Expression von rekombinanten Cellulase aus Cel5A Trichoderma reesei In Tabakpflanzen

Zusammenfassung

Tabakpflanzen wurden verwendet, um eine Pilz-Cellulase, TrCel5A erzeugen, über einen transienten Expressionssystem. Die Expression kann unter Verwendung eines fluoreszierenden Fusionsproteins überwacht werden, und die Proteinaktivität wurde nach der Expression charakterisiert.

Zusammenfassung

Zellulose abbauende Enzyme, Cellulasen, sind Ziele der Forschung und industriellen Interessen. Das Übergewicht dieser Enzyme in schwer Kulturorganismen wie Hyphen bild Pilze und anaeroben Bakterien, ist die Verwendung von rekombinanten Technologien in diesem Bereich beschleunigt. Pflanzenexpressionsverfahren sind ein wünschenswertes System zur großtechnischen Herstellung von Enzymen und anderen industriell nützlichen Proteinen. Hierin sind Verfahren für die transiente Expression eines Pilz-Endoglucanase, Trichoderma reesei Cel5A in Nicotiana tabacum demonstriert. Erfolgreiche Proteinexpression angezeigt wird, durch Fluoreszenz mit einem mCherry-Enzym-Fusionsproteins überwacht. Zusätzlich ist ein Satz von Basistests werden verwendet, um die Aktivität von transient exprimierten T. prüfen reesei Cel5A, einschließlich SDS-PAGE, Western Blot, Zymographie, wie Fluoreszenz-und farbstoffbasierten Substratabbau Assays. Das hier beschriebene System kann auf eine aktive Zelle verwendet werdenULASE in einer kurzen Zeitperiode, um so das Potential für die weitere Produktion in Pflanzen durch konstitutive oder induzierbare Expressionssysteme zu beurteilen.

Einleitung

Der Abbau von Lignocellulose-Biomasse und deren Umwandlung in flüssigen Kraftstoff als ein Verfahren, um die Abhängigkeit von fossilen Brennstoffen verringern vorgestellt worden. Eine wesentliche Hürde bei der Gründung wirtschaftlich machbar Biomasse Verarbeitungssysteme ist in den enzymatischen Abbau von Cellulose und Hemicellulose ^ein. Pflanzenexpressionssystemen zeigen großes Potenzial für die Produktion von Enzymen im industriellen Maßstab. Landwirtschaftliche Anlagen bis zur Ernte Pflanzen wirtschaftlich und Volumen bereits etabliert sind, wie sie seit Tausenden von Jahren. Die Produktion von Cellulasen in Pflanzen aufgrund von Faktoren wie die Leichtigkeit der Autohydrolyse ^2, und das Potential für die Maximierung der Verwendung von geringeren Enzymmengen durch die Erhöhung der Verdaulichkeit von Pflanzenzellwänden ¹ wünschenswert. Schließlich Anlagensysteme ermöglichen die Ausrichtung von rekombinanten Proteinen, um bestimmte Bereiche von Pflanzenzellen und sind in der Lage, Enzyme posttranslational wo erforderlich ³ ändern.

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Nicotiana tabacum (Tabak) ist sehr häufig als Modellorganismus für die heterologe Proteinexpressionsstudien in Pflanzen verwendet wird, durch sein schnelles Wachstum und Biomasseakkumulation verfügt über ^4. Transiente Expression von rekombinanten Proteinen ist eine Technik, die die Proteinproduktion können in kurzen Zeitperioden ^5, wobei die Flexibilität in Bezug auf die Lokalisierung und somit posttranslationale Modifikationen der Proteine ​​ausgewählt, dh Cellulasen. Dies ermöglicht die Herstellung der Cellulase (n) für die Grundlagenanalyse, aber auch die Grundlagen für weitere Expressionsstrategien in Pflanzen. Unter Verwendung eines solchen transienten Expressionsstrategie ist eine Endoglucanase aus Glykosylhydrolase Familie 5, Cel5A von der Pilzwirts Trichoderma reesei (Hypocrea jecorina) abgeleitet ⁶ hergestellt (nachstehend als TrCel5A bezeichnet). TrCel5A ist ein 42 kDa Protein, das nativ glykosyliert ist und in hyd hochaktivenroylzing Celluloseketten ^7.

