikel

Verwendung von Caenorhabditis elegans als Modellsystem zur Untersuchung der Proteinhomöostase in einem mehrzelligen Organismus

DOI:

10.3791/50840

⸱

18. Dezember 2013

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Life Sciences, National Institute for Biotechnology in the Negev, Ben-Gurion University of the Negev

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Um die Beziehung zwischen Proteinhomöostase, Stress und Alterung zu untersuchen, haben wir Veränderungen in der Proteinfaltung beobachtet, indem wir die Proteindysfunktion, die Proteinlokalisierung in der Zelle und die Proteinstabilität auf organismischer, zellulärer und Proteinebene verfolgt haben, wobei wir das genetisch manipulierbare Metazoon Caenorhabditis elegans als Modellsystem verwendet haben.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Faltung und Assemblierung von Proteinen ist essentiell für die Proteinfunktion, die langfristige Gesundheit der Zelle und die Langlebigkeit des Organismus. Historisch gesehen wurde die Funktion und Regulation der Proteinfaltung in vitro, in isolierten Gewebekulturzellen und in einzelligen Organismen untersucht. Jüngste Studien haben Zusammenhänge zwischen Proteinhomöostase (Proteostase), Stoffwechsel, Entwicklung, Alterung und Temperaturwahrnehmung aufgedeckt. Diese Erkenntnisse führten zur Entwicklung neuer Werkzeuge zur Überwachung der Proteinfaltung im Modellmetazoen-Organismus Caenorhabditis elegans. In unserem Labor kombinieren wir Verhaltensassays, bildgebende Verfahren und biochemische Ansätze mit temperaturempfindlichen oder natürlich vorkommenden metastabilen Proteinen als Sensoren der Faltungsumgebung, um die Fehlfaltung von Proteinen zu überwachen. Verhaltensassays, die mit der Fehlfaltung eines bestimmten Proteins in Verbindung gebracht werden, liefern eine einfache und aussagekräftige Auslesung für die Proteinfaltung und ermöglichen ein schnelles Screening von Genen und Bedingungen, die die Faltung modulieren. Ebenso kann eine solche Fehlfaltung mit einer Fehllokalisierung von Proteinen in der Zelle verbunden sein. Die Überwachung der Proteinlokalisierung kann daher Veränderungen der zellulären Faltungskapazität aufzeigen, die in verschiedenen Geweben, in verschiedenen Entwicklungsstadien und angesichts sich ändernder Bedingungen auftreten. Schließlich können wir mit biochemischen Werkzeugen ex vivo die Stabilität und Konformation von Proteinen direkt überwachen. Durch die Kombination von Verhaltensassays, Bildgebung und biochemischen Techniken sind wir in der Lage, die Fehlfaltung von Proteinen mit der Auflösung des Organismus, der Zelle bzw. des Proteins zu überwachen.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das Zusammenspiel der verschiedenen Schritte der Proteinbiosynthese, wie z.B. mRNA-Transkription, -Verarbeitung und -Translation, sowie Proteinfaltung, Translokation und Assemblierung/Demontage, bestimmt die Belastung metastabiler Proteine, die für ihre Funktion von den zellulären Proteinqualitätskontrollmechanismen abhängen1. Das Fehlen oder die Fehlfunktion von Maschinerien zur Proteinqualitätskontrolle kann daher zum funktionellen Verfall verschiedener Arten von zellulären Maschinerien und zum Auftreten von Krankheiten der Proteinfehlfaltung führen2-7. Wenn die Kapazität der Proteinfaltungs- und Clearance-Maschinerie mit der Belastung metastabiler Proteine ausgeglichen wird, wird die Proteinhomöostase (Proteostase) erreicht, ein Zustand, der letztendlich die Akkumulation von fehlgefalteten Proteinen und die Aggregation innerhalb der Zellen verhindert6. Es wird angenommen, dass die Akkumulation fehlgefalteter Proteine das Signal ist, das stressinduzierbare Transkriptionsfaktoren wie den Hitzeschockfaktor (HSF-1) aktiviert und zur Aktivierung zytoprotektiver Stressantworten führt6,8.

