Flow Cytometry Protokolle für Oberflächen- und intrazelluläre Antigen Analysen Neuronale Zelltypen

Summary

Wir bieten eine detaillierte Beschreibung eines Protokolls für die durchflusszytometrische Analyse von Oberflächenantigenen und/oder intrazellulären Antigenen in neuralen Zelltypen. Kritische Aspekte der Versuchsplanung, methodische Schritte und grundlegende Prinzipien der Durchflusszytometrie werden erläutert, um Neurobiologen in die Lage zu versetzen, diese leistungsstarke Technologie zu nutzen.

Abstract

Die Durchflusszytometrie wurde ausgiebig zur Definition von Zellpopulationen in der Immunologie, Hämatologie und Onkologie eingesetzt. Hier geben wir eine detaillierte Beschreibung von Protokollen für die durchflusszytometrische Analyse des Clusters von Differenzierungs-Oberflächenantigenen (CD) und intrazellulären Antigenen in neuralen Zelltypen. Unsere Schritt-für-Schritt-Beschreibung der methodischen Vorgehensweisen umfasst: die Ernte von neuralen in vitro-Kulturen, einen optionalen Schritt der Carboxyfluorescein-Succinimidylester (CFSE)-Markierung, gefolgt von der Oberflächenantigenfärbung mit konjugierten Zöliakie-Antikörpern (z.B. CD24, CD54) und dem anschließenden intrazellaren Antigennachweis über Primär-/Sekundärantikörper oder fluoreszenzmarkierte Fab-Fragmente (Zenon-Markierung). Das Video zeigt die wichtigsten Schritte. Darüber hinaus werden die Prinzipien der experimentellen Planung, die Einbeziehung kritischer Kontrollen und die Grundlagen der durchflusszytometrischen Analyse (Identifizierung der Zielpopulation und Ausschluss von Debris; Gating-Strategie; Kompensation spektraler Überlappung) kurz erläutert, um Neurobiologen mit begrenzten Vorkenntnissen oder spezifischer Ausbildung in der Durchflusszytometrie in die Lage zu versetzen, ihren Nutzen zu beurteilen und diese leistungsstarke Methodik besser zu nutzen.

Introduction

Durchflusszytometrie wurde ausgiebig in der Immunologie, Hämatologie und Onkologie ausgenutzt, um Zellpopulationen über Eigenstreueigenschaften, Zelloberflächen-Antigen-Expression und andere Fluoreszenzparameter ^1-3 definieren. Unsere Erkenntnisse über Blutslinie Entwicklung und Krankheit sind das Ergebnis in erheblichem Maße von der kontinuierlichen Verfeinerung dieser Methode nach ihrer erstmaligen Anwendung ^4,5. Bewusstsein für die quantitative und die allgemeine analytische Potenzial der Durchflusszytometrie wurde vor kurzem aufgefordert seine weitere Verbreitung in der Stammzellforschung und können ähnlich tiefgreifende Fortschritte in einem kürzeren Zeitrahmen ⁶ zu ermöglichen. Allerdings ist die Anwendung der Durchflusszytometrie gezielt zu analysieren und zu isolieren, neuronale Populationen solange anspruchs wahrgenommen. Im Gegensatz zu den blutbildenden Zellen, die natürlicherweise in Suspension vorhanden sind, werden neuronalen Zelltypen in der Regel durch zu komplexe Quellen, die Glia und verschiedene o umfassen können geerntetther umgebenden Zellen sowie ein dichtes Netz von Prozesstragenden Neuronen. Folglich hat noch Neurobiologie, um die Vielseitigkeit der Durchflusszytometrie auf seine vollständige Potential im täglichen Forschungsroutinen implementieren. Jedoch solange eine tragfähige Einzelzellsuspension erzeugt werden können (und Protokollen entwickelt worden und zu diesem Zweck optimiert ^7), Durchflusszytometrie und Fluoreszenz-aktivierte Zellsortierung (FACS) kann als wertvoller Bestandteil des analytischen Repertoire der Neurobiologie werden ^8-11.

