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Methodenartikel

Murine Endoskopie für In Vivo Multimodale Bildgebung der Krebsentstehung und Bewertung der Darm Wundheilung und Entzündung

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DOI:

10.3791/51875

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26. August 2014

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medicine B, University Hospital Münster, 2Department of Pediatric Rheumatology and Immunology, University Children's Hospital Münster

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Kleintierbildgebung Techniken ermöglichen Serien diagnostische Untersuchungen und therapeutische Interventionen in vivo. Vor kurzem hat der Umfang der Anwendungen erheblich erweitert und umfasst gegenwärtig Beurteilung Colontumorentwicklung, Wundheilung und Kontrolle von Entzündungen. Dieses Protokoll zeigt diese verschiedenen Anwendungsmöglichkeiten der murinen Endoskopie.

Zusammenfassung

Mausmodelle werden häufig verwendet, um die Pathogenese von Erkrankungen des Menschen zu untersuchen und Diagnoseverfahren sowie therapeutische Interventionen präklinisch bewerten. Jedoch gilt Beurteilung von pathologischen Veränderungen erfordert oft die histologische Analyse, und wenn ex vivo durchgeführt, erfordert zum Tod des Tieres. Daher in konventionellen experimentellen Einstellungen sind intra-individuelle Follow-up-Untersuchungen nur selten möglich. Somit ist die Entwicklung von Maus-Endoskopie in lebenden Mäusen ermöglicht Ermittler zum ersten Mal sowohl direkt visualisieren die Magen-Darm-Schleimhaut und auch wiederholen Sie den Vorgang, um Änderungen zu überwachen. Zahlreiche Anwendungen für die in vivo murine Endoskopie bestehen, einschließlich des Studiums Darmentzündung oder Wundheilung, Erhalt Schleimhautbiopsien wiederholt, und lokal zu verabreichen diagnostische oder therapeutische Mittel mit Miniinjektionskatheter. In jüngster Zeit hat der molekularen Bildgebung erweitert die diagnostische Bildgebung modalities ermöglicht den spezifischen Nachweis von unterschiedlichen Zielmoleküle mit spezifischen Photosonden. Im Ergebnis hat murinen Endoskopie als neue Spitzentechnologie für diagnostische experimentelle in-vivo-Bildgebung entstanden und können wesentlich von der präklinischen Forschung in verschiedenen Bereichen auswirken.

Einleitung

Tiermodelle haben unser Verständnis der zahlreichen Darmerkrankungen bereichert. Die Labormaus (Mus musculus) wurde als bester Tiermodell in der biomedizinischen Forschung aufgrund seiner reichlich vorhandenen genetischen und genomischen Informationen entwickelt und ist in transgenen und Knockout-Stämme zur Verfügung stehen. Zusätzlich zum besseren Verständnis der Krankheitsentstehung, Tiermodelle sind auch wichtig für die Prüfung Wirkstoffkandidaten sowie der präklinischen diagnostische oder therapeutische Eingriffe. Trotz der Vielzahl von Mausmodellen Simulation menschlicher Krankheiten, viele diagnostische und interventionelle Optionen, die routinemäßig in der Patientenpflege eingesetzt werden, sind jedoch nicht für Mäuse vorhanden. Dementsprechend Überwachungsstrategien, den Verlauf der Krankheit Maus oder die Wirkung von therapeutischen Interventionen zu überwachen sind oft auf indirekte Beobachtungen beschränkt oder post mortem-Analysen. Während nicht-invasive Verfahren existieren für die Überwachung Mäuse Vitalität wie Krankheitsaktivität Indizes, quantification der Gewichtsabnahme oder Gewichtszunahme, Blut, Urin und Kot analysiert, das sind nur indirekte Indikatoren und werden durch interindividuelle Variabilität vorgespannt ist. Zusätzlich post mortem-Analysen verhindern Längs Beobachtungen an sich wiederholenden Zeitpunkten. Anspruchsvolle bildgebenden Verfahren zur Überwachung der Krankheitsaktivität bei Mäusen wurden erst vor kurzem eingeführt 1,2. Obwohl diese bildgebenden Verfahren ermöglichen das wiederholte Analysen, sie bieten nur einen beschreibenden und oft ungenau Blick auf den Darm, nicht ermöglichen den direkten Schleimhaut Visualisierung oder erlauben diagnostische oder therapeutische Eingriffe wie Biopsien Erwerb oder aktuelle und intramukosalen Anwendung der Wirkstoffkandidaten.