Unser Verständnis der Funktionen von Proteostase-Netzwerken in Metazoen wurde hauptsächlich aus in vitro Rekonstitutionsstudien und aus Beobachtungen mit Gewebekulturzellen und einzelligen Organismen abgeleitet9. So konzentrierte sich beispielsweise die Forschung an molekularen Chaperonen, die Proteinschäden verhindern und beheben, auf biochemische und zellbiologische Studien der Mechanismen der Chaperon-vermittelten Proteinfaltung, -disaggregation und -translokation10-13. Im Vergleich dazu gibt es nur begrenzte Informationen über die integrierte Funktion verschiedener Proteostasekomponenten in den verschiedenen Zellen und Geweben von Metazoen unter "normalen" Wachstumsbedingungen und als Reaktion auf Stress11. Die Entdeckung, dass in C. elegans die zelluläre Proteinqualitätskontrolle auch zellunabhängig reguliert werden kann, wie in Experimenten zum Ausdruck kommt, die zeigen, dass Mutationen in den beiden Neuronen, die die Temperatur wahrnehmen, die Aktivierung der Hitzeschockreaktion blockieren und die Wärmetoleranz verringern können, zeigten die Notwendigkeit, die Proteostase-Regulation in mehrzelligen Organismen zu untersuchen14-17. Was jedoch fehlt, ist ein zusammenhängendes Bild davon, wie Proteostase-Netzwerke, wie die verschiedenen molekularen Chaperon-Familien, im Gewebe eines intakten Metazoons funktionieren und wie dynamisch diese Netzwerke während der Entwicklung und des Alterns sind. Um dieses Ziel zu erreichen, werden zuverlässige Sensoren zur Überwachung der Proteomerhaltung bei lebenden Tieren benötigt, um die proteostatische Kapazität verschiedener Zellen in einem mehrzelligen Organismus im Laufe der Entwicklung und des Alterns zu bestimmen.

Damit ein gegebenes Protein als Sensor der zellulären Proteostase fungieren kann, muss es auf Veränderungen in der zellulären Faltungsumgebung reagieren, während es die Faltung von nicht verwandten Proteinen in der Zelle nur minimal stört. Um die Aufrechterhaltung und Wiederherstellung der zellulären Proteostase in einem lebenden Organismus zu untersuchen, können zwei komplementäre Ansätze verfolgt werden, die auf Faltungssensoren beruhen. Die erste beruht auf designten Faltungssensoren, die auf experimentell identifizierten metastabilen Proteinen basieren, von denen bekannt ist, dass sie von Proteostase-Maschinerien abhängen, wie z.B. Glühwürmchen-Luciferase18-20 oder GFP, das mit einem Degron21-24 markiert ist. Im zweiten Ansatz werden endogene metastabile Proteine, wie z. B. temperaturempfindliche oder altersabhängige aggregierende Proteine, die auf inkrementelle Veränderungen in der zellulären Umgebung reagieren, verfolgt25-27. Entworfene Faltungssensoren erfüllen keine wesentliche biologische Funktion, bieten aber den Vorteil, dass sie mit leistungsstarken Reporting-Assays, wie z. B. GFP-markierten Proteinen, nachweisbar sind und mit vielen verschiedenen Zell- und Tiermodellen eingesetzt werdenkönnen 18. Da jedoch die Einführung eines einzelnen fremden Proteins die Faltungsumgebung beeinflussen kann27, können solche Polypeptide die zelluläre Proteostase-Maschinerie überlasten. Alternativ können entworfene Faltungssensoren, die nicht nativ für die Zelle sind, auf der sie berichten, nicht durch Veränderungen in der Proteostasekapazität der Zelle beeinflusst werden. Zum Beispiel erforderte ein GFP-markiertes Proteasom-Reportersubstrat ~90% des Proteasoms, um gehemmt zu werden, bevor ein Phänotyp nachgewiesen werden konnte23. Im Gegensatz dazu bieten endogene metastabile Proteine, die auf die Proteostase-Maschinerie der Zelle angewiesen sind, den Vorteil, dass sie sich innerhalb des zellulären Empfindlichkeitsbereichs befinden. Der Funktionsverlust, der mit der Fehlfaltung solcher Proteine verbunden ist, kann sich jedoch auch auf die zelluläre Funktion und die Lebensfähigkeit des Organismus auswirken. Hier konzentrieren wir uns auf den Einsatz von endogenen C. elegans-Faltungssensoren.

C. elegans ist ein gut etabliertes Metazoenmodell für die Untersuchung von Entwicklung und Alterung, das viele konservierte biologische Wege nutzt und verwendet werden kann, um die Proteinfaltung in der Zelle zu verfolgen, indem eine Kombination aus Zellbiologie, biochemischen und genetischen Ansätzen verwendet wird. Wir setzten metastabile Proteine als Sonden für die proteostatische Kapazität ein, indem wir Veränderungen in ihrem Phänotyp, ihrer Lokalisation und Stabilität überwachten. Darüber hinaus kann eine Vielzahl von Proteinfunktionen durch einfache Verhaltensanalyse untersucht werden. Ebenso kommt es zu einer erheblichen Fehllokalisierung von Proteinen, wenn zelluläre Proteinqualitätskontrollnetzwerke sich nicht an die zellulären Anforderungen anpassen. Proteine können in Zellen lebender Tiere mithilfe von fluoreszenzmarkierten Proteinen oder durch Immunfärbung leicht sichtbar gemacht werden. Schließlich ist es mit ex vivo-Methoden möglich, die Proteinexpression und -stabilität zu überwachen. Dies ermöglicht ein schnelles und einfaches Screening von Verhaltens- und physiologischen Veränderungen, gekoppelt mit einer eingehenden Analyse der Proteinlokalisierung und -stabilität, was die Überwachung von Proteostase-Modifikatoren ermöglicht. Durch die Kombination dieser verschiedenen Methoden kann ein umfassender Blick auf die Proteinfaltungsumgebung einer Zelle gewonnen werden. In der Tat wurde diese Strategie erfolgreich zur Überwachung der Proteostase-Störung in C. elegans, Hefen, Gewebekulturen und Bakterien eingesetzt15,25-35.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Verwendung von Verhaltensassays zur Überwachung der Proteinfaltung in einem lebenden Organismus