Die transiente Expression Technik hier beschrieben wird, auf einem relativ häufigsten verwendete System basiert, Infiltrieren des Pflanzenblätter mit Agrobakterien, die das Gen von Interesse in einen geeigneten Expressionsvektor. Um für eine schnelle Analyse der in planta Ausdruck erfolgreich zu ermöglichen, können TrCel5A auch als Fusionsprotein mit mCherry, einer monomeren fluoreszierenden Protein ursprünglich aus Discosoma sp ausgedrückt werden. Protein DsRed ^8, mit weiteren sechs Histidin-Reste (His-Tag) fusioniert der C-Terminus (TrCel5A-mCherry). Expression der heterologen Fusionsprotein, TrCel5A-mCherry, kann somit innerhalb der wachsenden Pflanze durch Verwendung von grünem Licht zu untersuchen mCherry Verbreitung überwacht werden. Wenn gewünscht, kann Dünnschnitte des Pflanzenmaterials unter grünem Licht mikroskopisch untersucht werden, um die spezifische Lokalisation des Proteins zu etablieren. Für diese Arbeit, Signal-und Übersitzen Peptide wurden in das Konstrukt eingebracht, um das heterologe Protein den Export nach dem endoplasmatischen Retikulum ⁹ lokalisieren.

Zur Analyse der Aktivität der Pflanze exprimiert Cellulasen, einschließlich TrCel5A eine Anzahl von Cellulase-Aktivitätstests ausgeführt werden kann. Nach der Extraktion der gesamten löslichen Pflanzenproteinen, kann TrCel5A teilweise unter Verwendung eines thermischen Inkubation Technik gereinigt werden. Proteingröße wird mit SDS-PAGE, gefolgt von Western-Blot etabliert. Zymographie kann verwendet werden, um die Aktivität gegen Gründen, z. B. Zellulose, die seit Carboxy-methylierte hat zu analysieren (was Carboxymethylcellulose: CMC) für die Löslichkeit ^10. Cellulase und Glucosidase-Aktivität kann mit dem Fluorophor 4-Methylumbelliferyl-(4-MU) mit β-D-cellobiosid assoziiert (4-MUC kombiniert) überwacht werden. Ein weiteres Verfahren zur Endoglucanase-Aktivität zu beurteilen beinhaltet die spektrometrische Analyse der CMC, die mit einer Azo-d zugeordnet worden istihr (Remazolbrilliant Blue R) ^11. Darüber hinaus können Protein-Aktivität beider Endoglucanasen und eine Reihe von Cellulasen, die durch die Verwendung einer Zuckeranalyse Test, wie der p-Hydroxybenzoesäure (PAHBAH) Test ¹² überwacht werden. Diese Techniken können verwendet werden, um aufzuklären und Quantifizierung der Aktivität des exprimierten Cellulase von Interesse sein.

Protokoll

1. Wachstum von Wildtyp N. tabacum Pflanzen

1. Um N. wachsen tabacum L. cv. Petit Havana SR1 Pflanzen auf Erde, legen Tabaksamen über geeignete Töpfe mit normaler Blumenerde für die Keimung gefüllt. Nach 2 Wochen übertragen Sämlinge auf einzelne Töpfe. Inkubieren Pflanzen in einem Gewächshaus mit konstanten 22 ° C (dunkle Zeit) bzw. 25 ° C (Lichtperiode) und die relative Luftfeuchte 70%. Geben Beleuchtung in einem 16/8 h Licht / Dunkel-Zyklus (zB Philips IP65 400 W-Lampen, 180 mmol · s ^-1 · m ^-2; λ = 400-700 nm) und Wasser täglich.

