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Methodenartikel

Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader

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DOI:

10.3791/52045

⸱

23. Dezember 2014

 , 
1Nanobioscience, State University of New York College of Nanoscale Science and Engineering (SUNY CNSE)

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll verwendet einen Ballon-Katheter, eine intraluminale Verletzungen auf der Rattenhalsschlagader verursachen und künftig zu entlocken neointimalen Hyperplasie. Dies ist ein gut etabliertes Modell zur Untersuchung der Mechanismen des vaskulären Remodelling in Reaktion auf eine Verletzung. Es wird auch häufig verwendet, um die Gültigkeit der potenzielle therapeutische Ansätze zu bestimmen.

Zusammenfassung

Die Halsschlagader Ballonverletzung Modell an Ratten hat sich seit mehr als zwei Jahrzehnten etabliert. Es bleibt ein wichtiges Verfahren, um die molekularen und zellulären Mechanismen in der glatten Gefäßmuskel Dedifferenzierung Neointimabildung und vaskuläre Remodelling beteiligt studieren. Männliche Sprague-Dawley-Ratten sind die am häufigsten verwendeten Tiere für dieses Modell. Weibliche Ratten sind nicht bevorzugt, da die weiblichen Hormone sind Schutzmaßnahmen gegen Gefässerkrankungen und damit die Einführung einer Variation in diesem Verfahren. Die linke Halsschlagader wird typischerweise mit der rechten Hals als Negativkontrolle dien verletzt. Linke Halsschlagschäden wird durch die aufgeblasenen Ballons, die das Endothel entblößt und dehnen s die Behälterwand. Nach Verletzung, können potentielle therapeutische Strategien, wie die Verwendung von pharmakologischen Verbindungen und entweder Gen oder shRNA Übertragungs ausgewertet werden. Typisch für Gen oder shRNA Übertragung wird der verletzte Teil der Gefäßlumen vor Ort für 30 Minuten mit v transduziertenIRAL Partikel entweder ein Protein oder shRNA Codierung für die Lieferung und Ausdruck in der verletzten Gefäßwand. Neointimale Verdickung darstellt proliferative vaskuläre glatte Muskelzellen Peaks üblicherweise bei 2 Wochen nach der Verletzung. Gefäße werden meist zu diesem Zeitpunkt für die zelluläre und molekulare Analyse von Zellsignalwegen sowie Gen- und Proteinexpression geerntet. Schiffen können auch zu früheren Zeitpunkten entnommen, um den Beginn der Expression und / oder Aktivierung eines spezifischen Proteins oder Pathway bestimmen, abhängig von den Versuchszielen bestimmt. Gefäße können mit histologischen Färbung, Immunhistochemie, Protein / mRNA-Assays und Aktivitätstests charakterisiert und bewertet werden. Das intakte rechte Arteria carotis vom gleichen Tier eine ideale interne Kontrolle. Verletzungsbedingte Veränderungen in der molekularen und zellulären Parameter durch Vergleichen der verletzten Arterie in den internen rechten Kontrollarterie ausgewertet werden. Ebenso können therapeutische Modalitäten, indem die verletzen bewertet werdend und behandelten Arterie zum Steuer verletzt nur Arterie.

Einleitung

Ballonkatheter sind Medizinprodukte in dem Verfahren der Angioplastie verwendet wird, zum Zwecke der Verbreiterung behindert Ort (e) von Atheromen oder eines Thrombus in einem Blutgefß. Die verengten Gefäßlumen ist gezwungen durch den aufgeblasenen Ballon zu öffnen und die Blutversorgung wiederhergestellt würde, sequentiell an nachgeschaltete Ischämie Symptome, wie Angina pectoris, Myokardinfarkt und Beinschmerzen zu lindern. Dennoch hat sich der große Erfolg der Angioplastie von postoperativen Komplikationen, wie Ergebnisse von Kraft, die Gefäß Barotrauma (Ballon-Verletzung), nämlich Gefäßwandumbau und in vielen Fällen wieder Verengung der Gefäßlumen (Restenose) 1 verringert worden.

