Ablation von einer einzigen Zelle ab Acht-Zell-Embryonen der Amphipod Schalentier<em&gt; Parhyale hawaiensis</em

Zusammenfassung

Der Floh Parhyale hawaiensis ist eine vielversprechende Modellorganismus für die Untersuchung der Krustentier Embryologie und vergleichende Arthropoden Entwicklung und Evolution. Dieses Protokoll beschreibt eine Methode für die manuelle Entfernung der einzelnen Blastomeren aus frühen Embryonen im Teilungsstadium von Parhyale.

Zusammenfassung

Der Floh Parhyale hawaiensis ist ein kleines Krustentier in Gezeiten marine Lebensräume weltweit gefunden. In den vergangenen zehn Jahren hat sich Parhyale als eine vielversprechende Modellorganismus für Laboruntersuchungen von Entwicklung entstanden, ein nützliches Fremdgruppe Vergleich zur bekannten Gliederfüßer Modellorganismus Drosophila melanogaster. Im Gegensatz zu den Syncytial-Spaltungen von Drosophila, sind die frühen Spaltungen von Parhyale holoblastisch. Fate Mapping mit Tracer-Farbstoffe in frühen Blastomeren injiziert haben gezeigt, dass alle drei Keimblätter und der Keimbahn werden von der Acht-Zell-Stadium etabliert. Zu diesem Zeitpunkt werden drei Blastomeren beschieden, die zu dem Ektoderm geben, drei sind dazu bestimmt, um die zu dem Mesoderm zu geben, und die verbleibenden zwei Blastomeren sind die Vorstufen von Endoderm und Keimbahn sind. Allerdings haben Blastomere Ablation Experimente gezeigt, dass Embryonen Parhyale signifikanten regulatorischen capabiliti besitzen auches ist, so dass die Schicksale der Blastomeren im Acht-Zell-Stadium abgetragen kann über von den Nachkommen der einige der verbleibenden Blastomeren entnommen werden. Injektion und die anschließende Aktivierung von phototoxischen Farbstoffe oder manuelle Abtragen: Blastomere Ablation wurde zuvor von einem von zwei Verfahren beschrieben worden. , Tötet jedoch photoablation Blastomeren jedoch nicht die toten Zellkörper aus dem Embryo zu entfernen. Vollständige physische Entfernung spezifischer Blastomeren kann daher ein bevorzugtes Verfahren zur Ablation für einige Anwendungen. Hier präsentieren wir ein Protokoll für die manuelle Entfernung von einzelnen Blastomeren aus dem Acht-Zell-Stadium des Embryos Parhyale, veranschaulicht, die Instrumente und manuellen Verfahren, die für die vollständige Entfernung der Zellkörper, während die übrigen Blastomeren lebendig und intakt. Das Protokoll kann auf jeden Parhyale Zelle im Achtzellstadium oder Blastomeren von anderen frühen Teilungsstadien angewendet werden. Darüber hinaus grundsätzlich Dieses Protokoll könnte für frühe Clea seinvage Embryonen anderer holoblastically Spaltung wirbellose Meerestiere.

Einleitung

Der Flohkrebstier Parhyale hawaiensis hat sich in den letzten zehn Jahren als vielversprechende Modellorganismus mit großem Potenzial für den Einsatz in der evolutionären Entwicklungsbiologie Forschungs ¹ entstanden. Unter den Arthropoden, die meisten Modellsysteme sind Insekten, und die meisten von ihnen ausgiebig studiert ist die Taufliege Drosophila melanogaster. D. melanogaster ist ein Mitglied der Insektenordnung Diptera, und als solche zeigt viele embryologische Funktionen, die mit Bezug auf diejenigen der basal Verzweigungs ² Insekten abgeleitet sind. Darüber hinaus werden Insekten in der Unterabteilung Pancrustacea ³ verschachtelt, was bedeutet, dass Insekten haben ihre nächsten Verwandten in der langjährigen "natürliche" Gruppe namens pancrustaceans, und dass diese Gruppe paraphyletic. Dies deutet darauf hin, dass zusätzlich zu basal abzweigInsekten Modelle werden Studien von anderen Krebstieren erforderlich, um eine umfassendere Sicht der Evolutionsgeschichte der Entwicklungsmerkmale gewinnen einnd molekularen Mechanismen, die so gut in D. untersucht worden sind melanogaster. Aber nur sehr wenige Krebstiere sind gut für experimentelle Laboranalyse der Entwicklung etabliert. Der Floh P. hawaiensis ist ein sehr gefügig Labor Modellsystem zugänglich zu einer Reihe von experimentellen Techniken. Amphipoden zeigen viele einzigartige Features in ihre Mutter Peracarida Überordnung (Strand Trichter, Scud-Raketen, und auch Garnelen) und werden daher vermutlich relativ innerhalb dieser Gruppe von Krebstieren abgeleitet werden. Dennoch ist die relative Leichtigkeit der embryologischen und funktionellen genetischen Manipulation von Parhyale angeboten machen dieses Floh eine wertvolle Ergänzung zu den aktuellen Bestand von Modellorganismen.