2. Transiente Expression von TrCel5A und TrCel5A-Proteine ​​mCherry

1. Unter sterilen Bedingungen, nehmen einzelne Kolonien von Agarobacterium tumefaciens (GV3101 :: pMP90RK GMR, KmR, RifR), die entweder pTRAkc-ER-TrCel5A oder pTRAkc-ER-TrCel5A-mCherry und Transfer zu einem Erlenmeyerkolben mit 10 ml HefeextraktBrühe (YEB, nach Herstellerangaben hergestellt) Medium und Kanamycin (50 mg / ml), Rifampicin (50 mg / ml) und Carbenicillin (100 mg / ml) für die Selektion. Inkubation für 36-40 Stunden bei 26 ° C und 180 UpM. Hinweis: Die Gestaltung geeigneter Konstrukte für die Proteinexpression ist außerhalb des Geltungsbereichs dieses Papier, sondern zur Orientierung, können die Verfahren der Maclean et al ¹³ und Munro und Pellham ¹⁴ für Konstrukt Design folgen..
2. Nehmen Sie 200 &mgr; l jeder Kultur zu 20 ml YEB mit den oben genannten Konzentrationen an Antibiotikum zu inokulieren und Inkubation unter den gleichen Bedingungen wie zuvor.
3. Nach 36-40 h preinduce die Kulturen durch Zugabe von 2 &mgr; l Acetosyringon (200 &mgr; M Endkonzentration), 100 &mgr; l 40% (w / v) Glucoselösung und 200 &mgr; l 1 M MES-Puffer pH 5,6. Inkubieren über Nacht.
4. Es werden 100 ml einer Infiltration 2x Puffer (100 g / l Saccharose, 3,6 g / l Glucose, 8,6 g / l Murashige und Skoog-Basalsalze, PH-Wert auf 5,6 mit Kaliumhydroxid).
5. Messen OD ₆₀₀ der Kulturen mit 1.05 Verdünnungen bis eine OD ₆₀₀ von 5-6 erreicht. Berechnen Kulturvolumen von 30 ml Infiltrationsmedium benötigt bei OD _600. 15 ml 2x Infiltration Puffer, dann fügen deionisiertem H ₂ O, um den Puffer auf 30 ml zu machen.
6. Nehmen Sie Pflanzen aus Gewächshaus und eine Pipettenspitze verwenden, um den nick abaxial Seite der ^3. bis ^5. Blatt von oben, um die Infiltration zu erleichtern.
7. Verwenden Sie eine Pipettenspitze nick die unterseits der Blätter, um die Infiltration zu erleichtern.
8. Füllen Sie eine Spritze mit Infiltrationsmedium und legen Sie sie (ohne Nadel) auf einem der bisherigen Nicks. Unterstützen Spritze mit einem Finger auf dem adaxial Blatt Seite. Drücken Sie das Medium vorsichtig in das Gewebe zwischen den Blattblattzonen. Anmerkung: Nach der Infiltration pflegen Pflanzen im Gewächshaus unter den gleichen Bedingungen wie oben beschrieben. Auch pflegen einen gleichen Anteil von untreated, nicht-transiente Expressionspflanzen (NTEPs) als Kontrollen, unter den gleichen Bedingungen wie infiltrierten Pflanzen.

3. Beurteilung der TrCel5A-mCherry Expression in Pflanzenblätter

1. Nach 4-6 Tagen nehmen Pflanzen mit A. infiltriert tumefaciens enthält pTRAkc-ER-TrCel5A-mCherry aus dem Gewächshaus und legen Sie sie in einem dunklen Raum für die Fluoreszenzanalyse.
2. Um die Fluoreszenz in Blattstücke ausdrücken TrCel5A-mCherry, Lichtanlagen mit einem tragbaren Lichtquelle, die grünes Licht bei 515 nm mit einem roten Filter (620-750 nm) zu visualisieren. Hinweis: In Tiefe Charakterisierung von Protein-Expression in den Pflanzenblättern durch Dünnschnitt Blätter mit einem Vibratom und Prüfung unter Licht-und Fluoreszenzmikroskopie erreicht werden. Dazu gehen Sie folgendermaßen vor:
   1. Schneiden kleine Abschnitte von ca. 5 x 5 mm Größe aus einer infiltrierten Blatt und betten sie in 4% Agarose in 50 mM Phosphatpuffer gelöst (pH 5,7).
   2. CutAbschnitt von 80-90 um der Größe von Embedded-Blätter mit einem Vibratom. Legen sie auf einen Objektträger, Deckel mit Puffer oder ein Deckglas und untersuchen sie mit einem Mikroskop bei 10-facher Vergrößerung mit einem Fluoreszenzdetektor unter Verwendung der gleichen Wellenlänge und Filter oben angegeben.

