Methodenartikel

Expression von fluoreszierenden Proteinen in Branchiostoma lanceolatum Durch mRNA Injektion in ungedüngte Eizellen

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DOI:

10.3791/52042

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12. Januar 2015

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1Département de Biologie du Développement et Cellules Souches, Institut Pasteur, 2Laboratoire de Biologie du Développement de Villefranche-sur-Mer (UMR7009 CNRS/UPMC Univ Paris 06), Sorbonne Universités, 3Equipe Epigenetic Control of Normal and Pathological Hematopoiesis, Centre de Recherche en Cancérologie de Marseille, 4Unité de Dynamique des Interactions Membranaires Normales et Pathologiques, CNRS UMR5235/DAA/cc107/Université Montpellier II, 5Plateforme BioEmergences IBiSA FBI, CNRS-NED, Institut de Neurobiologie Alfred Fessard

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir berichten hier über die robuste und effiziente Expression von fluoreszierenden Proteinen nach der mRNA-Injektion in unbefruchtete Eizellen von Branchiostoma lanceolatum. Die Entwicklung der Mikroinjektionstechnik in dieser basalen chordate wird den Weg für tiefgreifende technische Innovationen in diesem aufstrebenden Modellsystem, auch in-vivo-Bildgebung und genspezifischen Manipulationen zu ebnen.

Zusammenfassung

Wir berichten hier über ein robustes und effizientes Protokoll für die Expression von fluoreszierenden Proteinen nach mRNA-Injektion in unbefruchtete Eizellen des Cephalochordats amphioxus, Branchiostoma lanceolatum. Wir verwenden Konstrukte für membran- und nuklear-zielgerichtete mCherry und eGFP, die modifiziert wurden, um die Verwendung von Amphioxus-Codons und Kozak-Konsensussequenzen zu ermöglichen. Wir beschreiben die Art der zu verwendenden Injektionsnadeln, das Immobilisierungsprotokoll für die unbefruchteten Eizellen und den gesamten Injektionsaufbau. Mit dieser Technik werden fluoreszenzmarkierte Embryonen erzeugt, in denen die Dynamik des Zellverhaltens während der frühen Entwicklung mit den neuesten in vivo Bildgebungsstrategien analysiert werden kann. Die Entwicklung einer Mikroinjektionstechnik in dieser Amphioxus-Spezies wird Live-Imaging-Analysen des Zellverhaltens im Embryo sowie genspezifische Manipulationen, einschließlich Genüberexpression und Knockdown, ermöglichen. Insgesamt wird dieses Protokoll den basalen Chordatieren amphioxus als Tiermodell für die Beantwortung von Fragen im Zusammenhang mit den Mechanismen der Embryonalentwicklung und vor allem mit ihrer Evolution weiter festigen.

Einleitung

Bei der Entwicklung, eine einzelne Zelle führt zu einem ganzen Organismus in einem sehr komplexen Prozess, der beide Zellteilungen und Bewegungen beinhaltet. Um die biologische Prinzipien der Dynamik des Zellverhalten besser zu verstehen, haben Entwicklungsbiologen begonnen, fluoreszenzbasierten In-vivo-Imaging-Techniken verwenden. Bestimmten Kompartimenten der Zellen, wie Zellmembranen, kann entweder durch Behandlungen mit Fluoreszenzfarbstoffen markiert, wie dies bereits durch einen Mangel an Spezifität und der Gewebepenetration 1 behindert oder durch die spezifische Einführung in den Embryo von exogenen mRNAs fluoreszierenden Proteinen 2 kodiert. Verschiedene Techniken können für die effiziente Bereitstellung von exogenen Verbindungen, wie mRNAs verwendet werden. Diese umfassen, sind aber nicht beschränkt auf, Mikroinjektion, Elektroporation, Beschuss mit Mikropartikeln, Lipofektion und Transduktion 3,4 beschränkt. Obwohl alle diese Ansätze können verwendet werden, um exogene Verbindungen in ein einzuführensich entwickelnden Embryo, erlaubt nur die Mikroinjektion der Anwendung vordefiniert und genauen Mengen in jede Zelle 3. Mikroinjektionstechniken für alle wichtigen Entwicklungsmodell Systeme beschrieben 4 (zB Fruchtfliegen, Fadenwürmer, Zebrafisch, Frösche, Mäuse) sowie für einige alternative Modelle 4, auch für Vergleichsstudien auf das Verständnis der Evolution der Entwicklungsmechanismen abzielen verwendet (zB, Seeanemonen, Ringelwürmer, Seeigel, ascidian Manteltiere, die Schädellose Amphioxus).