Als Labortier, P. hawaiensis bietet viele Vorteile. Tiere sind tolerant zu einem breiten Spektrum von Temperaturen und Salzgehalte und gut überleben in großen Kulturen von künstlichem Meerwasser ^ein. Es ist leicht zu unterscheiden zw.een Männer und Frauen, die auf klaren morphologischen Unterschiede, vor allem, die großen, gehakt, Vorderrumpf Anhänge, die zu verwenden, um die Weibchen während der Paarung zu erfassen Männchen. Für embryologische und Entwicklungsarbeit, P. hawaiensis hat mehrere sehr ansprechende Features. Embryogenese dauert etwa 10 Tage und die Zeit bis zur Geschlechtsreife ist etwa sechs Wochen bei 28 º C (aber beachten Sie, dass Parhyale überlebt auch bei Temperaturen von ca. 20-30 ° C, und eine ausführliche Entwicklungs Inszenierung Informationen für Embryonen bei 18 º C ⁴ angehoben verfügbar , 25 ° C ⁴ und 26 º C ^5,6). Erwachsene passen das ganze Jahr über im Labor, so dass Embryonen sind zu jeder Zeit des Jahres zur Verfügung. Die Weibchen legen 2-20 (je nach dem Alter der Frau) befruchteten Eier in eine Bruttasche ventralen zwischen der ersten mehrere Paar Beine (1A und 1B) gelegen, und es ist möglich, diese zu sammeln Embryos sehr früh in der Entwicklung, ohne die weibliche Töten oder Beschädigung der Embryonen (Abbildung 1C). Die Embryonen überleben in künstlichem Meerwasser gefiltert bis zum Schlüpfen können für nachfolgende Genexpression oder histologische Analyse ⁷ festgelegt werden, und eine detaillierte Testtabelle ermöglicht eine genaue Identifikation der Fortschritt durch Entwicklung ^5. Robust Protokolle wurden zur Genexpressionsanalyse durch in situ Hybridisierung ^8-15 oder Immunfärbung ^4,16,17 durchzuführen, funktionelle Knockdown durch RNA-Interferenz oder ^13,15 morpholinos ^12, und stabile Keimbahntransgenese ^18. Verwendung der Transgenese System induzierbaren Expressionsverstärker ¹⁴ und ¹⁹ abzufangen Methoden können auch verwendet werden, um die Genfunktion in P. untersuchen hawaiensis. Während ein öffentlich verfügbaren Genomsequenz ist derzeit nicht verfügbar ist, enthält eine Transkriptom-Transkripte während der Oogenese und Embryogenese hergestellte Bienenn de novo und kommentierte ²⁰ und in einer durchsuchbaren Datenbank hinterlegt ^21, die Erleichterung Gen Entdeckung. Insgesamt P. hawaiensis ist ein sehr gefügig Modellorganismus geeignet für mehrere experimentelle und genetische Ansätze zum Verständnis der Entwicklung.