Vor kurzem hochauflösenden endoskopischen Systemen zur Verwendung in lebenden Mäusen entwickelt worden 3,4. Zum ersten Mal diese endoskopischen Techniken ermöglichen die direkte Visualisierung der endoluminalen Dickdarmerkrankung Erkrankungen wie Wundheilung oder Darmentzündung Bereitstellung objektierende, Echtzeit-Status ermöglicht Längsschnittstudien im gleichen Tier bei sich wiederholenden Zeitpunkten. Abgesehen davon ermöglicht wiederholte Biopsien in einem einzelnen Maus, können endoskopische Systeme ebenfalls verwendet werden, um therapeutisch zu beeinflussen eine deutliche Tumor oder lokalisierte Entzündung, die durch eine direkte Anwendung eines Stoffes in den Bereich von Interesse. Weiterhin als therapeutische und Steuerstoffe können direkt in den Bereich von Interesse geliefert werden, kann dies in der gleichen Maus durchgeführt werden, ohne die interindividuelle Variabilität. Diese Systeme sind nun für die Beurteilung der Kolon-Entzündung, Wundheilung, laparoskopische Leberbiopsien und orthotopen Induktion von Lebertumoren 8 und Tumor-Entwicklung unter Verwendung von verschiedenen Scoring-Systemen wie dem murinen endoskopischen Index Schwere der Colitis (MEICS) 5-7 eingesetzt. MEICS besteht aus fünf Parameter, um Entzündungen zu bewerten: Verdickung der Darmwand, Veränderungen der Gefäßmuster, die Anwesenheit von Fibrin, Granularität der mucosAl-Oberfläche und Stuhlkonsistenz.

In diesem Protokoll beschreiben wir die Verwendung von starren Endoskopie in murinen Modellen von intestinalen Wundheilung, Entzündung und Darmkrebs. Zunächst zeigen wir die endoskopischen Untersuchung der Wundheilung und Kolonentzündung sowie Längs Beurteilung ulcerosa Aktivität und die Untersuchung der Kanzerogenese in murinen Colon. Über die beschreibende Verwendung von Maus-Endoskopie, bieten wir detaillierte Anweisungen zur Verwendung der endoskopischen Instrumentierung Biopsien erhalten, und der aktuelle und intramukosalen Anwendung der verschiedenen Komponenten von Interesse (zB Medikamentenkandidaten oder Tumorzellen). Schließlich zeigen wir die Verwendung von Maus-Fluoreszenz-Endoskopie, die anspruchsvolle molekularen Bildgebung beschäftigt, bei der Einstellung von kolorektalen Tumoren.

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Protokoll

Alle Tierversuche wurden von der Landesamt für Natur, Umwelt und Verbraucherschutz (LANUV) nach deutschem Tierschutzgesetz genehmigt.