Cephalochordata, die zusammen mit Manteltieren und Wirbeltieren Herstellung der Chordaten Stamm, sind besonders gut geeignet, Modelle, die Entwicklung der Chordaten und die Diversifizierung der Wirbeltiere von einem wirbellosen Vorfahren 5-8 studieren. Die Schädellose Linie abwich sehr früh während der Chordaten Evolution; und vorhandenen Cephalochordata, die in drei Gattungen unterteilt sind (Branchiostoma, Asymmetron und Epigonichthys), ähneln Wirbeltieren sowohl in Bezug auf die gesamte Anatomie und Genom-Architektur 8.5. Von den etwa 30 Arten von Cephalochordata, die bisher beschrieben wurden, fünf sind für embryologische und Entwicklungsstudien 6,9 verfügbar: Asymmetron lucayanum (der Bahama Lanzettfisch) Branchiostoma floridae (der Florida Amphioxus) Branchiostoma lanceolatum (Europäische Amphioxus) Branchiostoma belcheri (die chinesische Amphioxus) und Branchiostoma japonicum (der japanische Amphioxus). Reife Erwachsene von drei dieser Arten (B. lanceolatum, B. belcheri und B. japonicum) induziert werden kann, um bei Bedarf während der Brutzeit 10,11 laichen. Darüber hinaus zumindest für B. lanceolatum, effiziente Laich kann auch in künstlichem Meerwasser 12 induziert werden, wodurch diese besondere Schädellose Arten zugänglich für laboratorer Jahren, die keinen Zugang zu natürlichen Meerwasser. Die Kombination, in B. lanceolatum, eine bequeme und sichere Zugang zu Embryonen mit einem effizienten Liefermethode, wie Mikroinjektion, bisher das einzige Fördertechnik, bei Amphioxus entwickelt (sowohl in B. floridae und B. belcheri) 13-15, wird die Entwicklung einer zu ermöglichen neue Suite von manipulativen Techniken, einschließlich Linie tracing- und dynamische Zellverhaltensbasierte Ansätze.

Ein Protokoll für die effiziente Mikroinjektion von mRNAs, um fluoreszierende Proteine, die in dem B. auszudrücken lanceolatum Embryo wurde daher entwickelt. Darüber hinaus, um einen grundlegenden Toolkit für Live-Imaging von B. liefern lanceolatum Embryonen wurden Vektorsysteme entwickelt, die membranassoziierten und nukleare Expression von fluoreszierenden Proteinen ermöglichen. Für Membran Targeting wurde enhanced green fluorescent protein (eGFP) in die menschliche HRAS CAAX-Box und Kernlokalisation von mCherry und eGFP fusioniert wardurch Fusion an der Zebrafisch Histon 2B (H2B) Exon (Abbildung 1, Ergänzungs Datei 1) erhalten. Weiterhin mit dem Ziel, um die Proteintranslation zu optimieren, die Kozak-Sequenzen und Codons der Konstrukte wurden modifiziert und auf den Einsatz in B. angepaßt lanceolatum. Zusammengenommen können die hier vorgestellten Einspritzverfahren und Expressionsvektoren, als Grundlage für die Erzeugung von neuen experimentellen Ansätzen für Kephalochordaten dienen, insbesondere Analysen unter Verwendung der in vivo-Abbildungstechniken letzte Fluoreszenzbasis.