4. TrCel5A Extraktion aus Tabakblättern

1. Schneiden Sie Stücke aus Tabakblättern zu einem ungefähren Gewicht von 1 g aus Pflanzen mit A. infiziert tumefaciens enthält pTRAkc-ER-TrCel5A und in einem Mörser mit flüssigem Stickstoff vorgekühlt. Hinzufügen einer geeigneten Menge von flüssigem Stickstoff auf den Proben. Grind Blätter zu Pulver mit Hilfe eines vorgekühlten Stößel.
2. 2 ml phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS), enthaltend 1 mM Phenylmethylsulfonylfluorid auf den Boden Blatt Materie und mischen, bis die Mehrheit der Blatt Materie in Suspension. Zentrifuge Extrakt bei 15.000 × g für 20 min bei 4 ° C an, um Protein-haltige Überstand.
3. Centrifuge der Extrakt bei 15.000 g für 20 min bei 4 ° C und nehmen proteinhaltigen Überstand man aufpassen, nicht, um das Pellet zu stören. Entsorgen Sie die Pellets.
4. Teilweise zu reinigen TrCel5A durch Inkubation der proteinhaltigen Überstands bei 55 ° C für 10 min. Bei Raumtemperatur für weitere 10 min ruhen, dann Zentrifugieren bei 15.000 xg für 10 min bei RT. Wiederholen Teilreinigungsverfahren für nicht-infiltrierten Pflanzen zu Kontrollproben zu erhalten. Mit diesen Proben für alle folgenden Versuche. Achtung: Die Proteinlösungen bei 4 ° C für bis zu 1 Woche bei -20 ° C für bis zu 3 Monate aufbewahrt werden.
5. Wiederholen Sie die Teilreinigungsverfahren für nicht-infiltrierten Pflanzen zu Kontrollproben zu erhalten. Mit diesen Proben für alle folgenden Versuche. Achtung: Die Proteinlösungen bei 4 ° C für bis zu 1 Woche bei -20 ° C für bis zu 3 Monate aufbewahrt werden.