Im Gegensatz zu den frühen Syncytial-Spaltungen von D. melanogaster, P. hawaiensis Embryonen spalten holoblastically nach der Befruchtung (Abbildung 2A). Lineage Tracing Analyse hat gezeigt, dass durch die dritte Schnittstelle, wobei jede der dritten Spaltungs Blastomeren ist speziell dazu bestimmt, um die zu einem der drei Keimblätter oder die Keimbahn ⁶ (Fig. 2B) erhalten wurde. Diese Daten, zusammen mit Microarray-Daten ^22, Zelllinie analysiert ^6,23 und ⁴ Blastomere Isolationsexperimente haben vorgeschlagen, dass Entwicklungspotentiale sind getrennt, zumindest einigen Dritt Spaltung Blastomeren durch asymmetrische Vererbung von cell Schicksal Determinanten. Dementsprechend wird in Blastomere Ablation Experimenten, bei denen die Keimbahn-Vorstufe (im Parhyale Zelllinie ⁶ Nomenklatur als "g") wurde bei der acht Zellen-Stadium entfernt fehlte Embryonen Keimzellen in späteren Entwicklungsstadien ^4, wie durch die Abwesenheit von Zellen angegeben Expression des Proteins Vasa, die eine Keimbahnmarkierung in den meisten Metazoen ²⁴ ist. Im Gegensatz dazu zeigten die somatische Blastomere Ablation Experimente, dass P. hawaiensis Embryonen besitzen auch erhebliche regulatorische Fähigkeiten, so dass die Schicksale der Mesoderm oder Ektoderm Vorläufer Blastomeren im Acht-Zell-Stadium abgetragen kann über von den Nachkommen der einige der verbleibenden ²⁵ Blastomeren entnommen werden. Wie regulative Zellschicksal Austausch stattfinden kann, und das Ausmaß der autonomen Zellschicksal Annahme durch somatischen Blastomeren, bleibt unbekannt. Experimentelle embryologische Techniken wie Blastomere Ablation in under nützlich seinding die relative Autonomie und Unselbständigkeit des Zellschicksals ^26,27 Entscheidungen und sind daher von Interesse, die in der Studie von P. hawaiensis Embryogenese.

In den Experimenten, die regulative Ersatz von ektodermalen und mesodermalen Linien gezeigt wurde Blastomere Ablation durch Injektion ²⁸ und nachfolgende Anregung der Farbstoffe phototoxische ²⁵ durchgeführt. Während diese Technik effektiv bei der Abtötung der eingespritzten Blastomere (n) ist, ist es nicht völlig den toten Zellkörper aus dem Embryo zu entfernen. Außerdem wurden Unterschiede zwischen Zelllinie Daten bis zur Gastrulation Stufen der Embryogenese durch Injizieren Blastomeren mit fluoreszierenden Tracer Linie ^28,29 gesammelt, und Daten, die durch folgende ungestörten Blastomeren durch Entwicklung derselben Embryonalstadien ²³ gesammelt beobachtet. Vollständige physische Entfernung spezifischer Blastomeren kann daher ein bevorzugtes Verfahren zur Ablation für einige Anwendungen.

Wir haben vorher veröffentlicht die Ergebnisse der Zelllinie Analysen von Embryonen, in denen einzelne Zellen wurden manuell abgetragen ^23. Doch die zarten Operationen erforderlich, um einzelne Blastomeren vom frühen Embryonen im Teilungsstadium zu entfernen noch nicht vollständig beschrieben. Hier ein Protokoll für die Sammlung von P. präsentieren wir hawaiensis Embryonen und manuelle Ablation eines einzelnen Blastomeren aus einem Acht-Zell-Stadium Embryo. Das Ziel dieser Methode ist, um die vollständige Entfernung des Zellkörpers aus dem Embryo zu erreichen, so dass die Beobachtung der Zellverhalten und Zellschicksal Kompetenzen von den übrigen Zellen in der Embryogenese und post Embryonalentwicklung. Unser Protokoll zeigt die Entfernung von der Keimbahn-Vorläufer g (2C), aber kann auf jede beliebige Zelle in der Acht-Zellen-Stadium aufgebracht werden, oder Blastomeren früheren Teilungsstadien. Im Prinzip könnte dieses Protokoll angewandt, um einzelne Zellen aus frühen Embryonen im Teilungsstadium von othe entfernenr holoblastically Spaltung wirbellose Meerestiere.