. Abbildung 1. Prinzip der Durchflusszytometrie und Komponenten von einem Durchflusszytometer Durchflusszytometer umfassen drei Hauptsysteme: Fluidtechnik, Optik und Elektronik. Eine stromlinienförmige Strömung der Zellen in Suspension wird durch die Hülle flui erreicht (von primärem Gewebe oder in vitro-Kultur hergestellt)d mittels hydrodynamischer Fokussierung, die Einschränkung der Probe zu seiner Mittelkern. Die optischen Teile sind von Lasern, die den Strom von Zellen und optische Filter, die das Signal an den entsprechenden Detektoren lenken beleuchten zusammensetzt. Die festgestellt werden, um elektronische Signale, anschließend von einem Computer verarbeitet und auf einem Monitor für die Datenanalyse und Gating visualisiert Lichtsignale umgewandelt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

Benutzer von durchflusszytometrischen Methoden profitieren von mindestens einem grundlegenden Verständnis der zugrunde liegenden Fundamentaldaten einschließlich Bausteine ​​eines Zytometer (für einen Überblick siehe ^12,13; siehe auch Abbildung 1). Ein Laserstrahl schneidet mit einem hydrodynamisch fokussiert fluidischen Strom, der die Zellen in Suspension, die wiederum durch den Laserstrahl in 'Datei' eine nach der anderen vorbei enthält. Die interceptiauf einer Zelle (oder einer anderen Partikel, in diesem Fall) mit den Laser-Ergebnisse bei der Streuung von Licht, das von diesem Abfragepunkt. Streulicht kann in Weiterführung der Laserrichtung (Vorwärtsstreuung, wobei die Größe der Teilchen verbunden ist), als auch senkrecht zu seiner Verschieberichtung detektiert werden (side scatter; Reflektieren des granulosity der Partikel / Zelle). Diese zuvor genannten Streueigenschaften erfordern keine spezielle Kennzeichnung, weshalb ein unmarkierter Probe (oder auch Zelltrümmer, Luftblasen, etc.) ein Signal (event) auf der bivariate Vorwärtsstreuung im Vergleich zu Seitenstreudiagramm üblicherweise zur ersten Gating verwendet zu generieren. Unter Verwendung der entsprechenden Laser und die spezifisch für die entsprechende Anregungs- und Emissionsspektren Filter kann eine Zelle für seine Positivität, Intensität oder Abwesenheit von Fluoreszenzmarkern analysiert werden. Die Mehrheit der Durchflusszytometrie-Anwendungen haben sich auf die Charakterisierung über Zelloberflächenantigene gerichtet. Im Gegensatz zu den hämatopoetischen LineagE hat die neuronalen Linie nach Oberflächen Epitop Expressionsmuster ⁵ blieb weniger ausführlich definiert. Ein Vorteil der Nutzung von Oberflächenantigenen ist, dass lebende Zellen unterzogen, um das Sortieren Paradigmen, wie FACS-Zelle sein. Im Gegensatz dazu intrazelluläres Antigen-Färbung erfordert Fixierung und Permeabilisierung Schritte, um die Epitop-Antikörper-Wechselwirkung vermitteln, ausschließt nachgelagerten Anwendungen, die lebensfähige Zellen erfordern. Der Hinweis, derartige Ansätze noch für zahlreiche quantitative Assays ¹⁴ sowie Downstream-Analysen von RNA und Protein-Expression ¹⁵ ermöglichen. Hämatologie, Immunologie und Onkologie haben oft zusammen verwendet mehr als ein Dutzend Marker für bestimmte Subpopulationen ¹⁶ zu definieren. Darüber hinaus können Massen Zytometrie oder CyTOF jetzt zur Analyse von bis zu 30 Parameter gleichzeitig ^17,18 werden.