1. Synchronisieren von Tieren für Verhaltenstests

  1. Befolgen Sie die Standardmethoden für die Pflege von C. elegans36, einschließlich der Vorbereitung von Medien und Platten, der Futterzubereitung und der Wachstumsbedingungen der Tiere. Kontrollieren Sie die Anbaubedingungen sorgfältig, einschließlich der Temperatur (15-25 °C), der Populationsgröße und der Verfügbarkeit von Nahrungsmitteln. Entsorgen Sie alle Platten, die bakteriell oder pilzlich kontaminiert sind.
  2. Entnehmen Sie 15-30 Embryonen, übertragen Sie sie auf neue Platten und wachsen Sie für die Dauer des Experiments bei der gewünschten Temperatur (15-25 °C). Alternativ 10-20 trächtige adulte Tiere auf einen Teller legen, sie 30-60 min Eier legen lassen und dann vom Teller nehmen. Sowohl die direkte Entnahme von Embryonen als auch das Setzen trächtiger adulter Tiere führen zu einer gewissen Variabilität im Alter (±6 Stunden). Um diese Variabilität zu reduzieren, wählen Sie entweder Embryonen in einem bestimmten Stadium, z. B. im Kommastadium, oder setzen Sie 10-20 erwachsene Tiere ein, die gerade erst mit der Eiablage beginnen (Tag 2 des Erwachsenenalters). Vermeiden Sie nach Möglichkeit eine Synchronisation durch Bleichen, da diese Behandlung stressig ist und die Proteostase beeinträchtigen kann.
  3. Entnehmen Sie synchronisierte Tiere, geben Sie sie zur Bewertung auf eine Testplatte und verwerfen Sie sie.

2. Bewegungs-Assay

Synchronisierte Tiere aufnehmen und auf eine saubere Platte bei der gewünschten Temperatur für die Bewegungsbewertung (15-25 °C) legen. Bewerten Sie für jedes biologische Replikat >20 Tiere und wiederholen Sie den Assay mindestens 3x pro Versuchsbedingung. Verwenden Sie den Wilcoxon-Mann-Whitney-Rangsummentest, um zwei unabhängige experimentelle Bedingungen zu vergleichen.

  1. Um auf eine leichte Bewegungsbeeinträchtigung zu testen, setzen Sie 5-7 Tiere zusammen in die Mitte eines sauberen Bakterienrasens und lassen Sie die Tiere 2 Minuten lang auf der Platte wandern. Dieses Zeitintervall wurde anhand der Zeit bestimmt, die 90 % der Wildtyp-Tiere benötigten, um einen 1 cm großen Kreis zu überwinden.
  2. Die Anzahl der Tiere, die einen 1-cm-Kreis nicht passiert haben (z. B. die sich in einem Radius von 1 cm von dem Punkt befanden, an dem sie aufgestellt wurden), wird innerhalb von 2 Minuten als unkoordiniert gezählt.
  3. Um auf schwere Bewegungseinschränkungen zu testen, setzen Sie die Tiere auf einen sauberen Bakterienrasen.
  4. Fotografieren Sie mehrere Tiere zum Zeitpunkt Null (t=0) und noch einmal 5 min später (t=5). Tiere, die sich nach 5 Minuten nicht eine Körperlänge bewegt haben, gelten als gelähmt.

3. Wärmewiderstand

  1. Entnehmen Sie >20 synchronisierte Tiere und geben Sie sie auf eine 24-Well-Platte mit 450 μl Heat Shock (HS)-Puffer (Tabelle 1). Bewerten Sie für jedes biologische Replikat >20 Tiere und wiederholen Sie den Assay mindestens 4x pro Versuchsbedingung.
  2. Übertragen Sie die 24-Well-Platte in ein beheiztes Bad. Die HS-Temperatur und -Dauer hängen stark von den Wachstumsbedingungen ab, insbesondere von der Kultivierungstemperatur.
  3. Ergänzen Sie den HS-Puffer mit 9 μl SYTOX orange.
  4. Bewerten Sie das Überleben der Tiere, indem Sie die Farbstoffaufnahme mit einem fluoreszierenden Stereoskop mit einem TXR-Filter überwachen. Tiere, die den Farbstoff aufgenommen haben, sind tot. Verwenden Sie den Wilcoxon-Mann-Whitney-Rangsummentest, um zwei unabhängige experimentelle Bedingungen zu vergleichen.