Protokoll

Kommentare, die hilfreich bei der Ausführung bestimmter Schritte sein können, sind in Kursivschrift angegeben.

1. Tag 1: Herstellung von Materialien

1. Bereiten Sie die folgenden Materialien (siehe Tabelle der Materialien und Geräte):
   • 15 cm und 22 cm Pasteur Pipetten
   • Diamant-Schreiber
   • gefiltert künstlichem Meerwasser (Salzgehalt zwischen 0,0018 bis 0,0020), die 1 mg / ml Amphotericin B (1:100 einer 100 mg / ml Stammlösung), 100 Einheiten / ml Penicillin und 100 mg / ml Streptomycin (1:50 einer Stammlösung enthaltend 5.000 Einheiten / ml Penicillin und 5000 mg / ml Streptomycin)
   • gefiltert künstlichem Meerwasser (Salzgehalt zwischen 0,0018 bis 0,0020) ohne Zusatzstoffe
   • eine große Kunststoffbehälter zur Aufnahme Paare (mindestens 15 cm x 15 cm x 5 cm)
   • klein (3 cm oder 5 cm) Petrischalen mit Sylgard gesäumten
   • klein (3 cm oder 5 cm) Petrischalen
   • ein Uhrglas oder Glas Multi-Well-Platte
   • Pinzette (wir verwenden stumpfen Pinzette abgeleitet herm alt Dumont Nr. 5 Zange, die versehentlich in anderen Laborverfahren, die wir unter Verwendung einer Pinzette Schleifstein, um sicherzustellen, daß die Enden der Zange sind glatt, dass beide Zinken haben die gleiche Länge, und daß sie nicht mehr umfunktioniert beschädigt scharfen Spitzen. Extrem feine Pinzetten, wie neue Dumont Nr. 5 Zangen, sind unerwünscht, da diese Embryonen und / oder Frauen zu verletzen.)
   • eine Pasteur-Pipette mit dem Ende verbreitert (siehe Schritt 1.2 unten)
   • ein Embryo Retrieval-Tool, bestehend aus einer dünnen, gebogenen Wolframdraht in das dünne Ende einer Pasteur-Pipette eingebettet (könnte durch eine Alternative ersetzt implementieren werden, siehe 1.3 unten)
   • ein Mund Pipette mit einer kleinen Öffnung (siehe Schritt 1.4 unten)
   • ein Glas Nadel aus einer gezogenen Glaskapillare (siehe Schritt 1.5 unten)
   Keine Materialien für den Menschen giftig sind in diesem Protokoll verwendet. Allerdings sollten die Forscher sicherstellen, dass sie Handschuhe oder andere Schutzkleidung zu tragen, da durch das Risikomanagement erforderlich guidelines ihrer Institution.
2. Um die erweiterten Pasteur-Pipette, um einen ersten Punktzahl 15 cm Pasteur-Pipette an der Stelle, wo die Pipette beginnt mit einer Diamant-Schreiber einzugrenzen, wickeln Sie das erzielte Region der Pipette in einer Kimwipe oder Papiertuch, um die Finger zu schützen, und dann sorgfältig machen brechen Sie die Spitze an der Markierungslinie. Halten Sie die gebrochen Ende der Pipette über einem Bunsenbrenner-Flamme für einige Sekunden, um die Kanten zu glätten. Die Öffnung ist etwas schmaler als die maximale Breite der Pipette sein.
3. Um die Wolframdraht Dissektionswerkzeug machen, legen Sie eine Wolframdraht in das Ende eines 15-cm-Glaspasteurpipette und kurz halten, über der Flamme eines Bunsenbrenners, um das Glas zu schmelzen, Befestigungs den Draht. Verwenden einer Pinzette vorsichtig Kurve das Ende des Drahtes in eine Hakenform. Abbildung 3 zeigt ein Beispiel für eine geeignete Form für dieses Werkzeug.
4. Um eine kleine Öffnung für den Mund Pipette zu machen, ziehen Sie das dünne Ende einer 22 cm Pasteur-Pipette in zwei Teile over eine Flamme, und brechen Sie die Spitze des kleinen Endes. Legen Sie in das Ende des Mundpipettenhalter.
5. Machen Sie das Glas Nadel, die verwendet werden, um die Blastomeren der Zinsen während der Ablation mit einer Nadel durchstechen Abzieher wird. A geeignet geformten Nadel ist in Abbildung 4 dargestellt. Diese Nadel wurde auf einem Sutter P97 Nadelzieher mit einem Programm mit Parametern 2x gezogen (Wärme = 566, ziehen = 100, Geschwindigkeit = 20, Zeit = 250) + 1X (Wärme = 566, ziehen = 100, Geschwindigkeit = 100, Zeit = 250). Das spezifische Programm und Instrument benutzt, um die Nadel machen kann variieren, aber die Nadel eine feine Spitze haben, aber auch stabil genug, um nicht zu brechen, wenn sie gegen das Chorion des Embryos geschoben werden.