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Protokoll

1. Vorbereitung der Instrumente und Reagenzien

  1. Übertragen Pasteurpipetten
    1. Erzeugt eine Reihe von Transferpasteurpipetten mit unterschiedlichen Spitzendurchmesser, indem 230 mm langen Pasteurpipetten über einer Flamme mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten. Sicherzustellen, dass die Verjüngung so lange wie möglich für glatte und feine Steuerung der Aspiration.
    2. Mit einem Diamantschreiber, kratzen die Pipette entlang einer Linie senkrecht zu der Länge der Pipette. Mit beiden Händen, ziehen Sie die Pipette parallel zu seiner Länge, um einen stumpfen Schnitt erzeugen. Schnell flammLack die Pipette ohne Abdichtung der Spitze.
    3. Variieren die Durchmesser der Spitze mit dem Stadium der Eizellen / Embryonen zu pipettierende: 300-400 & mgr; m für die unbefruchteten Eizellen (etwa 150 & mgr; m im Durchmesser), 600 um für die befruchteten Eier (etwa 500 & mgr; m im Durchmesser), 200 bis 400 & mgr; m für schraffierten Neurulae. Pipetten mit einem Mund-überwacht Absaugschlauch Eizellen / Embryonen von einem Gericht überzum anderen.
  2. Injektionsnadeln
    1. Bearbeiten Sie die Kapillaren mit Handschuhen an RNase-freien Bedingungen zu gewährleisten. Verwenden Borosilikatglas mit Filament Kapillaren mit Abmessungen von 1,20 mm OD, ID 0,94 mm, Länge 10 mm.
    2. Wenn Kapillaren von der Art der Heizung Faden Nadelzieher in der Materialliste beschrieben herausgezogen wird, verwenden Sie die folgenden Einstellungen: Wärme 600, ziehen 50, Velocity 80, Zeit 60, 200 oder 300 Druck andernfalls sicher, dass die Form, das ist Entscheidend für die erfolgreiche Injektionen, wie in Figur 2 mit den folgenden Eigenschaften gezeigt: 4-8 & mgr; m Außenkopfdurchmesser von 2 cm Verjüngungslänge.
      HINWEIS: Nadeln kann vor der Laichzeit gezogen und während der Saison verwendet werden.
  3. 5% Phenol Red-Stammlösung (4x)
    1. Bereiten Sie frisch vor jedem Laichzeit.
    2. In ein 0,22 um-Filterrohr, wiegen 25 mg Phenol Red Pulver.
    3. 0,5 ml der DNase- und RNase-freies Wasser aufdas Rohr mit dem Pulver.
    4. Spin für 3-5 min bei 18.000 × g bei Raumtemperatur an filter Sterilisieren der Lösung und die Kristalle, die die Injektionsnadel verstopfen können.
    5. Lagerung bei 4 ° C oder lagern Sie 250 ul Aliquots bei -20 ° C.
  4. 0,25 mg / ml poly-Lysin-Lösung
    1. Bereiten Sie frisch vor jedem Laichzeit.
    2. Man löst 5 mg Poly-L-Lysin in 20 ml destilliertem Wasser. Speicher 5 ml Aliquots bei -20 ° C.
    3. Verwenden eine aufgetaute Aliquots sofort und nur einmal, um reproduzierbare und stabile Haftung der Oozyten zu dem Poly-Lysin-beschichtete Schale gewährleisten.
  5. mRNA-Synthese
    1. Bereiten Sie frisch vor jedem Laichzeit.
    2. Linearisieren 5 ug DNA von Interesse mit dem angemessenen Enzym (üblicherweise 2 Stunden, bei 37 ° C). Um die Vollständigkeit der Verdauung zu ermitteln, führen 2% des Volumens der Verdauung Mischung auf einem 1% Agarose-TBE-Gel in TBE-Puffer bei 150 W für 20 min.
    3. Entpacken Sie die lineatigte DNA mit 25: 24: 1 Phenol (pH 8,0): Chloroform: Isoamylalkohol. Vortex für 20 Sekunden, Zentrifuge 10 min bei 18.000 xg und sammeln die wässrige (obere) Phase.
    4. Die wässrige Phase wird nochmals mit 24: 1 Chloroform: Isoamylalkohol. Vortex für 20 sec, Zentrifuge 10 min bei 18.000 xg wird die wäßrige Phase.
    5. Auszufällen die linearisierte DNA mit 100: 10: 300 linearisierte DNA: 3 M Natriumacetat (pH 5,2): 100% Ethanol über Nacht bei -20 ° C.
    6. Zentrifuge 20 min bei 18.000 × g bei 4 ° C. Spülen in 70% Ethanol.
    7. Zentrifuge 10 min bei 18.000 × g bei 4 ° C. Trocknen lassen und resuspendieren in RNase-freiem Wasser mit einer Endkonzentration von 0,5 ug / ul.
    8. Transkribieren 1 ug linearisierte DNA unter Verwendung eines mRNA-Synthese-Kits mit der geeigneten Polymerase gemäß den Anweisungen des Herstellers.
    9. Entpacken Sie die mRNA mit 5: 1 Phenol (pH 4,7): Chloroform und Ammoniumacetat im Kit enthalten Stop-Lösung.