Eine Reihe von Tiermodellen entwickelt, imitiert die Angioplastie zu helfen Forscher verstehen Mechanismen der Ballon-Verletzungen im Zusammenhang mit Gefäßwandumbau 2 zugrunde. Unter den für die Modellierung verwendete Tierspezies Ratte ist die gebräuchlichste. CKaninchen, Hunden und Schweinen ompared, die Vorteile von Ratten sind ihre geringen Kosten, ihre relative Einfachheit der Verwendung und die aktuelle Kenntnis der Ratte Physiologie. Obwohl Mäuse haben einen zusätzlichen Vorteil in einem breiten Bereich von genmanipulierten Stämme ist die Mäuse Gefäß zu klein, um einen Ballon-Katheter einzuführen. In den vergangenen drei Jahrzehnten haben die experimentellen Ratten konnten die Forscher zu einem besseren Verständnis der molekularen und zellulären Mechanismen zugrunde Neointimabildung und vaskuläre Remodeling 3-6 gewinnen. Jenseits der Ballonverletzung werden Gefäßumbau auch in den meisten wichtigen Gefäßerkrankungen wie Atherosklerose 7,8, Hypertension 9 und Aneurysma 10 beteiligt. Somit wird durch die Ballonverletzung Modell gewonnenen Erkenntnisse ist in der Regel positiv auf die allgemeine Gefäßwand Krankheit Studien.

Das übergeordnete Ziel der Ratte Ballonverletzung Modell ist nicht nur, um Gefäßerkrankungen weiter zu verstehen, sondern auch, um die Wirksamkeit von neuen Wirkstoffen zur testenKrankheitsbekämpfung 11,12. Aktuelle klinische medikamentöse Behandlung eine Restenose von medikamentenbeschichteten Stents über das Gefäßlumen direkt nach Angioplastie platziert angewendet. In Tiermodellen eine effiziente noch wirtschaftlicher Weg für neue Agent Test ist eine gut ausgebaute lokale intraluminale Perfusion Methode. Kandidatenmittel, die durch diese Methode getestet wurden, gehören, niedermolekulare Medikamente 13,14, Zytokin oder Wachstumsfaktoren 15,16, Gen manipuliert Mitteln (cDNA-Klone, siRNA etc.) 17-20 und neue pharmazeutische Formulierungen 21,22.

Bisher ist die Ratte Ballon-Verletzungsmodell eines der nützliche Modelle zur Untersuchung Gefäßerkrankungen / Erkrankungen. Es ist die grundlegende Schritt vom Labor zum Krankenbett, in der Regel als der erste Schritt, sich von in vitro, in vivo, aber es sollte nicht die letzte sein. Das Ergebnis der Rattenexperimente muss beraten werden, und ferner dadurch gekennzeichnet, vor der Übersetzung in die menschlicheklinische Anwendung, aufgrund der Differenz in Gefßbetten und Gefäßanatomie sowie die intrinsischen Spezies Unterschiede zwischen Mensch und Ratte 23-26. Dennoch ist es nach wie vor ein wichtiges Instrument in der translationalen medizinischen Forschung. Während diese Forschung verwendet werden, um durch das Fehlen von genetisch veränderten Ratten beschränkt ist, hat es nicht länger ein Problem gewesen, da neue genomische Ansätze wie Zinkfinger-Nucleasen 27. TALENS 28 und CRISPR-Cas 29 haben knockout Ratten leicht zugänglich.

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Protokoll

HINWEIS: Die Verwendung von Tieren für die folgenden Versuche wurde überprüft und von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) zugelassen.