1. Materialien und Versuchsaufbau

  1. Tierpflege
    1. Verwenden Sie weiblich oder männlich Mäuse jeder Stamm mit einem Gewicht von 20 bis 25 g und Haus sie nach den örtlichen Tierpflege-Gesetzgebung.
    2. Mäuse füttern mit Spezialfutter für Nager und gelten Luzerne frei Chow mindestens drei Tage vor der Untersuchung Fluoreszenz endoluminale Autofluoreszenz zu minimieren.
    3. Geben Sie autoklaviertem Trinkwasser ad libitum.
  2. Induktion von akuter DSS-induzierter Kolitis
    1. Vorbereiten einer 3% (w / v) Dextransulfat-Natrium (DSS, Molekulargewicht: 36,000-50,000 Da) durch Auflösen von 3 g DSS in 100 ml Wasser autoklaviert. Bieten diese Lösung als die ausschließliche Trinkwasser an Mäuse ad libitum und berechnen 5 ml DSS-Lösung pro Maus / Tag. Feed Fortsetzungrol Mäuse mit autoklaviertem Wasser ohne DSS ad libitum 9.
  3. Induktion von Darmkrebs
    1. Auflösen mutagene Azoxymethan (AOM) (VORSICHT! Kann Krebs und genetische Schäden verursachen!) In steriler isotonischer Kochsalzlösung, um eine endgültige Konzentration von 1 mg / ml zu erhalten. Anwenden einer Einzeldosis von 10 mg pro kg Körpergewicht AOM intraperitoneal unter Verwendung einer 1 ml Spritze (30 G) 10.
    2. Challenge-Mäusen (ohne Kontrollmäuse) mit sich wiederholenden Zyklen von 3% (w / v) DSS von Tag 0 bis 7, Tag 14 bis 21 Tage 28 bis 35 und 42 bis 49 Tage nach Entzündungs ​​angetrieben kolorektalen Karzinogenese bewirken. Mäuse füttern mit autoklaviertem Wasser nur zwischen diesen Herausforderungen (siehe Abbildung 4A für einen detaillierten Zeitplan). Futtermittelkontrolle Mäuse mit autoklaviertem Wasser während des gesamten Experiments.
  4. Herstellung von Fluoreszenzendoskopie (FE)
    1. Verwendung Fluorescein-Isothiocyanat (FITC) - Dextran (Molekulargewicht 70.000 Da; FITC: Glucose = 1: 250), Detektion von Dickdarm-Adenom durch visuelle Verbesserung der Dysplasie Gefäßmuster.
    2. Verwalten 60 mg FITC-konjugierten Dextran in 100 ul PBS intravenös 5 min vor Fluoreszenz endoskopische Untersuchung verdünnt.
  5. Anästhesie
    1. Eine kontinuierliche Versorgung für Isofluran Anästhesie (1,5 LO 2 / min; 1,5-2 Vol% Isofluran [2-Chlor-2-(difluormethoxy) -1,1,1-trifluor-ethan]). Verwenden Sie spezielle Tieranästhesiegeräte mit einer Gesichtsmaske, um genau steuern Anästhesie.
  6. Vorbereitung der Einlauf
    1. Einzuflößen 2 ml Flüssigkeit Einlauf (Inhalt: Dinatriumhydrogenphosphat 1,5% (w / v) und Natriumdihydrogenphosphat 11% (w / v)) in den Dickdarm, wenn erhebliche fäkale Belastung vermutet wird, die die Sicht beeinträchtigen können.

2. Technische Anlagen

  1. Verwenden Sie ein Tier endoskopischen Arbeitsstation, die entwickelt und für den Einsatz von Kleintier Endoskopie genehmigt. Verbinden Sie die WOrkstation zu einer Kameraeinheit, einer Xenon-Lichtquelle, einer Luftpumpe und einem herkömmlichen PC-Monitor für Weißlicht-Endoskopie. Dann verbinden Sie die Kamera und das Miniatur starren Teleskop (1,9 mm Außendurchmesser, 10 cm Länge, Abbildung 5).
  2. Verwenden Endoskophülle mit Arbeitskanal (5D) für die Anwendung der Biopsiezange oder Injektionsrohr. Verwenden Sie die Hülle ohne Arbeitskanal für diagnostische Darmspiegelung.
  3. Konfigurieren Sie die Einstellungen der Lichtquelle zur Fluoreszenz-Endoskopie verwendeten Tracer zu erregen (zB 490 nm für FITC-konjugierten Dextran). Zusätzlich integrieren einen geeigneten Bandpassfilter zwischen dem Teleskop und der Kamera (beispielsweise 525 nm für FITC-konjugiertem Dextran).
  4. Legen flexible Biopsiezange (3 Charr., 28 cm) durch den Arbeitskanal des Endoskops zu Biopsien erhalten.
  5. Einführung flexible Injektionsrohr (0,96 mm) durch den Arbeitskanal für die topische, intramukosalen oder eine endoluminaledministration von diagnostischen oder therapeutischen Mitteln.
  6. Verwenden Sie einen beheizbaren Untersuchungstisch mit einer Temperatur von 42 ° C. Dies verhindert, dass Mäuse immer während der Prüfung Hypothermie.