    10. Vortex für 20 Sekunden, CEntrifuge 10 min bei 18.000 xg und sammeln Sie die wässrige Phase.
    11. Die wässrige Phase wird nochmals mit 24: 1 Chloroform: Isoamylalkohol. Vortex für 20 sec, Zentrifuge 10 min bei 18.000 xg wird die wäßrige Phase.
    12. Fällt die mRNA mit 100% Isopropanol über Nacht bei -20 ° C.
    13. Zentrifuge 20 min bei 18.000 × g bei 4 ° C. Spülen in 80% Ethanol.
    14. Zentrifuge 10 min bei 18.000 × g bei 4 ° C. Lassen Sie das Pellet trocken bei Raumtemperatur nicht länger als 5-10 Minuten, da es dann schwierig, wieder zu suspendieren können. Resuspendieren in DNase- und RNase-freiem Wasser auf eine Endkonzentration von mindestens 2 & mgr; g / & mgr; l, um ein ordentliches endgültigen mRNA-Konzentration in der Injektionsmischung sicherzustellen.
    15. Um die Qualität und Größe des Transkriptionsprodukts zu überprüfen, führen 0,5 ul der mRNA auf einer RNase-freie 1% Agarose-TBE-Gel in TBE-Puffer bei 150 W für 20 min. Shop 2 ul Aliquots bei -80 ° C.
  6. Poly-Lysin-beschichteten Schalen
    HINWEIS: Poly-Lysin CoAted Gerichte werden verwendet, um die Eizellen während der Injektion zu immobilisieren.
    1. Für jede 35 mm Zellkulturpetrischale (insgesamt 5), bedecken den Boden der Petrischale mit 1 ml der aufgetauten 0,25 mg / ml poly-Lysin-Lösung. Inkubiere bei Raumtemperatur für 5 min.
    2. Für jede 35 mm Zellkulturpetrischale (insgesamt 5), übertragen Sie die 0,25 mg / ml Poly-Lysin-Lösung in einen anderen 35-mm-Zellkultur-Petrischale. Inkubiere bei Raumtemperatur für 5 min.
    3. Entsorgen Sie die 0,25 mg / ml Poly-Lysin-Lösung.
    4. Lassen Sie die Petrischalen trocken, kopfüber bei Raumtemperatur für 2 Std.
    5. Bewahren Sie die Poly-Lysin-beschichtete Gerichte in Plastikfolie eingewickelt bei 4 ° C, um eine Verunreinigung für maximal eine Woche zu vermeiden.
  7. Agarose-beschichteten Schalen
    Hinweis: Sie werden an Kultur injizierten Embryonen verwendet. Die Agarose ein Kissen für die injizierten Embryonen und verhindert, dass sie das Festhalten an dem Boden der Schale.
    1. Stellen künstlichem Meerwasser (ASW) mit 37 bis 38 g / l commercial Salze + 0,25 mM NaHCO3 in Umkehrosmosewasser.
    2. Löse Agarose zu einer Konzentration von 1% in 0,22 & mgr; m-filtriert ASW durch Erwärmen der Lösung in einer Mikrowelle.
    3. Rasch gießen warmen Agarose-Lösung aus einer 35 mm Petrischale in eine andere, um eine sehr dünne Agarose Beschichtung der Schale zu sichern.
    4. Bewahren Sie die Agarose-beschichteten Schalen in Saran Wrap verpackt bei 4 ° C, um eine Verunreinigung für maximal eine Woche zu vermeiden.
  8. Einspritzmischung und Beladung der Injektionsnadeln
    1. Über 2 Stunden vor Beginn der Injektionen, einen 2 ul Injektion Mischung in RNase- und DNase-freiem Wasser mit einer Endkonzentration von 1 bis 1,8 ug / ul von mRNA, 15% Glycerin, 1,25% Phenolrot.
      HINWEIS: Die Phenolrot färbt die Lösung, die die Injektionseffizienz und die Identifizierung erfolgreich injizierten Embryonen ermöglicht. Glycerol begünstigt mRNA Diffusion innerhalb der Eizelle.
    2. Zentrifuge 4 min bei 18.000 xg zuPellet-Kristallen. Halten Sie auf dem Eis bis zum Gebrauch.
    3. Mit einer 10 ul-Pipette gesammelt 0,5 ul der Injektionsmischung, die Vermeidung der Boden des Röhrchens, wo die Kristalle wurden pelletiert.
    4. Verfüllen mindestens zwei Einspritznadeln (im Falle einer bricht während der Injektion) durch Pipettieren der 0,5 ul Tropfen der Einspritzmischung in der großen Öffnung der Nadel.
    5. Installieren Sie die Nadeln in einem Vorratsglas mit Flüssigkeit am Boden bei 4 ° C, um Verdunstung der Injektionsmischung zu verhindern. Lassen die Injektionsmischung langsam zu der Spitze der Injektionsnadel Dauer von mindestens 1 Stunde, um die Erzeugung von Blasen zu minimieren.
    6. Speicher zusätzliche Einspritzung Mischung bei -80 ° C für maximal drei weitere Verwendungen, wonach der mRNA Qualität verschlechtert sich (Daten nicht gezeigt).