5. SDS-PAGE, Western Blot und Azo-Zymographie von CMC TrCel5A-mCherry

1. Kauf oder bereiten 12% (w / v) SDS-PAGE-Gelen nach etablierten Methoden ^15.
2. CMC in Wasser auflösen, um eine 1,5% (w / v) Lösung zu erhalten. CMC-SDS-PAGE-Gelen zu machen, ersetzen 1 ml 1,5% CMC zu 1 ml Wasser in einem 10 ml SDS-PAGE-Gel-Mix-Lösung, was zu einer 0,1% (w / v) CMC + 12% (w / v ) SDS-PAGE-Gel-Mix. Gießen Gel normal. Hinweis: Sicherstellen, dass die CMC in der ursprünglichen Lösung ist vollständig durch eine Kombination von Rühren und Erwärmen auf 40 ° C gelöst (Wiederholung direkt vor der Herstellung der Gel-Lösung).
3. Denaturieren Proben durch Kochen in Gegenwart von SDS, nach etablierten Methoden ^12. Als positive Kontrolle, verwenden Sie eine 1:500-Verdünnung eines kommerziell erhältlichen Cellulase Mischung aus T. reesei, wie T. reesei ATCC 26921. Als Negativkontrolle mit einem ähnlich hergestellten Proteinlösung aus nicht-infiltrierten Blätter (NTEPs).
4. Führen Sie die Elektrophorese wie für normale Protokolle ^15,zB verwenden, 200 V für ~ 50 min mit der Elektrophorese gestoppt, sobald der Farbstofffront das Ende des Gels erreicht.
5. Fleck eine SDS-PAGE-Gel unter Verwendung von 0,1% (w / v) Coomassie-Brilliantblau und Entfärbung unter Verwendung eines Methanol / Eisessig-Gemisch. Hinweis: Schnellfärbung und Entfärbung kann durch leichtes Erwärmen der Färbung und Entfärbung Lösungen, dh durch Verwendung einer Mikrowelle für ~ 15 Sek. erwärmen (aber nicht kochen) zunächst die Färbung und dann die Entfärbung Lösungen, die Änderung der Entfärbelösung nach 10 Minuten durchgeführt werden oder wenn sie abgekühlt, und wiederholen Sie mit neuen Entfärbelösung.
6. Führen eines Western-Blotting SDS-PAGE-Gel unter Verwendung etablierter Protokolle ^16,17. Mit den folgenden Antikörpern: ein polyklonaler Kaninchen-Antikörper gegen ein His-tag (primären) und einem polyklonalen Ziegen-Anti-Kaninchen-Antikörper-Fc-Region, die zu einer alkalischen Phosphatase (sekundäre) konjugiert wurde. Hinweis: Sekundärantikörper sollten ausgewählt werden, um Visualisierung mit Nitro Tetrazol ermöglichenium chloride/5-bromo-4-chloro-3 '-p-indolyphosphate Toluidinsalz (NBT / BCIP), wie beschrieben ^18.
7. Führen in-Gel-Protein-Rückfaltungs auf 0,15% (w / v) CMC SDS-PAGE-Gel, das durch Inkubation des Gels in 1,5% (w / v) β-Cyclodextrin, 20 mM Phosphat-Citrat-Puffer, pH 6,5, bei Raumtemperatur mit leichtem Schütteln 15 min ^19.
8. Entsorgen Sie die β-Cyclodextrin-Lösung und kurz waschen das Gel mit H ₂ O. Inkubieren bei Raumtemperatur in 50 mM Natriumacetat-Puffer (pH 4,8) für 15 min. Führen CMC-Zymographie unter Verwendung des rückgefalteten 0,15% CMC SDS-PAGE-Gel durch Inkubation des Gels in 30 mM Natriumacetat-Puffer pH 4,8 für 20 min bei 50 ° C.
9. Führen CMC-Zymographie unter Verwendung des rückgefalteten 0,15% (w / v) CMC SDS-PAGE-Gel durch Inkubation des Gels in 30 mM Natriumacetat-Puffer (pH 4,8) für 20 min bei 50 ° C.
10. Färben Sie das Gel für 10 min mit einer 0,1% w / v Kongo rote Lösung entfärben und für 30 Minuten oder bis klar Bänder werden mit 1 M Na beobachtetCl. Mit 0,3% (v / v) Essigsäure für klarere Abbildungs ​​Waschen des Gels.

6. 4-MUC Aktivitätstest von TrCel5A

1. Bereiten Sie eine Stammlösung von 10 mM 4-MUC in 50% (v / v) Methanol, und speichern sie in der Dunkelheit bei RT
2. Unmittelbar vor dem Test, bereiten ein 4-MUC 2x Arbeitslösung von 1 mM 4-MUC zusammengesetzt und 60 mM Natriumacetat, pH 4,8.
3. Diese Prüfung auf Proben mit 100 ul Protein-Blatt (mit oder ohne TrCel5A induzierbar exprimiert), 100 &mgr; l einer im Handel erhältlichen Mischung aus Cellulase T. reesei 1:1.000 und reinem H ₂ O auf. Führen Sie jede Probe in dreifacher Ausfertigung.
4. Je 100 ul der 4-MUC-Arbeitslösung in einzelne Wells einer 96-Well-Platte, dann fügen Sie 100 ul jeder Probe.
5. Bestimmen Zeitpunkt 0 min von 4-MU-Fluoreszenz durch Fluoreszenzspektroskopie unter Verwendung einer Anregungswellenlänge von 360 nm und einer Emissionswellenlänge von 465 nm auf.
6. Inkubation erfolgt während 20min bei 50 ° C, mit Klebstoff Deckel abgedeckt, um Verdampfung zu verhindern. Stoppen der Reaktion durch Einfrieren (oder durch Kombinieren von 100 &mgr; l 0,15 M Glycin, pH 10,0, und 100 ul der Probe in einer separaten Platte).
7. Bestimmen den Endpunkt der 4-MU-Fluoreszenz durch Fluoreszenzspektroskopie unter Verwendung einer Anregungswellenlänge von 360 nm und einer Emissionswellenlänge von 465 nm auf. Subtrahieren von 0 min Endpunkt (20 min) Zeitpunkt, um die Änderung in der Fluoreszenzwerte zu erhalten.