3. Anästhesie der Tiere

  1. Platzieren der Maus in einer kleinen, aber dichten Kasten und verwalten Isofluran (100% (v / v), 5 Vol%, 3 L / min). Warten Sie, bis die Maus das Bewusstsein verliert.
  2. Übertragen Sie die Maus auf den Untersuchungstisch für die Endoskopie. Weiter Isofluran Inhalation über Gesichtsmaske mit einer Dosis von 100% v / v, 1,5 Vol%, 1,5 L / min. Gelten immer Augensalbe, Augen Trockenheit zu verhindern, während sie unter Narkose.
  3. Bewerten Wirksamkeit der Anästhesie durch Überprüfung der Reflexe. Überprüfen Sie den 'turn around reflex': wenn ausreichend betäubt, sollte eine Maus mit auf dem Rücken nicht um. Überprüfen Sie die Zehen reflex ': Wenn Narkose ausreichend, weich Kneifen zwischen den Zehen der Tiere sollte nicht bis zum Entzug der Schenkel (Stufe führenchirurgische Toleranz).

4. Koloskopie

  1. Legen narkotisierten Maus Liegend / auf dem Rücken auf dem Untersuchungstisch.
  2. Verabreichen 2 ml Einlauf über knöpft Kanüle in den Dickdarm, wenn erhebliche fäkale Belastung wird vermutet, dass die Sicht verdecken kann. Warten Sie, Mäusen nach Verabreichung der Einlauf verrichten. Legen Sie das Endoskop sehr sorgfältig, um eine Perforation zu vermeiden.
  3. Öffnen beide Ventile der Hülle mit einem von ihnen mit der Luftpumpe verbunden ist. Dichten Sie das andere Ventil mit dem Zeigefinger in die Luft abzugeben. Aufblasen Doppelpunkt mit Luft, langsam und vorsichtig, insbesondere bei der Biopsie oder Injektion.
  4. Voran Endoskop nur so weit wie die rechte Flexur zu einer Perforation (4-5 cm vom Anus) zu vermeiden.
  5. Diagnose Koloskopie
    1. Überprüfen Sie die Schleimhaut für entzündliche oder bösartige Veränderungen, während das Zurückziehen des Endoskops. Langsam nach hinten, um den gesamten Umfang des Darmes zu beurteilen. Beurteilen intraluminale pathologies mit geeigneten etablierten Scoring-Systeme nach Bedarf.
    2. Identisch endoskopische Position für die Bildaufnahme bei wiederholten Visualisierungen von Wundflächen rechtfertigen, beachten Sie den Abstand zwischen dem murinen Anus und der Schleimhautveränderung. Darüber hinaus verwenden die Spitze der Biopsiezange als Abstandshalter zu gleichen Abstand zwischen dem Endoskop und den Wundbereich während der Bildaufnahme zu erreichen. Die Wundgröße an die Größe des Endoskophülle, die 3 mm aufweist stehen.
      HINWEIS: Platz Endoskop in gleicher Position mit optischen Vergleich mit Fotodokumentation der bisherigen Untersuchungen. Maßnahme Läsionen im gleichen Winkel und Abstand, bei jeder Folge endoskopische Untersuchung.
  6. Biopsie
    1. Nehmen Biopsien mit Hilfe von zwei Forschern. Einführung der Biopsiezange vorsichtig durch den Arbeitskanal, bis die Spitze der Zange auf dem Monitor mit dem zweiten Prüfer sichtbar ist. Öffnen und schließen Pinzette vorsichtig zu einerLeere Perforation.
    2. Bewegen Zange an den Ort der Pathologie.
  7. Injektionsverfahren
    1. Führen Pritzverfahren mit Hilfe von zwei Forschern. Pre-fill flexiblen Einspritzrohr (0,96 mm) komplett mit dem Mittel verabreicht werden. Schubrohr durch den Arbeitskanal, bis die Kanüle (30 G) auf dem Monitor an den zweiten Prüfer zu sehen ist. Bereiten Sie die feinen Spritze verabreichen und sanft den geforderten Betrag von diagnostischen oder therapeutischen Mittel. Injektionsvolumina sollten 50 ul maximal sein.
    2. Legen Sie die Nadel in die submocosa in einem Winkel von 15-30 Grad. Stehen vor der Kegel in Richtung der Schleimhaut. Die Schleimhaut zeigt eine charakteristische Hebe Zeichen nach erfolgreicher Injektion.
  8. Fluoreszenzendoskopie-(FE)
    1. Verwalten 60 mg FITC-konjugierten Dextran in 100 ul PBS intravenös vor der endoskopischen Untersuchung Fluoreszenz.
    2. Überprüfen Sie den optimalen Zeitpunkt zwischen Injektion vonIhre Fluoreszenz-markierten Tracers und der bildgebenden Verfahren, die abhängig von Tracer Pharmakologie ist. Konfigurieren von Einstellungen der Bandpassfiltersystem gemäß den Anregungs-und Emissionswellenlänge der Tracer verwendet. Fluoreszenzendoskopie durchführen unspezifischen Blutvolumen Tracer (zB FITC) unmittelbar nach der intravenösen Injektion des fluoreszierenden Farbstoffs zu dem Gefäßmuster der Schleimhautoberfläche zu beurteilen.
    3. Betrachten Sie die Abbildung mehrere Stunden nach Tracer Anwendung im Falle von gezielten Tracer oder "Smart Probes", um eine bessere Ziel-Hintergrund-Verhältnis bieten.
    4. Führen Fotografie und Video-Dokumentation der Ergebnisse.