2. Sammlung von biologischem Material, Mikroinjektion und Embryo Kultur

  1. Eizelle und Samensammlung
    HINWEIS: Siehe Theodosiouet al. 12 für ein detailliertes Protokoll zur Induktion von Laich- und zur Keimzelle Sammlung.
    1. Shock Männer und Frauen in ASW bei 23 ° C für 24 Stunden.
    2. Ein bis zwei Stunden vor Sonnenuntergang, übertragen Sie die Erwachsenen in einzelne Tassen in ASW bei 19 ° C, weil die meisten Erwachsenen werden 1-2 Stunden nach Sonnenuntergang zu laichen.
    3. Spülen Sie 35 mm Petrischalen in gefiltert ASW und trocknen lassen upside-down, um die Eizellen von Festhalten an der Boden der Schale zu verhindern.
    4. Nach dem Laichen sofort sammeln Spermien und Eizellen mit einem 1000 ul Pipette.
      1. Halten Spermien und Eizellen getrennt von Erwachsenen Amphioxus, da der Kontakt ist schädlich für die Gesundheit Gameten (Daten nicht gezeigt).
      2. Darüber hinaus vermeiden erschreckte die Erwachsenen, die zu Bewegungen, die zerstreuen führt und damit zu verdünnen, sowohl Spermien und Eizellen. Um die Spermien aktiv so lange wie möglich zu halten und zu optimieren Befruchtungsrate, sammeln das Sperma so konzentriert wie möglich ist.
    5. HaltenSperma auf Eis in einem 1,5-ml-Tube.
    6. Übertragen Oozyten in gefiltert ASW in die vorgespült 35 mm Petrischalen.
    7. Über 100-500 Oozyten mit einer zuvor gezogen 300-400 um Transfer Pasteur-Pipette in ein anderes 35 mm Petrischale, die Injektionen durchzuführen.
    8. Befruchten der Rest der Kupplung als Kontrolle für Spermien und Eizelle Qualität oder für andere Experimente.
  2. Oocyteninjektion
    1. Installieren der Injektionsnadel auf dem Mikromanipulator in einem Winkel von 50 ° relativ zu der horizontalen Ebene.
      HINWEIS: Winkel von weniger als 50 ° werden die Oozyten herum auf der Schale zu drücken, während die Winkel von mehr als 50 ° wird eine angemessene Kontrolle der Nadelposition relativ zu der Eizelle nicht zulassen.
    2. Unter einem Fluoreszenz-Binokular mit 25X Okulare, übertragen 30 Oozyten mit der 300 bis 400 & mgr; m Übertragungspasteurpipette auf einer Poly-Lysin-beschichtete Schale mit ASW gefiltert.
    3. Zahlen Sie die Eizellen entlang einer Linie durchout-Injektionen in einer geordneten Art und Weise und von nicht-injizierten Oozyten injiziert unterscheiden. Injizieren kleine Zahlen (30 Oozyten), um die Belichtungszeit der Oozyten zu Poly-Lysin, die sich entwickelnden Embryonen zu deformieren neigt minimieren (Daten nicht gezeigt).
    4. Verwenden Sie die Dunkelfeldbeleuchtung, um die Eizellen machen, wie durchlässig wie möglich.
    5. Mit der Grobbewegungsknopf des Mikromanipulators, bringen die Injektionsnadel in der Nähe einer Eizelle.