2. Tag 1: Sammeln Parhyale Gegen Paare

1. Verwenden Sie die erweiterten Pasteur-Pipette (Schritt 1.2) zu sammeln Paarung P. hawaiensis Paare von der großen Kultur-Container, und übertragen Sie sie auf einem separaten Behälter, clehnen künstliche Meerwasser. Es ist nicht notwendig, dass diese Meerwasser gefiltert werden. Es ist am besten passenden Paare in den späteren Nachmittag zu sammeln und lassen Sie die Paare bei Raumtemperatur (20-23 ° C) über Nacht, so dass am nächsten Morgen, die meisten Embryonen vor kurzem befruchtet haben und abgeschieden wird, und somit am frühen Teilungsstadien geeignet für Ablation. Sammeln Sie mindestens 20 Gegenpaare, um sicherzustellen, dass einige Weibchen frühen Embryonen im Teilungsstadium tragen bis zum nächsten Morgen.

3. Tag 2: Sammeln Parhyale Embryonen

• Am nächsten Morgen ziehen gefiltert künstlichem Meerwasser (FASW) mit CO _2. Einige der Frauen werden von ihren Männern in der Nacht frei geschwommen haben, sammeln diese getrennt Weibchen und betäuben sie in FASW / CO _2. Die verbleibenden ungepaarten Männchen aus der Paarung Paar Behälter entfernt werden und zu dem großen Kultur. Verbleibende Gegenpaare können für Embryo-Entnahme später gespeichert werdenam Tag oder am nächsten Tag.
• Übertragen einer einzigen weiblichen narkotisierten Durchführung Embryonen zu einem Uhrglas in FASW / CO _2. Alle Weibchen getrennt werden wahrscheinlich haben Eier gelegt, die sichtbar mit dem Auge so blass rosa oder lila Kügelchen durch die transparenten Platten coxal der Weibchen (Abbildung 1A) sein wird. Um festzustellen, ob die Embryonen in frühen Teilungsstadien und damit für Blastomere Ablation erforderlich, wird die Forscher haben, um die Embryonen aus der Bruttasche zu entfernen und untersuchen sie unter dem Mikroskop.
• Anzeigen des Verfahrens unter einem Binokular, erfassen die coxal Platten entlang einer Seite des Körpers mit einer Pinzette. Die Embryonen werden in der ventralen Bruttasche zwischen diesen coxal Platten (1B) sichtbar sein.
• Legen Sie die dünnen, gebogenen Drahtwerkzeug (3; Schritt 1.3) in das hintere Ende der Bruttasche, und heben Sie den Draht zum vorderen Ende der Bruttasche, um die Brut zu trennenBeutel Beläge (diese modifizierten ventralen Anhänge oostegites ³⁰ genannt), das Öffnen der Tasche und Lösen der Embryonen. Die Embryonen, die in der ersten Stunde oder so von der Verlegung sind alle in einem sehr dünnen, transparenten Membran, die leicht durch den Drahtwerkzeug gestört werden wird eingeschlossen sind, verschwindet diese Membran um etwa 2-3 Stunden nach der Eiablage, und Embryonen sind nicht gebunden einander oder mit dem weiblichen in irgendeiner Weise von diesem Punkt an während der Embryogenese. Wenn Forscher finden es unbequem oder schwierig, die gebogenen Drahtwerkzeug manövrieren Embryonen aus der Bruttasche zu entfernen, eine alternative Implementierung verwendet werden, solange die Bewegungen sind sanft und keine harten Druck auf die Embryonen oder der Bruttasche angewendet. Andere Tools zum Entfernen von Embryonen aus der Bruttasche geeignet sind, schließen abgestumpft Zange oder ein Glas-Kapillare mit einem verschlossenen Ende und geglättet.
• Verwenden Sie eine unveränderte 15 cm Pasteur-Pipette, um Wasser durch das geöffnete Bruttasche zu leeren, Ausschieben ter Embryonen, die an der Unterseite des Uhrenglases absetzen sollte. Übertragen Sie die weiblichen zu reinigen FASW (ohne CO _2), um die Wiedereinführung Erholung, bevor sie in die Hauptkultur zu ermöglichen. Mehrere Weibchen können in die gleiche Erholung Schale gelegt werden, aber erlauben Frauen voll, bevor sie dann wieder in die Hauptkultur zu erholen, als sie von anderen Tieren gefressen, wenn sie teilweise noch betäubt werden.
• Verwenden Sie eine unveränderte 15 cm Pasteur-Pipette, um die Embryonen in eine Petrischale mit sauberem FASW übertragen, und zeigen unter dem Mikroskop auf ihre embryonalen Stadium zu bestimmen. Separate Embryonen, die am dritten Spaltung (Stufe 4 ^5), die für dieses Verfahren geeignet sind. Es sollte auch möglich sein, dieses Protokoll zu jeder Spaltung Stufe vor Keimscheibe Bildung gelten (Stufen ^7-8 Mai).