1. Präoperative Prozeduren

  1. Sterilisieren chirurgischer Instrumente vor Gebrauch.
    1. Autoklavieren alle chirurgischen Instrumente 24 Stunden oder weniger vor der Operation. Wenn mehrere Operationen werden am selben Tag durchgeführt, sterilisieren die Instrumente von einem trockenen Perle Sterilisator zwischen Operationen.
  2. Filter-sterilisiert die Salzlösung vor dem Gebrauch.
  3. Man wiegt die Ratte und die Berechnung der Dosis von Anästhetika (Ketamin 80 mg / kg und Xylazin 7 mg / kg).
  4. Verwalten Sie die Anästhetika intraperitoneal (ip).
    1. Stellen Sie sicher, die Angemessenheit der Sedierung durch toe Prise in 5-10 min. Verwaltung eines zusätzlichen kleinen Drogendosis (Ketamin 7 mg / kg und Xylazin 0,6 mg / kg), wenn Sedierung ist nicht vollständig.
    2. Achten Sie darauf, die Nadel tief genug, um Liefer Drogen inner proitoneally wegen Nichteinhaltung der gesamten Wirkstofflösung in die Bauchhöhle zu liefern verursacht unzureichende Sedierung.
      HINWEIS: Geschwüre und Haarausfall in der Haut an der Injektionsstelle sichtbar einige Tage nach der Operation, durch versehentliches subkutane (sc) Medikamentenlösung Injektion sein.
  5. Spritzen Sie 3 ml steriler Kochsalzlösung subkutan (sc). Mit einem sterilen Wattestäbchen, eine kleine Menge von Augensalbe für beide Augen, um die Hornhaut vor dem Austrocknen zu verhindern.
  6. Bereiten Sie die Heizungsanlagen. Pre-warmen Heizkissen durch Mikrowelle oder Wasserbad.
  7. Legen Sie das Tier supinely auf dem OP-Plattform.
    1. Entfernen Sie die Haare in der ventralen Halsbereich. Übernehmen Sie die Haarentfernung mit einem Wattestäbchen, warten Sie 30 Sekunden und wischen Sie komplett mit Gaze.
    2. Wischen Sie die Hals mit PVP-Jod-Peeling und 70% Ethanol.
  8. Setzen Sie auf persönliche Schutzausrüstung, einschließlich Kleid, Haarabdeckung, Mundschutz und Brille. Setzen Sie auf sterile OP-Handschuhen am Ende, bevor Sie die sterilen chirurgischen Instrumenten und Verbrauchsmaterialien.
  9. Hängen Sie die Ratte mit einem sterilen OP-Blatt nur mit dem Halsbereich ausgesetzt.