Verwendung von Immunfärbung und markierten Proteinen zur Überwachung der Proteinfaltung in bestimmten Zellen

4. Überwachung der Lokalisierung von Proteinen durch Immunfärbung

  1. In der erforderlichen Phase werden mindestens 30 Tiere in ein Eppendorf-Röhrchen überführt, das den M9-Puffer36 enthält.
  2. Waschen Sie die Tiere einige Male mit M9-Puffer, indem Sie einen kurzen Zentrifugationsschritt mit niedriger Geschwindigkeit (3.000 U/min/900 x g, 2 min) durchführen und wieder aufwirbeln.
  3. Lege die Röhren zum Abkühlen für ein paar Minuten auf Eis.
  4. Überschüssige Flüssigkeit entfernen und mit 500 μl eiskalter 4%iger Paraformaldehydlösung inkubieren (Tabelle 2). Die Inkubationszeit muss für jedes untersuchte Protein kalibriert werden und sollte bei Raumtemperatur etwa 5-30 Minuten betragen. Eine längere Inkubation bei 4 °C kann ebenfalls durchgeführt werden, was jedoch die Permeabilisierung der Probe beeinträchtigen kann.
  5. Fixierte Tiere 3x mit PBS-Tween (pH 7,2) Puffer durch Zentrifugation waschen (3.000 U/min, 1-2 min). Die Tiere können in diesem Stadium einige Wochen bei 4 °C gelagert werden.
  6. Sammeln Sie die Tiere durch Zentrifugation (3.000 U/min, 1-2 min).
  7. Entfernen Sie in der Haube den größten Teil des Überstands und resuspendieren Sie das Pellet in 1 ml β-Mercaptoethanol (β-ME)-Lösung (Tabelle 2).
  8. Über Nacht bei 37 °C unter leichtem Schaukeln auf einem Nutator inkubieren.
  9. In der Haube die Tiere 3x mit PBS-Tween (pH 7,2) Puffer waschen.
  10. Die Tiere werden in 50-100 μl PBS-Tween (pH 7,2) resuspendiert. Die Tiere können in diesem Stadium einige Wochen bei 4 °C gelagert werden.
  11. Sammeln Sie die Tiere durch Zentrifugation (3.000 U/min, 1-2 min) und entfernen Sie den größten Teil des PBS-Tween-Puffers.
  12. Geben Sie 100-150 μl Kollagenaselösung in jedes Röhrchen und inkubieren Sie bei 37 °C unter starkem Rühren (mit einem Thermomischer oder einem Schüttelinkubator).
  13. Untersuchen Sie die Tiere häufig unter einem Stereomikroskop, beginnend nach 5 Minuten Inkubation. Wenn 20 % der Tiere zerbrochen sind, stoppen Sie die Reaktion, indem Sie das Röhrchen auf Eis legen. Dieser Schritt ist hochsensibel! Die Dauer der Behandlung hängt von den Fixationsbedingungen ab und kann je nach Stamm stark variieren. Eine längere Inkubation kann zu einer vollständigen Verschlechterung der Tiere führen. Die Bedingungen müssen für jede verwendete Enzymcharge kalibriert werden, und der Abbau sollte sorgfältig überwacht werden.
  14. Waschen Sie die Tiere zweimal in PBS-Tween (pH 7,2) und sammeln Sie die Tiere dann durch Zentrifugation (3.000 U/min, 1-2 min) und entfernen Sie den größten Teil des PBS-Tween-Puffers.
  15. 1 ml AbA-Lösung (Tabelle 2) zugeben und 1 Stunde lang bei Raumtemperatur unter leichtem Schaukeln inkubieren. Die Tiere können in diesem Stadium einige Wochen bei 4 °C gelagert werden.
  16. Die Tiere werden durch Zentrifugation (3.000 U/min, 1-2 min) aufgefangen und in 200 μl AbA resuspendiert.
  17. Den auf 1:100-1:1.000 verdünnten Primärantikörper in AbA-Lösung zugeben und unter leichtem Schaukeln inkubieren. Die Temperatur und die Dauer der Inkubation können zwischen den Antikörpern variieren und sollten für jedes untersuchte Protein kalibriert werden. Wir beginnen mit einer Inkubation über Nacht bei Raumtemperatur.
  18. Waschen Sie die Tiere durch Zentrifugation (3.000 U/min, 1-2 min).
  19. AbA-Puffer (1 ml) zugeben und unter schonendem Mischen 15-60 min bei Raumtemperatur inkubieren. Die Tiere können in diesem Stadium einige Wochen bei 4 °C gelagert werden.
  20. Optional: Die Probe kann auch mit Fluoreszenzfarbstoffen gefärbt werden. Dazu wird der Farbstoff (z.B. DAPI (2 mg/ml) oder Phalloidin (1:100)) auf 200 μl AbA gegeben und unter leichtem Schaukeln bis zu 1 h inkubiert. Dieser Schritt kann während eines der Schritte zum Waschen des Sekundärantikörpers durchgeführt werden.
  21. Waschen Sie die Tiere 3x, indem Sie die Schritte 4.18-4.19 wiederholen.
  22. 100 μl AbA mit dem entsprechenden fluoreszenzmarkierten Sekundärantikörper, verdünnt im Verhältnis 1:100, zugeben.
  23. Die Proben werden abgedeckt (oder in einem dunklen Röhrchen) aufbewahrt und mehrere Stunden lang bei Raumtemperatur unter Schaukeln inkubiert.
  24. Waschen Sie die Tiere 3x, indem Sie sie in AbA-Puffer (1 ml) mit sanftem Mischen für 15-60 min bei Raumtemperatur inkubieren, gefolgt von einer Zentrifugation (3.000 U/min, 1-2 min). Die Tiere können in diesem Stadium einige Wochen bei 4 °C gelagert werden.
  25. Um Tiere auf Objektträger zu montieren, entfernen Sie die gesamte Flüssigkeit und resuspendieren Sie sie in 10 μl desselben Puffers.
  26. Schneiden Sie das Ende der Pipettenspitze ab, um ein Scheren der Tiere zu vermeiden, und geben Sie 1-2 μl der Probe auf einen Objektträger.
  27. Fügen Sie Eindeckmedium im Verhältnis 1:1 hinzu.
  28. Decken Sie die Folie vorsichtig mit einem Deckglas ab und versiegeln Sie sie mit Nagellack. Wird der Objektträger nicht sofort überwacht, können die Objektträger über einen längeren Zeitraum bei -20 °C gelagert werden.