4. Tag 2: Abtragen Einzelzellen

1. Füllen Sylgard gesäumten Petrischale mit einer flachen Schicht FASW. Verwenden Sie eine unveränderte 15 cm Pasteur piPette einen einzigen Embryo auf die Platte übertragen.
2. Mit stumpfen Pinzette vorsichtig rollen den Embryo in die Zelle, die abgetragen werden (2A und 2B) zu identifizieren. Die Keimbahn g Vorstufe kann als der kleinste micromere, die auf der Oberseite des kleinsten macromere Mav sitzt identifiziert werden. Darüber hinaus wird g nicht direkt an den Zell en, die die von micromere es ist direkt gegenüber, wie die Mesoderm-Vorläufer Mikromeren ml und mr Aktie eine Zelle Grenze in der Mitte des Embryos. Mr ist die Blastomere nach rechts von g, und ml ist die micromere links g. Die Schwester Makromeren der herr, ml, und en sind die Vorläufer Ektoderm Er, El und Ep sind.
3. Mit einer Pinzette in der left Seits, wenn sich der Forscher Rechtshänder (oder der rechten Hand, wenn der Forscher Linkshänder), Ausrichten der Embryo mit der interessierenden Zelle nach rechts (oder nach links, wenn sich der Forscher Linkshänder), und leicht zu begreifen, den Embryo zwischen der Zange, um es zu stabilisieren.
4. Mit einem Glas Nadel gezogen (Schritt 1.5 oben, Abbildung 4), sanft Punktion der Zelle von Interesse. Sie die Nadel nicht zu weit stecken, damit sie nicht, um die Nadel in die Zellen oder unterhalb der benachbarten Zelle von Interesse zu schieben. Die Nadel muss nur die Chorion und darunterliegenden Zellmembran durchstechen, und muss nicht tief in die Zelle abzutragenden erstrecken.
5. Tauschen Sie die Nadel verwendet werden, um den Embryo für die Glas Ende einer Pipette Mund mit einer feinen Punktion gezogen Pasteur-Pipettenspitze (Schritt 1.4). Halten Sie die Spitze der Pipette in der Nähe des Loch in der Zelle von Interesse erstellt und gelten sehr sanfte Saugwirkung.
6. Sehr sanft drücken den Embryo mit der Zange. Da der Inhalt des blastonur aus dem Chorion durch das Loch im Schritt 4.4 erstellt geschoben, saugen sie in den Mund Pipette auf einen freien Blick auf den Embryo zu ermöglichen. Wenn das Loch groß genug ist, kann der Kern des punktierten Zelle gesehen werden, als auch auftauchen. Dies ist eine gute Kontrolle sicherstellen, dass die gesamte Zelle Inhalte wurden entfernt und können nicht regeneriert werden.
7. Beachten Sie sorgfältig den Embryo als die Blastomere von Interesse wird entfernt. Der Rand der Zelle durchstochen wird auf das Loch in dem Chorion zurücktreten, so dass die Schnittpunkte der darunterliegenden Zellen sichtbar. Anwenden von Druck weiter, bis alle Blastomere von Interesse wurde entfernt. Verwenden einer Pinzette, um den Embryo von Seite zu Seite und rollen visuell zu bestätigen, dass alle von der Blastomere von Interesse ist weg.
8. Mit einer unveränderten 15 cm Pasteur Pipette den Embryo zu reinigen FASW + (FASW + 1 mg / ml Amphotericin B, 100 Einheiten / ml Penicillin und 100 mg / ml Streptomycin).
9. Raise-Blastomere abgetragen Embryonen in einzelnen Wellseiner sauberen 48-Lochplatte in FASW +, 50% Veränderung der Antibiotika ergänztem FASW + täglich. In unseren Händen Embryonen überleben und gut zu entwickeln, auch nach Ablation, in einem Temperaturbereich von 18 bis 28 º C. Forscher sollten ihre Embryonen bei einer Temperatur, für die sie eine saubere (aber nicht unbedingt steril) Oberfläche, auf der die Embryonen mit minimaler Störung erhöhen haben zu erhöhen. Um den Zeitpunkt der Entwicklungs Ereignisse in Blastomere-abgetragen Embryonen mit Kontrollen vergleichen zu können, verweisen wir auf die ausführliche Entwicklungs Inszenierung Informationen, die für Embryonen bei 18 º C ^4, 25 º C ⁴ angehoben verfügbar ist, und 26 º C ^5,6.