5. Post-Koloskopie

  1. Trennen Sie die Maus in einem leeren Käfig und legen Sie sie auf ein Papiertuch, um die Maus aus Ansaugen der Wurf zu schützen. Erwärmen Sie die Maus mit einer Rotlichtlampe zu Unterkühlung zu verhindern. Beachten Sie die Maus und nicht unbeaufsichtigt zu lassen, bis es ausreichend, hat wiederBewusstsein auf Brustlage zu halten. Einmal ganz bewusst, die Maus wieder in die jeweiligen Käfig.
  2. Am Ende des Experiments statt Maus in einer kleinen, aber dichten Kasten und verwalten CO 2 (100% (v / v), 100 Vol%, 3 L / min). Warten Sie, bis die Maus verliert komplette Bewusstseins und stoppt die Atmung. Versand Maus durch Halsbruch. Führen Bauch Laparotomie und Explantation des Dickdarms. Öffnen Sie den Doppelpunkt in Längsrichtung und waschen Sie es für die weitere histologische oder molekular Auswertung.

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Ergebnisse

In-vivo-Überwachung von Darm-Wundheilung
(; 1A entspricht 1 mm) bei Routine Endoskopie, Schleimhautwunden mechanisch Miniaturbiopsiezange mit einem Durchmesser von 3 Französisch induziert. Anschließend wurde die Wundheilung durch tägliche endoskopischen Untersuchungen überwacht und durch Messung des Restwundbereich unter Verwendung von Bildbearbeitungssoftware, beispielsweise quantifiziert ImageJ (1B). Die einzelnen Wundverschluss über die Zeit wi...

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Diskussion

Epithelialen Wundheilung ist ein laufender Prozess. Kontinuierlichen physiologischen Exfoliation der Oberflächenzellen im Magen-Darm-Schleimhaut tritt eine häufige Regeneration von Epithelzellen 16. Folglich hat Wundheilungsstörungen eine immense Auswirkungen auf mehrere Krankheiten wie Magen-Darm-Geschwüren und 17 Anastomoseninsuffizienz 18. Auswertung der molekularen Hintergrund sowie potenzielle Wirkstoffkandidaten zu Epithelheilung stimulieren kann nur unvollständig in Zellkultursyst...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Danksagungen