    6. Mit einer feinen Pinzette, aufgeschnitten die Nadel auf der Ebene, wo die Spitze beginnt, gekrümmt sein. Durch Pulsen mit dem Injektor, überprüfen Sie, ob Rot Injektion Mischung ist eigentlich aus der Nadel fließen.
    7. Bei 200-facher Vergrößerung und mit der Feinbewegungsknopf des Mikromanipulator, sanft bewegen die Injektionsnadel in den Kern der Eizelle.
      HINWEIS: Wenn zu oberflächlich eingesetzt, wird der injizierten Lösung nicht im Inneren der Eizelle bleiben. Wenn sie zu weit eingeführt wird, wird die Eizelle zerstört werden.
    8. Spritzen Sie mit 1-3 Impulsen von 120 msec duratIon und 1-10 psi Druck. Wenn die Nadel fein genug ist, zu injizieren mit kontinuierlichen Fluss bei konstantem Druck. Sicherstellen, dass das Injektionsvolumen entspricht 1/5 bis 1/3 des Volumens einer einzelnen Eizelle.
    9. Nach der Injektion, ziehen Sie die Nadel heraus schnell, um ein Auslaufen der Eizelle zu vermeiden.
    10. Stellen Sie sicher, dass die eingespritzte Lösung innerhalb der Eizelle bleibt und nach ein paar Sekunden, breitet sich das eingespritzte Lösung in der gesamten Eizelle.
    11. Fahren Sie mit dem nächsten Eizelle in der Schlange.
    12. Halten Sie ein paar nicht injizierten Embryos auf jede Serie als Negativkontrolle, um die Hintergrundfluoreszenz schätzen bei der Suche nach injiziert Embryonen.
  3. Düngung, Auswahl der injizierten Embryonen und Embryokultur
    1. Befruchten die Oozyten, sobald eine Reihe eingespritzt wurde. Wie Oozytenqualität nimmt mit der Zeit zu injizieren und befruchten Eizellen innerhalb 1 Stunde nach dem Laichen 12.
    2. In Abhängigkeit von der Spermienkonzentration, fügen Sie 1-5 Tropfen Sperma zu den Eizellen undschwenken Sie die Schüssel.
      HINWEIS: Die Befruchtung Umschlag ist auf den zu Embryonen werden nach ca. 1 min.
    3. Ermöglichen die Embryos aus dem Poly-Lysin-beschichtete Schale zu trennen, während der Injektion eine weitere Reihe von Oozyten.
    4. Übertragen Sie die Embryonen mit dem 600 um Übertragungs Pasteur-Pipette in ein Agarose-beschichteten Petrischale. Entfernen Sie die Embryos aus dem Poly-Lysin-beschichtete Schale so bald wie möglich, wenn überhaupt, vor dem 2-Zellstadium möglich.
      HINWEIS: Bei längerer Einwirkung von Poly-Lysin, neigen die Embryonen zu dicht gepackten blastulae, an der Seite berühren den Boden der Schale abgeflacht werden.
    5. An der 2-Zelle, um 4-Zell-Stadium, wählen mit einem fluoreszierenden Binokular mit DSR Filter die erfolgreich-injizierten Embryonen, dh solche mit einer normalen Morphologie, die ein Phenol Red abgeleiteten roten Fluoreszenzsignal aufweisen.
    6. Halten Sie die Embryonen in Kultur gefiltert ASW in Agarose-beschichteten Petrischalen bei 19 ° C, bis die gewünschte Stufe fürin vivo Bildgebung.