2. Chirurgische Verfahren

  1. Während des chirurgischen Eingriffs, überprüfen Sedierungstiefe tierischer toe Prise in alle 15 min. Wenn Tier reagiert auf Zehe Prise, fügen Sie zusätzliche kleine Dosis (10% der Initialdosis) von Ketamin und Xylazin.
  2. Sezieren linke A. carotis communis (CCA)
    1. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen geraden Längsschnitt in der Mitte des Halses zu machen. Die ungefähre Länge Hautinzision 1,5-2 cm, für den Zweck der Isolierung einer 1,5-2 cm Abschnitt Arterie. Die Länge kann variieren abhängig von der Studienzwecken.
    2. Stumpf sezieren das Bindegewebe der Haut. Halten Sie die Pinzettenspitzen und stellen Sie sicher, nicht in die Haut oder das darunter liegende Gewebe durchstechen.
    3. Sezieren Muskelschichten längs along die linke Seite der Luftröhre.
    4. Beim Öffnen der Muskelschicht, visualisieren Sie die linke CCA mit dem Vagusnerv eng verbunden ist. Stumpf sezieren neben die linke Halsschlagader mit äußerster Vorsicht, um den Vagusnerv bei minimaler Dehnung zu trennen.
    5. Sezieren CCA distal bis zur Gabelung. Sorgfältig sezieren die Gabelung und zwei Zweige - A. carotis interna (ICA) und A. carotis externa (ECA).
    6. Halten Sezieren um die CCA, bis etwa ein Teil von 1,5-2 cm von der Arterie von dem umgebenden Gewebe isoliert.
  3. Ballonverletzung
    1. Dauerhaft machen eine Ligatur an der ECA bei ca. 5 mm von Bifurkation. Dauerhaft ligieren die Hinterhauptzweig der ECA, der in der Nähe der Gabelung der ECA und ICA ist. Auch dauerhaft ligieren anderen Branchen, wenn überhaupt, Ortung zwischen der Gabelung und ECA Ligatur - zum Beispiel die überlegene Schilddrüsen Branche. Nahtmaterial, das für alle Ligaturen verwendet 4-0 schwarzSeide. Clip auf dem proximalen Ende des CCA und dem distalen Ende des ICA.
      HINWEIS: Nun, den Blutfluss gestoppt wurde entweder permanent durch Ligation (auf ECA) oder vorübergehend durch Clipping (auf CCA und ICA). Luminalen Inhalte in dem Abzweigbereich wurden aus dem systemischen Kreislauf isoliert.
    2. Vereinbaren Sie einen Arteriotomie Schnitt auf ECA durch Kleinmikro Schere. Sicherzustellen, dass der Einschnitt in der Nähe des distalen Nahtknotens. Reinigen Sie das Blut mit Kochsalzlösung und Wattestäbchen.
    3. Legen Sie die aufgeblasenen 2F-Ballonkatheter in die ECA Lumen. Schieben Sie den Ballonkatheter proximal zu den CCA Lumen. Halten Vorschieben des Katheters proximal, bis seine Spitze erreicht, wo der Clip bleibt.
    4. Verbinden des Balloninflationsvorrichtung mit einem weiblichen Luer-Lock an einem 3-Wegehahn und eine Verbindung des männlichen Luer-Lock des 3-Wege-Absperrhahn, um den Ballonkatheter.
    5. Langsam aufzublasen Ballon mit etwa 1,5 atm Druck, um die Halsschlagader bis 1,5-fachen des Durchmessers ausdehnt.
    6. Ziehen Sie den Ballon rotations zurück zur Gabelung.
    7. Die Luft aus dem Ballon und voran es zurück zu dem proximalen Ende. Pumpen Sie es noch einmal und wiederholen Sie die Ziehen-back-Verfahren zwei weitere Male.
    8. Ziehen Sie den Ballonkatheter von den Arterie Lumen.
  4. Intraluminale Gabe von Reagenzien (zB siRNA, Drogen)
    Anmerkung: Hier wird das Reagenz war eine Lösung lentivirale Partikel kodieren, die entweder shRNA Targeting Stromal Interaktion Molecule 1 (STIM1) oder Nicht-Ziel shRNA Steuerung enthält. STIM1 ist eine einzelne Transmembran Endoplasmatischen Retikulum (ER) Protein, das ein ER Ca2 + Sensor Steuerung der Aktivierung der Plasmamembran Ca2 + Kanäle und ist in der glatten Gefäßmuskulatur Entdifferenzierung hochreguliert in eine proliferative Migrations Phänotyp 12,30-33.
    1. Befestigen eines intravaskulären over-the-Nadel-Katheter mit einer Spritze (24 G, 1,6 cm). Saugen Sie 30 ul Lösung der Test REAGents. Stecken Sie den Katheter in der gleichen Schnitt auf ECA.
    2. Voraus die Katheterspitze in die CCA und binden ein Stück Faden mit einem einzelnen Knoten den Rechnungshof auf, den Katheter zu beheben und schließen Sie das Schnitt vorübergehend.
    3. Spritzen Sie das Testreagenz Lösung in das Lumen des CCA. Die Lösung wird in das Gefäßlumen für 30 min. Halten Sie das freiliegende Gewebe feucht mit Kochsalzlösung und bedecken Sie es mit einem Stück feuchten Gaze.
    4. Nach der Inkubation saugen Sie den verbleibenden Lösung. Lösen Sie, dass einzelne Knoten und den Katheter zurückziehen.
    5. Binden Sie die ECA mit einem Stück Faden proximal des Arteriotomie Einschnitt. Stellen Sie den Knoten so nah wie möglich an der Gabelung.
  5. Schließen Sie die Wunde.
    1. Da der Ballon-Verletzung und Katheter Einführung kann ein Leck oder Punktion des Blutgefäßes führen, entfernen Sie den Clip auf der ICA und prüfen Sie, ob es eine undichte Stelle. Wenn die Blutung beobachtet wird, mit einem Stück Gaze und sanften Druck die Blutung zu stoppen.
    2. Entfernender andere Clip auf CCA.
    3. Stellen Sie sicher, es gibt keine Anzeichen von Blutungen, und entfernen Sie alle Klammern und andere chirurgische Instrumente. Das überstehende Fäden.
    4. Schließen Wunde mit Hautnähte (4-0 schwarzer Seide). Tupfer auf allen Seiten der geschlossenen Wunde mit dem Povidon-Jod oder andere antiseptische / Bakterizid / viruzide Mittel. Injizieren 3 ml steriler Kochsalzlösung sc