Wir danken Sonja Dufentester und Elke Weber für kompetente technische Unterstützung. Wir danken Faekah Gohar für das Korrekturlesen und Stefan Brückner für Medizinische Informatik Support. Diese Arbeit wurde von einem interdisziplinären Zuschuss von der Else-Kröner-Fresenius-Stiftung (2012_A94) unterstützt. D. Bettenworth wurde von einem Forschungsstipendium der Medizinischen Fakultät der Westfälischen Wilhelms-Universität Münster unterstützt. M. Brückner wurde von einem "Gerok" Drehstellung der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG SFB1009B8) unterstützt. Wir danken Heike Blum zur Illustration der Maus-Cartoon.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Reagenzien
Alfalfa-freie DiätHarlan Laboritories, Madison, USA2014
Azoxymethan (AOM)Sigma-Aldrich, Deisenhofen, DeutschlandA5486
Bepanthen AugensalbeBayer, Leverkusen, Deutschland80469764
Dextransulfat-Natrium (DSS)TdB Konsulat, Uppsala, SchwedenDB001
EosinSigma-Aldrich, Deisenhofen, DeutschlandE 4382
Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA)Sigma-Aldrich, Deisenhofen, DeutschlandE 9884
Falcon Tube 50 mlBD Biosciences, Erembodegem, Belgien352070
Florene 100 V/VAbbott, Wiesbaden, DeutschlandB506
HämatoxylinSigma-Aldrich, Deisenhofen, DeutschlandHHS32-1L
Isopentan (2-Methylbutan)Sigma-Aldrich, Deisenhofen, DeutschlandM32631-1L
MethylenblauMerck, Darmstadt, Deutschland1159430025
O.C.T. Tissue Tek Compound                                                                 Sakura, Zoeterwonde, Niederlande4583
Omnican F - canulaBraun, Melsungen, Deutschland9161502
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung, PBSLonza, Verviers, Belgien4629
Natriumchlorid 0,9%Braun, Melsungen, Deutschland12211095.05.0411
StandarddiätAltromin, Lage, Deutschland1320
Tissue-Tek CryomoldSakura, Leiden, Niederlande4566
Vitro – Clud                                                                                                                             R. Langenbrinck, Teningen, Deutschland04-0002 
Equipment
AIDA ControlKarl Storz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland20 096020
BandpassfilterSemrock, Rochester, USAHC 716/40
BandpassfilterSemrock, Rochester, USAHC 809/81
Biopsiezange, 3 Fr., 28 cmKarl Storz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland61071ZJ
Dell MonitorDell, Frankfurt am Main, DeutschlandU2412Mb
Untersuchungsschleuse, 9 Fr.KarlStorz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland61029D
Untersuchungsschleuse, 9 Fr.KarlStorz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland61029C
Lichtfaserkabel, 3,5 mmKarl Storz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland69495NL
Fluorescein Blau FiltersystemKarl Storz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland20100032
Fluorescein Barrier FilterKarl Storz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland20100033
FußschalterKarl Storz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland20010430
HOPKINS Teleskop, 1,9 mm, Länge 10 cmKarl Storz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland1830231
SCB D-Licht P Karl Storz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland20 133720
SCB tricam SL IIKarl Storz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland20 2230 20
Schlauchset Instrumente VETPUMP IIKarl Storz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland69811
Tricam PDD PALKarl Storz - Endoskop, Tuttlingen, Deutschland20221037
UniVet PortaGroppler Medizintechnik, Deggendorf, DeutschlandBKGM 0451
Vetpump 2Karl Storz - Endoskope, Tuttlingen, Deutschland69321620