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Ergebnisse

Die zuvor dargelegten Protokoll stellt die Grundlage für die Mikroinjektion von B. lanceolatum Oocyten und damit die Einführung in die Entwicklung von B. lanceolatum Embryonen von mRNA kodiert fluoreszierenden Proteinen für die in vivo Bildgebung. Obwohl die Technik ist sicherlich robust und zuverlässig ist, die Rate der erfolgreichen Injektionen mit diesem Protokoll bleibt variabel (Tabelle 1). Die sehr wahrscheinliche Erklärung für diese interessante Tatsache ist die extreme...

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Diskussion

In diesem Artikel zeigen wir, zum ersten Mal, eine detaillierte und reproduzierbare Protokoll für die Injektion von B. lanceolatum Oozyten, die nach B. floridae 13,14 und B. belcheri 15, ist somit die dritte amphioxus Spezies, für die eine solche Technik ist beschrieben worden. Wichtig ist, dass das hier beschriebene Protokoll enthält auch die Beschreibung des Vektor-Systeme zur Herstellung von fluoreszierenden Proteinen in B. geeignet lanceolatum von in...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken, die Unterstützung durch die "Animalerie Centrale de Gif-sur-Yvette" für die Tierhaltung zu bestätigen. Diese Arbeit wurde durch Mittel aus ANR (ANR-09-BLAN-0262-02 und ANR-11-JSV2-002-01) zu Michael Schubert, die von der Europäischen Union RP6 grant "Embryomics" und von der ANR grant "ANR- 10-BLAN-121.801 Dev-Process ", um Jean-François Nicolas und Nadine Peyriéras. João Emanuel Carvalho wird von einem FCT Stipendium finanziert (SFRH / BD / 86878/2012).

Anträge für die hier beschriebenen Vektoren können direkt an die Autoren angesprochen werden.

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Materialien

Equipment
Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Verbrauchsmaterialien
35 mm PetrischalenFalcon353001Kulturbehandelte
Filtrationseinheit (Stericup 1 L)FisherW217190,22 μ m
Spin-X RöhrenCostar81600,22 μ m
Nadelvorratsdose für Kapillaren mit 1,2 mm DurchmesserWPIE212
Pasteurpipetten230 mm lang
AspirationsrohrDutscher75056
Kapillaren für InjektionsnadelnSutterBF 120-94-10Borosilikatglas mit Filament, AD 1,20 mm, ID 0,94 mm, Länge 10 mm
Reagenzien
Niedrigschmelzende AgaroseSigmaA9414
PhenolrotSigma114537
GlycerinSigmaG2025
Poly-L-LysinhydrobromidSigmaP9155
H2O, DNase/RNase-freiGibco10977-035
mMessage mMachine SP6 TranskriptionskitAmbionAM1340mRNA Synthesekit
Phenol pH 8SigmaP4557
24:1 Chloroform:IsoamylalkoholSigmaC0549
5:1 Phenol pH 4,7:ChloroformSigmaP1944
Riffkristallsalze (200 kg)Europrix Kommerzielle Salze
NaHCO3SigmaS6014<
Fluoreszierendes Präparierfernrohr mit 200-facher VergrößerungLeicaMZ16F25X Okulare, DSR- und GFP2-Filter
MikromanipulatorMarzhauzerM-33
InjektorPicospritzerModell II oder III
NadelabzieherSutterP97Heizfilament-Nadelabzieher
Feine PinzetteFine Science Tools GmbH11252-30Dumont #5
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Referenzen

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