5. Überwachung der Lokalisierung von markierten Proteinen

  1. In der erforderlichen Phase werden mindestens 15 Tiere in einen 10-ml-Tropfen M9-Puffer auf einem Objektträger aufgefangen.
  2. Setzen Sie die Tiere mit einem "Wurmpickel" in einen 10-ml-Tropfen Paraformaldehydlösung (4%) (Tabelle 2) und warten Sie, bis sich alle Tiere nicht mehr bewegen (ca. 5 Minuten).
  3. Mit einem "Wurmpickel" werden die Tiere in einen 2-ml-Tropfen M9-Puffer und Einbettmedium (1:1) gebracht (Tabelle 2).
  4. Decken Sie die Tiere vorsichtig mit einem Deckglas ab und versiegeln Sie sie mit Nagellack.

Verwendung von ex vivo Assays zur Überwachung der Proteinfaltung und -stabilität

6. Partieller Aufschluss

  1. Die Tiere werden von 15 Platten (60 mm) mit 1-2 ml M9-Puffer in einem Mikrofuge-Röhrchen gewaschen. Bitte beachten Sie, dass die Tiere nicht überfüllt sein sollten und während der gesamten Dauer des Versuchs ausreichend Futter zur Verfügung stehen sollte.
  2. Waschen Sie die Tiere einige Male mit M9-Puffer, indem Sie die Tiere zentrifugieren (3.000 U/min, 2 min) und wieder suspendieren.
  3. Nach dem letzten Schleudern werden die Tiere in 100 μl M9-Puffer resuspendiert.
  4. Schockfrosten in Flüssigkeit N2. Die Proben können bei -80 °C gelagert werden.
  5. Mahlen Sie die Probe mit einem gekühlten Stößel und einem motorisierten Bohrer (ein tragbarer Gewebekulturbohrer kann auch verwendet werden). Bewahren Sie die Probe auf Eis auf und vermeiden Sie eine Überhitzung.
  6. Untersuchen Sie die Tiere häufig unter einem Stereomikroskop, um festzustellen, ob das Schleifen abgeschlossen ist. Wenn noch unversehrte Tiere übrig sind, wiederholen Sie den Vorgang.
  7. Schätzen Sie das Volumen, indem Sie den Wurmextrakt pipettieren.
  8. Fügen Sie ein Verhältnis von (2x) Wurmlyselösung im Verhältnis 1:1 hinzu (Tabelle 3). Verwenden Sie keine Proteasehemmer jeglicher Art.
  9. 15 min auf Eis inkubieren.
  10. Ablagerungen durch Zentrifugation (1.000 x g für 2 min) in einer vorgekühlten Zentrifuge (4 °C) entfernen.
  11. Den Überstand in ein sauberes Mikrofugenröhrchen umfüllen. Die Proben können direkt verwendet oder bei -80 °C gelagert werden.
  12. Bereiten Sie die Chymotrypsin-Lösung vor (Tabelle 3) und halten Sie sie bis zur Verwendung auf Eis.
  13. Bestimmen Sie die Gesamtproteinkonzentration mit dem Bradford-Assay.
  14. Die Probe wird bei Bedarf so verdünnt, dass die Gesamtproteinkonzentration 3-3,5 mg/ml beträgt.
  15. Fügen Sie Chymotrypsin-Lösung zum Gesamtproteinlysat (1:1.200) hinzu.
  16. Um die Inkubationszeit zu bestimmen, inkubieren Sie die Probe 60 Minuten lang mit Chymotrypsin. Entfernen Sie 20 μl Aliquots zu verschiedenen Zeitpunkten (z. B. 0, 5, 20, 40 und 60 Minuten) aus der Probe, mischen Sie sie sofort mit SDS-Probenpuffer und kochen Sie sie 5 Minuten lang bei 96 °C. *Alternativ können Sie die Probe mit unterschiedlichen Konzentrationen von Chymotrypsin inkubieren und die Reaktion nach einer bestimmten Zeit stoppen, indem Sie SDS-Probenpuffer hinzufügen und 5 Minuten kochen lassen bei 96 °C.
  17. Führen Sie Proben auf einem SDS-PAGE-Gel aus.
  18. Führen Sie eine Western-Blot-Analyse mit geeigneten Antikörpern durch, um die relative Stabilität des Proteins zu bestimmen.