Referenzen

  1. Bettenworth, D., et al. Translational 18F-FDG PET/CT imaging to monitor lesion activity in intestinal inflammation. Journal of nuclear medicine : official publication, Society of Nuclear Medicine. 54, 748-755 (2013).
  2. Lewis, J. S., Achilefu, S., Garbow, J. R., Laforest, R., Welch, M. J. Small animal imaging. current technology and perspectives for oncological imaging. European journal of cancer. 38, 2173-2188 (2002).
  3. Huang, E. H., et al. Colonoscopy in mice. Surgical endoscopy. 16, 22-24 (2002).
  4. Becker, C., et al. In vivo imaging of colitis and colon cancer development in mice using high resolution chromoendoscopy. Gut. 54, 950-954 (2005).
  5. Becker, C., Fantini, M. C., Neurath, M. F. High resolution colonoscopy in live mice. Nature protocols. 1, 2900-2904 (2006).
  6. Neurath, M. F., et al. Assessment of tumor development and wound healing using endoscopic techniques in mice. Gastroenterology. 139, 1837-1843 (2010).
  7. Pickert, G., et al. STAT3 links IL-22 signaling in intestinal epithelial cells to mucosal wound healing. The Journal of experimental medicine. 206, 1465-1472 (2009).
  8. Shapira, Y., et al. Utilization of murine laparoscopy for continuous in-vivo assessment of the liver in multiple disease models. Plos one. 4, e4776(2009).
  9. Wirtz, S., Neufert, C., Weigmann, B., Neurath, M. F. Chemically induced mouse models of intestinal inflammation. Nature protocols. 2, 541-546 (2007).
  10. Neufert, C., Becker, C., Neurath, M. F. An inducible mouse model of colon carcinogenesis for the analysis of sporadic and inflammation-driven tumor progression. Nature protocols. 2, 1998-2004 (2007).
  11. Dieleman, L. A., et al. Chronic experimental colitis induced by dextran sulphate sodium (DSS) is characterized by Th1 and Th2 cytokines. Clinical and experimental immunology. 114, 385-391 (1998).
  12. Gao, Y., et al. Colitis-accelerated colorectal cancer and metabolic dysregulation in a mouse model. Carcinogenesis. 34, 1861-1869 (2013).
  13. Foersch, S., Neufert, C., Neurath, M. F., Waldner, M. J. Endomicroscopic Imaging of COX-2 Activity in Murine Sporadic and Colitis-Associated Colorectal Cancer. Diagnostic and therapeutic endoscopy. 2013, 250641(2013).
  14. Bremer, C., Ntziachristos, V., Weissleder, R. Optical-based molecular imaging: contrast agents and potential medical applications. European radiology. 13, 231-243 (2003).
  15. Keller, R., Winde, G., Terpe, H. J., Foerster, E. C., Domschke, W. Fluorescence endoscopy using a fluorescein-labeled monoclonal antibody against carcinoembryonic antigen in patients with colorectal carcinoma and adenoma. Endoscopy. 34, 801-807 (2002).
  16. Jones, M. K., Tomikawa, M., Mohajer, B., Tarnawski, A. S. Gastrointestinal mucosal regeneration: role of growth factors. Frontiers in bioscience : a journal and virtual library. 4, 303-309 (1999).
  17. Mertz, H. R., Walsh, J. H. Peptic ulcer pathophysiology. The Medical clinics of North America. 75, 799-814 (1991).
  18. Pantelis, D., et al. The effect of sealing with a fixed combination of collagen matrix-bound coagulation factors on the healing of colonic anastomoses in experimental high-risk mice models. Langenbeck's archives of surgery / Deutsche Gesellschaft fur Chirurgie. 395, 1039-1048 (2010).
  19. Burk, R. R. A factor from a transformed cell line that affects cell migration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 70, 369-372 (1973).
  20. Msaki, A., et al. The role of RelA (p65) threonine 505 phosphorylation in the regulation of cell growth, survival, and migration. Molecular biology of the cell. 22, 3032-3040 (2011).
  21. Zigmond, E., et al. Utilization of murine colonoscopy for orthotopic implantation of colorectal cancer. PloS one. 6, e28858(2011).
  22. Foersch, S., et al. Molecular imaging of VEGF in gastrointestinal cancer in vivo using confocal laser endomicroscopy. Gut. 59, 1046-1055 (2010).
  23. Mitsunaga, M., et al. Fluorescence endoscopic detection of murine colitis-associated colon cancer by topically applied enzymatically rapid-activatable probe. Gut. 62, 1179-1186 (2013).

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