Ergebnisse

Nach der erfolgreichen Ablation von Einzel dritte Spaltung P. hawaiensis Mikromeren wie in diesem Protokoll beschrieben, nach und nach die restlichen Mikromeren ihre Positionen leicht verschieben, um so den Raum früher von der abgetragenen Blastomere besetzt teilweise zu besetzen. Zum Beispiel, wenn g wird entfernt, der benachbarten Blastomeren mr ml und leicht verschoben und kommen, um die seitlichen Zellgrenzen, die früher in direktem Kontakt mit g (vgl.

Diskussion

Wir beschreiben ein Protokoll für Hand Ablation und vollständige physische Entfernung der einzelnen Blastomeren vom frühen Teilungsstadien des Floh P. hawaiensis. Wir zeigen Verwendung dieses Protokolls durch Entfernen der einzelnen Keimbahn-Vorläuferzelle g aus einem Acht-Zell-Stadium Embryo, und zeigen, dass die Ablation wurde durch die Bestätigung Abwesenheit von g 's Tochter-Zellen in der Embryogenese später erfolgreich. Dieses Protokoll kann verwendet werden, um eine d...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
15 cm Pasteurpipette	Wheaton	53499-630 VWR	Für den Transfer von intakten und Blastomer-ablierten Embryonen von Schale zu Schale.
22 cm Pasteurpipette	Wheaton	53499-632 VWR	Zur Herstellung von Mundpipettenspitzen.
3 cm Petrischalen	Thermo Scientific	25382-334 VWR	Verwenden Sie einige unveränderte Embryonen, um Embryonen zu entnehmen und zu lagern; beschichten Sie einige mit einer Schicht Sylgard (siehe unten), um eine Arbeitsfläche für Blastomerablationen zu schaffen.
48-Well-Platten	Greiner Bio-One	82051-004 VWR	Für die Kultivierung von Embryonen nach der Ablation.
Flaschenaufsatzfilter 0,2 & Mikro; m	Nalge Nunc International	28199-296 VWR	Für die Erstellung von FASW (Siehe unten).
Bunsenbrenner	VWR	89038-530 VWR	Zur Herstellung von Wolframdrahtwerkzeug und feiner Mundpipette.
Diamond Scribe	Musco Sports Lighting	52865-005 VWR	Zur Herstellung von Pasteur-Pipetten mit breitem Mund zum Sammeln von Paaren.
Pinzette	Fine Science Tools	11050-10 Fine Science Tools	Zum Halten von betäubten Weibchen während der Entnahme von Embryonen aus dem Brutbeutel. Es muss sich nicht um eine feine Dumont-Pinzette handeln – die Spitzen können mindestens so stumpf sein wie die der Pinzetten, bei denen hier die Katalognummer aufgeführt ist.
Fungizone-Amphotericin B	Sigma	A2942 Sigma Aldrich	Geben Sie FASW auf eine Endkonzentration von 1 mg/ml und verwenden Sie diese Lösung zur Kultivierung von Blastomer-ablierten Embryonen.