  19. Bestimmen Sie die optimalen Bedingungen (Chymotrypsin-Konzentration und Verdauungszeit), die signifikante Veränderungen zwischen den Proben aufweisen, und verwenden Sie diese Bedingungen für zukünftige Experimente.
  20. Bestimmen Sie die Intensität verschiedener Verdauungsprodukte (Fragmente mit niedrigerem Molekulargewicht) mit Hilfe von Densitometrie-Software, wie z. B. dem NIH-Bildgelmodul.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Eine beeinträchtigte Faltungsumgebung kann zu Fehlfaltung und Aggregation von Proteinen führen. Eine Fehlfaltung von Proteinen ist mit einer veränderten Konformation verbunden und führt zu einem Verlust der Proteinfunktion. Wir verwenden komplementäre Ansätze, um die Proteinfaltung und -funktion in intakten Tieren, spezifischen Zellen und Proteinextrakten zu überwachen. Eine intelligente Wahl des Faltungssensors, die auf starken Verhaltens- und zellulären Phänotypen basiert, die mit einer bekannten destabilisierenden Mut...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sonden der zellulären Proteostasekapazität müssen hochempfindlich auf Veränderungen in der Faltungsumgebung reagieren und leicht zu überwachen sein, um eine Echtzeitbewertung der Qualitätskontrolle der Proteinfaltung zu ermöglichen. Mit metastabilen Proteinen als Sonden für die Proteostasekapazität überwachten wir Veränderungen des Phänotyps, der subzellulären Proteinlokalisation und der Proteinkonformation. Die hier vorgestellten Protokolle konzentrieren sich auf Muskelprotein-assoziierte Phänotypen, einschließlich Moti...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Alle Nematodenstämme, die in dieser Arbeit verwendet wurden, wurden vom Caenorhabditis Genetics Center zur Verfügung gestellt, das vom NIH National Center for Research Resources (NCRR) finanziert wird. Die von H.F. Epstein entwickelten monoklonalen Antikörper wurden von der Developmental Studies Hybridoma Bank bezogen, die unter der Schirmherrschaft des NICHD entwickelt und vom Department of Biology der University of Iowa gepflegt wird. N. Shemesh wurde durch den Fay and Bert Harbour Award unterstützt. A.B.-Z. wurde unterstützt durch ein Alon Fellowship des Israeli Council for Higher Education, durch ein Marie Curie International Reintegration Grant und durch Stipendien der Binational Science Foundation und der Israeli Science Foundation (Grant No. 91/11).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Antikörper-Staning und FiaxtionParaformaldehydMerc8187151000
Tween-20 Bio-Rad1706531
CollagenaseSigma C5138-100MG
DABCOMerc8034560100
Triton X-100Alfa AesarA16046
β -MESigma8057400250
BSADi Cam000-40-100
  Partielle Zusammenfassung ChymotrypsinSigmaC4129-250MG
ThermobeständigSYTOX OrangeInvitrogenS11368
CholesterinAmaresco0433-250G
AUSRÜSTUNG
M165 FC FluoreszenzstereoskopLeicaTXR Filter
EXi Blaue Fluoreszenzmikroskopie KameraQImagingEXI-BLU-R-F-M-14-C
ConfoCor 3/510 META KonfokalmikroskopZeiss
Pellet-StößelSigmaZ359947-100EA
Pellet-Stößel Akku-MotorKontesK749540-0000
MicroCL 17 Mikrozentrifuge SerieThermo75002455gekühlt, 230 V 50/60 Hz, inklusive 24x 1,5/2,0 ml Rotor mit ClickSeal Biocontainment-Deckel

Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Balch, W. E., Morimoto, R. I., Dillin, A., Kelly, J. W. Adapting proteostasis for disease intervention. Science. 319, 916-919 (2008).
  2. Arias, E., Cuervo, A. M. Chaperone-mediated autophagy in protein quality control. Curr. Opin. Cell. Biol. 23, 184-189 (2011).
  3. Tyedmers, J., Mogk, A., Bukau, B. Cellular strategies for controlling protein aggregation. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol. 11, 777-788 (2010).
  4. Walter, P., Ron, D. The unfolded protein response: from stress pathway to homeostatic regulation. Science. 334, 1081-1086 (2011).
  5. Finley, D. Recognition and processing of ubiquitin-protein conjugates by the proteasome. Annu. Rev. Biochem. 78, 477-513 (2009).
  6. Gidalevitz, T., Prahlad, V., Morimoto, R. I. The stress of protein misfolding: from single cells to multicellular organisms. Cold Spring Harb Perspect Biol. 3, (2011).
  7. Haynes, C. M., Ron, D. The mitochondrial UPR - protecting organelle protein homeostasis. J. Cell. Sci. 123, 3849-3855 (2010).
  8. Akerfelt, M., Morimoto, R. I., Sistonen, L. Heat shock factors: integrators of cell stress, development and lifespan. Nat. Rev. Mol. Cell. Biol.. 11, 545-555 (2010).
  9. Prahlad, V., Morimoto, R. I. Integrating the stress response: lessons for neurodegenerative diseases from C. elegans. Trends Cell. Biol. 19, 52-61 (2009).
  10. Li, J., Soroka, J., Buchner, J. The Hsp90 chaperone machinery: conformational dynamics and regulation by co-chaperones. Biochim. Biophys. Acta. 1823, 624-635 (2012).
  11. Hartl, F. U., Bracher, A., Hayer-Hartl, M. Molecular chaperones in protein folding and proteostasis. Nature. 475, 324-332 (2011).
  12. Winkler, J., Tyedmers, J., Bukau, B., Mogk, A. Chaperone networks in protein disaggregation and prion propagation. J. Struct. Biol. 179, 152-160 (2012).
  13. Mayer, M. P. Gymnastics of molecular chaperones. Mol. Cell. 39, 321-331 (2010).
  14. Durieux, J., Wolff, S., Dillin, A. The cell-non-autonomous nature of electron transport chain-mediated longevity. Cell. 144, 79-91 (2011).
  15. Garcia, S. M., Casanueva, M. O., Silva, M. C., Amaral, M. D., Morimoto, R. I. Neuronal signaling modulates protein homeostasis in Caenorhabditis elegans post-synaptic muscle cells. Genes Dev. 21, 3006-3016 (2007).
  16. Prahlad, V., Cornelius, T., Morimoto, R. I. Regulation of the cellular heat shock response in Caenorhabditis elegans by thermosensory neurons. Science. 320, 811-814 (2008).
  17. Bar-Lavan, Y., Kosolapov, L., Frumkin, A., Ben-Zvi, A. Regulation of cellular protein quality control networks in a multicellular organism. FEBS J. 279, 526-531 (2012).
  18. Gupta, R., et al. Firefly luciferase mutants as sensors of proteome stress. Nat. Methods. 8, 879-884 (2011).
  19. Rampelt, H., et al. Metazoan Hsp70 machines use Hsp110 to power protein disaggregation. EMBO J. 31, 4221-4235 (2012).
  20. Winkler, J., Tyedmers, J., Bukau, B., Mogk, A. Hsp70 targets Hsp100 chaperones to substrates for protein disaggregation and prion fragmentation. J. Cell. Biol. 198, 387-404 (2012).
  21. Kim, Y. I., Burton, R. E., Burton, B. M., Sauer, R. T., Baker, T. A. Dynamics of substrate denaturation and translocation by the ClpXP degradation machine. Mol. Cell. 5, 639-648 (2000).
  22. Hamer, G., Matilainen, O., Holmberg, C. I. A photoconvertible reporter of the ubiquitin-proteasome system in vivo. Nat. Methods. 7, 473-478 (2010).
  23. Bence, N. F., Sampat, R. M., Kopito, R. R. Impairment of the ubiquitin-proteasome system by protein aggregation. Science. 292, 1552-1555 (2001).
  24. Dantuma, N. P., Lindsten, K., Glas, R., Jellne, M., Masucci, M. G. Short-lived green fluorescent proteins for quantifying ubiquitin/proteasome-dependent proteolysis in living cells. Nat. Biotechnol. 18, 538-543 (2000).
  25. Brown, C. R., Hong-Brown, L. Q., Welch, W. J. Correcting temperature-sensitive protein folding defects. J. Clin. Invest. 99, 1432-1444 (1997).
  26. Van Dyk, T. K., Gatenby, A. A., LaRossa, R. A. Demonstration by genetic suppression of interaction of GroE products with many proteins. Nature. 342, 451-453 (1989).
  27. Gidalevitz, T., Ben-Zvi, A., Ho, K. H., Brignull, H. R., Morimoto, R. I. Progressive disruption of cellular protein folding in models of polyglutamine diseases. Science. 311, 1471-1474 (2006).
  28. Ben-Zvi, A., Miller, E. A., Morimoto, R. I. Collapse of proteostasis represents an early molecular event in Caenorhabditis elegans aging. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 14914-14919 (2009).