3. Postoperative Verfahren

  1. Halten Ratte auf Heizkissen nach der Operation. Eine Dosis von 0,05 mg / kg Buprenorphin durch intramuskuläre Injektion (im) bei der Ratte. Während des Wiederherstellungsverfahren, zu halten Augen und Mund der Tiere feucht. Überwachen Sie das Tier, bis er wach und ambulante ist.
  2. Legen Sie das Tier in einen sauberen Käfig ohne Einstreu, bis sie vollständig zurückgewonnen wird. Nach der Wiederherstellung wird das Tier an den Tierraum zurückgeführt und einzeln gehalten werden.

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Ergebnisse

Zwei Wochen nach der Verletzung sind Karotisarterien geerntet, geschnitten und zur morphologischen Analyse unterworfen. Arterien sind im Querschnitt und mit H & E gefärbt (Figuren 1, 2B, C und 3). Rattenhalsschlagader Wand besteht aus vier Schichten von Elastica, das als rosa Linien erscheinen. Der Bereich zwischen der äußeren Laminatschicht, externe elastische Lamina (EEL) und der innersten Schicht ist die interne elastische Lamina (IEL) die Medien glatten Muskulatur (Abbildung 1)....

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Diskussion

Die Rattenhalsschlagballonverletzung wurde auch von Tulis 2007 34 beschrieben. Es wurde umfassend diskutiert alle Einzelheiten dieses Verfahrens von Dr. Tulis. Die Leser, die Interesse an der Durchführung dieses Verfahrens sind dringend empfohlen, Tulis "Protokoll lesen. Allerdings gibt es eine Sache, die wir nicht mit Dr. Tulis Vereinbarung: Statt Aufblasen des Ballons mit Kochsalzlösung oder jede Art von Flüssigkeit, schlug vor, es mit Luft aufzublasen. Nach unseren persönlichen Erfahrungen, Aufblasen mit Flüssigkeit kaum ...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Danksagungen

Wir danken Dr. Clowes für die erste Entwicklung und Beschreibung dieser Methode. Wir danken auch Dr. Tulis für sein detailliertes Protokoll, das für unsere bisherige, aktuelle und zukünftige Arbeit von grundlegender Bedeutung war. Diese Arbeit wurde durch Zuschüsse R01HL097111 und R01HL123364 von den NIH an M.T. und durch das American Heart Association Stipendium 14GRNT18880008 an M.T. unterstützt.

Wir möchten Rachel Newton für ihre fachkundige technische Unterstützung und für ihre wertvolle Hilfe während des Drehprozesses danken.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Fogarty Ballon-Embolektomie-Katheter, 2 französische Katheter Edwards Lifesciences, Deutschland  120602F
Deltaphase Operating Board - Enthält 2 Pads und 2 IsolatorenBraintree Scientific, Inc.39OP
LED-LichtquelleFisher Scientific12-563-501 
Hartmann Mosquito Pinzette 4" gebogenApiary Medical, Inc. San Diego, CAgS 22.1670
Crile Retractor 4" doppelseitigApiary Medical, Inc.gS 34.1934
Sonstige chirurgische InstrumenteRoboz Surgical Instrument Company, Inc., Gaithersburg, MD
Periphere intravenöse (I.V.) Kanüle, 24 gBD381312
Ketamin HCl, 100 mg/ml, 10 mlKetaset - Patterson Vet07-803-6637 
Xylazin (AnaSed), 20 mg/ml, 20 mlKetaset- Patterson Vet07-808-1947
Buprenex, 0,3 mg/1 ml (5 Ampullen/Box)Ketaset- Patterson Vet07-850-2280
Nair Baby Öl Haarentfernungslotion - 9 ozAmazon/Walmart/CVSN/A
AufblasgerätDemax MedicalDID30
D300 3-Wege-AbsperrhahnB.Braun Medical Inc.
Künstliche Tränen Salbe Rugby Laboratories, Duluth, GAN/A
4599543

Referenzen

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