Für neurale Stammzellen Anwendungen sowie Primärkulturen ^14,19,20 die Heterogenität von Zellenvitro ist ein häufiges Phänomen ^21-23. Die Zellen, die nicht die Zielgruppe von Interesse verkörpern eine potentiell verwirrenden Faktor für experimentelle Auslesen ^24,25. Günstig sind die verschiedenen zellulären innerhalb einer heterogenen Zellsuspension vorliegenden Teilmengen tragen distinct (bekannt oder noch zu entschlüsseln) Antigen-Expressionsprofile, die verwendet werden können, um diese verschiedenen Populationen zu definieren. Durchflusszytometrie kann daher eine entscheidende Rolle bei der Lösung von zellulärer Heterogenität und damit zu erleichtern biomedizinische Anwendungen (in vitro-Assays, Zelltherapie) und optimieren quantitative Auslesen durch die Konzentration auf die wichtigsten Teilmenge ^24,26. Verschiedene Oberflächenantigenkombinationen wurden in den letzten Jahren erkannt worden, die Quantifizierung und Isolierung von bestimmten neuronalen Zelltypen ermöglichen. Dies beinhaltet CD133 zur Anreicherung von neuralen Stammzellen ^27, eine Kombination aus den CD15 / CD24 / CD29-Oberflächenantigene für die Isolierung von NSC, Differenzierungten Neurons und Neuralleistenzellen ²⁸ oder CD15 / CD24 / CD44 / CD184 / CD271 auf neuronale und gliale Teilmengen ^25, unter anderen Signaturen ^29,30 isolieren. Jenseits Neuronen, Glia Marker umfassen A2B5 ^31, CD44 ^25, NG2 ³² und GLAST ^33. Eine aktuelle Publikation hat die Mittelhirn Bodenplatte Vorläufer Marker CORIN ^34,35 für dopaminerge Vorstufen in Parkinson Zelltransplantation bereichern genutzt Paradigmen ^36. CD-Moleküle sind nicht nur Marker, sondern funktionell relevante Mediatoren von Zell-Zell-Wechselwirkungen und die Fähigkeit einer Zelle, auf Hinweise von extrazellulären Matrixmolekülen reagieren und Wachstumsfaktoren ^37. Eine Strategie, die weitere Verbesserung der Arsenal von kombinatorischen CD-Antigene zu charakterisieren neuronalen Linie Entwicklung ist es, bekannte intrazelluläre Marker verwenden, um für einen bestimmten Zelltyp von Interesse zu screenen und zu definieren CD Antigenkombinationen. Vor kurzem haben wir ausgenutzt solchen Ansatz und identifiziert CD49f ^- / CD200 ^{hochkombiExpressionsMuster} als neuer Ansatz zur Anreicherung von neuronalen Teilmengen von neural differenzierten induzierten pluripotenten Stammzellen Zellkultursystemen ^38. Hier sind und die letztere Protokoll (und optionalen Varianten davon), in der Oberflächenfärbung und intrazelluläre Färbung gleichzeitig zur Definition neuronaler Zellpopulationen mittels Durchflusszytometrie verwendet werden diskutieren wir.

Abbildung 2: Flussdiagramm des Versuchsprotokoll-Optionen. Die Figur zeigt eine schematische Darstellung der wichtigsten Schritte im Protokoll beteiligt. Optionale Schritte (CFSE Farbstoff oder intrazelluläres Antigen Kennzeichnung) sind je nach hellgrau-Boxen angezeigt. Nach der Ernte wird es notwendig, um die Lebensfähigkeit und Zellzahl von neuronalen Zellsuspensionen vor der Zelloberflächenfärbung beurteilt. Positive wiesowie negative Kontrollen müssen zusätzlich zu den Proben von Interesse sein sollte. Die Proben können durch Durchflusszytometrie analysiert und / oder in Zellsortierung Paradigmen verwendet werden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

Während wir zuvor verwendeten primären Antikörper in Kombination mit sekundären Antikörper für die intrazelluläre Färbung ³⁸ führen wir nun nicht kovalente Markierung des primären Antikörpers durch Fluoreszenz-Fab-Fragmente (Zenon Kennzeichnung) als geringfügige Veränderung, wodurch die Schritte der Bearbeitung der Zellen ³⁹ verringert wird. Außerdem ist als weiteres Beispiel für das Protokoll der Vielseitigkeit, nutzen wir ein optional Kennzeichnung einer Versuchsmenge von Carboxyfluoresceinsuccinimidylester (CFSE) vor der Oberflächenantigen-Färbung. Solche CFSE vorge Kennzeichnung ermöglicht die sofortige direkten Vergleich zweier Zelllinien oder experimentellen Bedingungen (Vs CFSE-markierten. unmarkiert) innerhalb eines einzelnen Probenröhrchen, die Verringerung Varianz oder feine Unterschiede in der Inkubationszeit und Speichern Antikörper. CFSE ist ein etablierter Fluoreszenz-Farbstoff, der üblicherweise für Zellverfolgung ⁴⁰ verwendet wird, bei der Proliferation ^41,42 und Strichcodes Experimenten ^43,44. Schließlich, während eigentliche Sortierschritte (FACS, immunomagnetischen Zelltrennung oder Immunopanning) sind nicht Teil des Protokolls im Prinzip die hier beschriebenen Ernte und Kennzeichnungsverfahren liefern zwar Proben, ausgesetzt sind, können an die Oberfläche Antigen oder die intrazelluläre Markierung basierte Sortieranwendungen werden ^{15 25,28.}

Mit diesem Artikel wollen wir: Zusammenfassend eine tragfähige Oberflächenantigen Färbeprotokoll ^25,28 fassen ein Protokoll zum Nachweis von intrazellulären Ziele sowie kombinierte Oberflächen- und intrazelluläres Antigen Analyse ^38, präsentieren eine intrazelluläre Farbstoff CFSE Markierungsschritt ^41,45 als experimentelle Option für comvergleichende Analysen von neuronalen Zellpopulationen, und fassen Ansätze zur zytometrische Analyse (geeignete Kontrollen ^13,46, Gating-Strategie und Datendarstellung ⁴⁷⁾ fließen.