7. Azo-Carboxymethyl Cellulose Aktivitätstest von TrCel5A

1. Bereiten Sie einen Bestand von 1,5% (w / v) Azo-CMC, die bei Raumtemperatur gelagert wird, und eine Fällungslösung mit 18 mM Zink-Acetat, 0,5 M Natriumacetat, pH 5 und 80% Ethanol (v / v), bei Zimmer Temperatur.
2. Unmittelbar vor dem Assay Vorbereiten eines Azo-CMC 2x Arbeitslösung, bestehend aus 1% (w / v) Azo-CMC (in H ₂ O) und 60 mM Natriumacetat, pH 4,8.
3. Kombinieren 50 ul Probe und 50 ul des Arbeitsten Lösung in 1,5-ml-Röhrchen.
4. Testproben, die 50 ul Blatt Protein (mit oder ohne TrCel5A transient exprimiert); 100 &mgr; l eines handelsüblichen Cellulase-Mischung aus T. reesei verdünnt 1:1000; und reinem H ₂ O. Führen Proben und Standards in dreifacher Ausfertigung.
5. Proben für 20 min Inkubation bei 50 ° C. Stoppen Sie die Reaktion durch Zugabe von 250 ul Fällungslösung. Vortex jede Probe kräftig für 10 Sekunden, um sicherzustellen, Lösungen wurden vollständig zusammen.
6. Proben Inkubation bei RT für 10 min und dann wieder Wirbel. Zentrifuge Proben bei 1000 g für 10 min. Entfernen 200 ul jeder Probe Überstand auf eine 96-Well-Platte, kümmert sich nicht um das Pellet zu stören.
7. Assay unter Verwendung von Absorptionsspektroskopie bei einer Wellenlänge von 590 nm aufweist.

8. PAHBAH Test der TrCel5A

1. Verwenden Sie einen Locher, um einen Kreis (~ Durchmesser 5,5 mm) aus Filterpapier geschnitten. 100 l 60 mM NaAc, pH 4,8 und 100 ul-Proben, enthaltend entweder Blatt-Protein (mit oder ohne TrCel5A induzierbar exprimiert) oder eine kommerzielle T. reesei Cellulase Mischung 1:1000 verdünnt, und Inkubation mit Filterpapier Kreise für 20 Stunden bei 50 ° C mit 300 rpm schütteln. Für jede Probe mit Filterpapier inkubiert, auch inkubieren eine doppelte Lösung ohne Filterpapier als individuelle Probe-Kontrollen.
2. Vorbereitung einer 330 mM p-Hydroxybenzoesäure (PAHBAH) Lösung A durch Auflösen PAHBAH in H ₂ O unter Zugabe von 5 ml konzentrierter HCl für insgesamt 100 ml Lösung, und Lagern bei RT. Hinweis: Die besten Ergebnisse werden durch Zugabe von HCl auf einen kleineren Volumen PAHBAH Aufschlämmung, dh 30 ml, der unter Temperatur gerührt wird, um die Auflösung, bevor das Volumen auf 100 ml mit H ₂ O gelöst helfen
3. Bereiten PAHBAH Lösung B, die 50 mM Natriumcitrat, 10 mM Calciumchlorid und 500 mM NaOH und lagern bei RT.
4. Immediately vor dem Test, bereiten eine 1,5 x Arbeitslösung von 1 ml PAHBAH Reagenz zu 9 ml Pufferlösung auf Eis aufbewahren bis zur Verwendung (innerhalb von 4 Stunden verwendet werden).
5. Bereiten Proben in thermo 0,2 oder 0,5-ml-Röhrchen. Kombinieren 5 ul jeder Lösung mit Filterpapier (Schritt 8.1), 45 ul _{H &sub2;} O und 100 ul PAHBAH Arbeitslösung inkubiert. Probenkontrollen (Proben ohne Filterpapier inkubiert) sollte unter den gleichen Konzentrationen (5 ul Probe, 45 ul H ₂ O, 100 ul PAHBAH Arbeitslösung) ausgeführt werden. Auch testen 5 Standards (5 ul), die zwischen 0 und 0,2 g / l Glucose und reinem H ₂ O. Führen Proben und Standards in dreifacher Ausfertigung.
6. Proben inkubieren genau 10 min bei 100 ° C, dann bei RT abkühlen genau 10 min. Pipette Lösungen in eine 96-Well-Platte und Assay-spektroskopisch bei einer Wellenlänge von 410 nm aufweist. Subtrahieren Sie einzelne Probe-Kontrollen (ohne Filterpapier inkubiert) aus Proben endgültig zu erhaltenWerte.