Glaskapillaren 4 Zoll lang, 1/0,58 OD/ID (mm)	World Precision Instruments	1B100-4 World Precision Instruments	Zur Herstellung von Nadeln zum Punktieren des zu abtragenden Blastomers.
Glasuhrglas 300 mm Durchmesser	Elektronenmikroskopie Sciences	70543-30 Elektronenmikroskopie Sciences	Zur Entnahme von Embryonen aus dem Brutbeutel von betäubten Weibchen.
Instant Ocean Künstliches Meerwasser (ASW)	Instant Ocean	IS160 Aquatic EcoSystems	Stellen Sie ASW her, indem Salz in deionisiertem Wasser auf einen Salzgehalt von 1,022-1,024
Instant Ocean gefiltertes künstliches Meerwasser (FASW)	Instant Ocean	IS160 Aquatic EcoSystems	verwenden 0,2 & Mikro; m Filter zur Sterilisation von ASW. Nach Bedarf in kleinen Mengen (< 250 ml) auffüllen.
Kimwipes	Kimberly-Clark	21905-026 VWR	Zum sicheren Abbrechen des feinen Endes von Pasteur-Pipetten, modifiziert zum Auffangen von Paaren.
Mundpipettenadapter	Drummond Labware	A5177-5EA Sigma Aldrich	Führen Sie die fein gezogene Pasteur-Pipettenspitze in dieses Ende ein, um sie zur Entfernung von extrudiertem Zellinhalt während des Ablationsvorgangs zu verwenden.
Mundpipettenschlauch	Aldrich	Z280356 Sigma Aldrich	Schneiden Sie diesen Schlauch so ab, dass er lang genug ist, um ihn während des Ablationsvorgangs bequem um Ihren Hals zu hängen.
Needle Puller	Sutter Instrument Company	P97 Sutter Instrument Company	Zur Herstellung von Nadeln aus Glaskapillaren zum Punktieren des zu abtragenden Blastomers.
Penicillin-Streptomycin-Lösung	Mediatech	45000-650 VWR	Geben Sie FASW in eine Endkonzentration von 100 Einheiten/ml Penicillin und 100 mg/ml Streptomycin und verwenden Sie diese Lösung zur Kultivierung von Blastomerablationen.
Gummikolben	Elektronenmikroskopie Sciences	100488-418 VWR	Zur Verwendung von Pasteur-Pipetten zum Transfer von Embryonen von Schale zu Schale.
Sylgard 184	K. R. Anderson, Inc.	NC9659604 Fisher Scientific	Make up gemäß den Anweisungen des Herstellers. Gießen Sie eine 2-5 mm dicke Schicht in eine 3 cm große Petrischale, um eine Arbeitsfläche für Blastomerablationen zu schaffen.
Wolframdraht 0,004 Zoll Durchmesser	A-M Systems	719000 A-M Systems	Verwenden Sie dies, um ein Werkzeug zur Entnahme von Embryonen aus dem Brutbeutel von narkotisierten Weibchen herzustellen.

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