  29. Burkewitz, K., Choe, K., Strange, K. Hypertonic stress induces rapid and widespread protein damage in. C. elegans. Am. J. Physiol. Cell Physiol. 301, 566-576 (2011).
  30. Alavez, S., Vantipalli, M. C., Zucker, D. J., Klang, I. M., Lithgow, G. J. Amyloid-binding compounds maintain protein homeostasis during ageing and extend lifespan. Nature. 472, 226-229 (2011).
  31. David, D. C., et al. Widespread protein aggregation as an inherent part of aging in C. elegans. PLoS Biol. 8, (2010).
  32. Eremenko, E., Ben-Zvi, A., Morozova-Roche, L. A., Raveh, D. Aggregation of human S100A8 and S100A9 amyloidogenic proteins perturbs proteostasis in a yeast model. PLoS One. In press, (2013).
  33. Gidalevitz, T., Krupinski, T., Garcia, S. M., Morimoto, R. I. Destabilizing protein polymorphisms in the genetic background direct phenotypic expression of mutant SOD1 toxicity. PLoS Genet. 5, (2009).
  34. Silva, M. C., et al. A genetic screening strategy identifies novel regulators of the proteostasis network. PLoS Genet.. 7, (2011).
  35. Prahlad, V., Morimoto, R. I. Neuronal circuitry regulates the response of Caenorhabditis elegans to misfolded proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 14204-14209 (2011).
  36. Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. WormBook. , 1-11 (2006).
  37. Gengyo-Ando, K., Kagawa, H. Single charge change on the helical surface of the paramyosin rod dramatically disrupts thick filament assembly in Caenorhabditis elegans. J. Mol. Biol. 219, 429-441 (1991).
  38. Clark, S. G., Shurland, D. L., Meyerowitz, E. M., Bargmann, C. I., vander Bliek, A. M. A dynamin GTPase mutation causes a rapid and reversible temperature-inducible locomotion defect in C. elegans. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.. 94, 10438-10443 (1997).
  39. Hsu, A. L., Murphy, C. T., Kenyon, C. Regulation of aging and age-related disease by DAF-16 and heat-shock factor. Science. 300, 1142-1145 (2003).
  40. Morley, J. F., Morimoto, R. I. Regulation of longevity in Caenorhabditis elegans by heat shock factor and molecular chaperones. Mol. Biol. Cell. 15, 657-664 (2004).
  41. Morimoto, R. I. Proteotoxic stress and inducible chaperone networks in neurodegenerative disease and aging. Genes Dev. 22, 1427-1438 (2008).
  42. Taylor, R. C., Dillin, A. Aging as an event of proteostasis collapse. Cold Spring Harb. Perspect. Biol.. 3, (2011).
  43. Tissenbaum, H. A. Genetics, Life Span, Health Span, and the Aging Process in Caenorhabditis elegans. J. Gerontol. A. Biological Sci. Med. Sci. 67, 503-510 (2012).
  44. Hosono, R., Mitsui, Y., Sato, Y., Aizawa, S., Miwa, J. Life span of the wild and mutant nematode Caenorhabditis elegans. Effects of sex, sterilization, and temperature. Exp. Gerontol. 17, 163-172 (1982).
  45. Madi, A., et al. Mass spectrometric proteome analysis for profiling temperature-dependent changes of protein expression in wild-type Caenorhabditis elegans. Proteomics. 3, 1526-1534 (2003).
  46. Herndon, L. A., et al. Stochastic and genetic factors influence tissue-specific decline in ageing C. elegans. Nature. 419, 808-814 (2002).
  47. Barral, J. M., Hutagalung, A. H., Brinker, A., Hartl, F. U., Epstein, H. F. Role of the myosin assembly protein UNC-45 as a molecular chaperone for myosin. Science. 295, 669-671 (2002).
  48. Melkani, G. C., Bodmer, R., Ocorr, K., Bernstein, S. I. The UNC-45 chaperone is critical for establishing myosin-based myofibrillar organization and cardiac contractility in the Drosophila heart model. PLoS One. 6, (2011).
  49. Gosai, S. J., et al. Automated high-content live animal drug screening using C. elegans expressing the aggregation prone serpin alpha1-antitrypsin Z. PLoS One. 5, (2010).
  50. Cohen, E., Bieschke, J., Perciavalle, R. M., Kelly, J. W., Dillin, A. Opposing activities protect against age-onset proteotoxicity. Science. (313), 1604-1610 (2006).
  51. Cohen, E., et al. Reduced IGF-1 signaling delays age-associated proteotoxicity in mice. Cell. 139, 1157-1169 (2009).
  52. Shemesh, N., Shai, N. Ben-Zvi A (2013) Germline stem cell arrest inhibits the collapse of somatic proteostasis early in Caenorhabditis elegans adulthood. Aging Cell. 12 (2013), 814-822 (2013).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Behavioral AssaysImmunofluorescence MicroscopyWestern Blot AnalysisTemperature Sensitivity AssayProtein MisfoldingProteostasis MonitoringAnimal SynchronizationCollagenase Digestion

Verwandte Artikel