Ergebnisse

TrCel5A und TrCel5A-mCherry wurden erfolgreich in Tabakpflanzen unter Verwendung des transienten Expressionssystem (1A und 1B) ausgedrückt. Die Untersuchung der Expressionsmuster des TrCel5A mCherry-Fusionsprotein zeigte gesunde Blätter (1C), die weit verbreiteten Proteinexpression unter grünen Licht (1D) zeigte.

Extraktion der gesamten löslichen Proteine ​​wurden auf Tabakpflanzen, die Blätter, die enthalten waren durch die...

Diskussion

Rekombinante Expression von Cellulasen ist ein Feld von großem Interesse, auf den Wunsch nach effizienteren Produktion von Biokraftstoffen Systeme ^ein. Pflanzen bieten viele Möglichkeiten für eine erfolgreiche Cellulaseproduktion, mit Funktionen wie wirtschaftliche Erntetechniken und Methoden Autohydrolyse sehr wünschenswerte Eigenschaften für eine groß angelegte Produktion von Biokraftstoffen. Ferner ist die Verwendung von verschiedenen Lokalisierungen zur Herstellung von Proteinen erlauben, falls erforderli...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
4-Methylumbelliferyl β-D-Cellobiosid	SIGMA-ALDRICH	M6018
Essigsäure	ROTH	3738
Acetosyringon (konzentriert)	ROTH	6003
Antibiotikum - Kanamycin	ROTH	T832
Antibiotikum - Rifampicin	ROTH	4163
Antibiotikum - Carbenicillin	ROTH	6344
Antikörper - Kaninchen anti His(6) pAb	ROCKLAND	600-401-382
Antikörper - Ziege anti Kaninchen AP, FC pAb	DIANOVA	111-055-008
Azo-carboxymethylcellulose	MEGAZYME	S-ACMC
β-Cyclodextrin	SIGMA-ALDRICH	C4805
Calciumchlorid-Dihydrat	SIGMA-ALDRICH	C5080
Carboxymethylcellulose	ROTH	3333.1
Cellulase aus Trichoderma reesei ATCC 26921	SIGMA-ALDRICH	C2730
Kongorot	SIGMA-ALDRICH	75768
Coomasie brillantblau G 250	ROTH	9598.2
D(+)-Glukose	ROTH	8337
Ethanol	ROTH	K928
Filterpapier - Rotilabo Löschpapier	ROTH	CL67
NBT/BCIP	SIGMA-ALDRICH	72091
MES Puffer	ROTH	4256
Methanol	ROTH	8388
Natriumcitrat	ROTH	3580
Natriumdodecylsulfat	SERVA	20765
Natronlauge	ROTH	6771
Boden, Einheitserde classic	PATZER GMBH
Spektrometer - Unendlich M200	TECAN
Saccharose	SIGMA-ALDRICH	S-5390
4-Hydroxybenzhydrazid	SIGMA-ALDRICH	H9882
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung	ROTH	1058
UV-Lichtquelle - BLAK RAY	UVP
Vibratome - VT1000S	Leica