Protocol

1. Neuronale Zellernte

1. Bewertung durch Mikroskop:
   1. Vor Beginn eines Experiments, überprüfen Sie den Status der Kultur mit Hellfeld oder Phasenkontrastmikroskopie.
      HINWEIS: Während primäre von Dissektionen erhalten Nervengewebe ist prinzipiell gleichermaßen zugänglich zytometrische Analyse ^14,28 fließen, beachten Sie bitte, dass der Fokus des Protokolls ist auf Zellen, die aus in vitro neuronale Zellsystemen erhalten.
2. Ernten der Zellen ^7:
   1. Die Schale / Kolben von adhärenten Zellen mit Mg ²⁺ schonend waschen / Ca ²⁺ freiem Phosphat-gepufferter Salzlösung (PBS) bei Raumtemperatur (beispielsweise 5 ml für T75-Kolben wurden 3 ml pro Vertiefung für 6-Well-Platte oder 10 ml für 10 cm Schale).
      HINWEIS: Der PBS im gesamten Protokoll ist Mg ²⁺ / Ca ²⁺ frei.
      1. Für das Video beispielsweise mit einem T75-Kolben von SH-SY5Y Neuroblastomzellen bei 80% Konfluenz. Übernehmen zusätzliche Waschschritte für den Fall,erhebliche Rückstände ist in der Schale vorhanden.
      2. Betrachten Sie Waschungen mit Serumalbumin enthaltenden PBS ^48, Percoll oder Ficoll ⁴⁹ Zentrifugation Steigungen und / oder handelsübliche Perlen ^50,51. Entfernen von Myelin und andere Lipid oder anderen Verunreinigungen kritisch ist, insbesondere, wenn erwachsene primären Gewebequellen verwendet werden.
   2. Hinzufügen vorgewärmten (37 ° C) Trypsin Austausch an einem geeigneten Volumen, der die gesamte Fläche der Gewebekulturbehälter umfasst.
      HINWEIS: Sie betrachten Accutase oder andere enzymatische Verdauung Optionen. Dieser entscheidende Schritt kann sich negativ auf Oberflächen Epitop Ausdruck (siehe ^7).
   3. Die Schale / Kolben bei 37 ° C für 2 inkubieren - 5 min (in Abhängigkeit vom Zelltyp), um Zellen zu trennen. Klopfen Sie leicht die Zellkulturgefäß oder bündig mit einer serologischen Pipette, um die Zellen zu entfernen. Vermeiden Sie zu der Verdauung (da dies zu Zellverlust und Gerinnung bei späteren Schritten verursachen).
   4. Quench das Trypsin Ersatz durch Zugabe des doppelten Volumens von Strömungspuffer (2% FBS in PBS) und sammle die Zellen in einem 15 ml konischen Röhrchen.
   5. Verreiben Sie vorsichtig die Zellsuspension mit Hilfe einer Mikroliterpipette (100 - 1000 ul) oder ein 5 ml serologische Pipette, um eine Einzelzellsuspension herzustellen.
   6. Zentrifugiere die Zellen bei 220 g für 5 min bei 25 ° C. Vorsichtig den Überstand aspirieren Verlassen des Pellet hinter.
   7. Re-suspendieren des Pellets in einem geeigneten Volumen von Strömungspuffer in Abhängigkeit von der Größe des Pellets (beispielsweise für einen konfluenten T75-Flasche von SH-SY5Y-Zellen die typische Ausbeute von mindestens 10 x 10 ⁶ Zellen, wobei die Zellen werden in 5 ml-Fluß-Puffer) resuspendiert.
      HINWEIS: Wenn größere Brocken oder Gerinnungseingehalten werden, durch ein 30-Filter - um Maschenweite 100.
3. Zellzählung ^52:
   1. Übertragen einer kleinen Aliquot der Zellsuspension in ein Mikrozentrifugenröhrchen und verdünnt in einem festen Verhältnis in einem Volumen von trypan blau oder eine Alternative Lebensfähigkeit Farbstoff vor der Übertragung auf einem Hämozytometer oder automatisierte Zellzählung System.
   2. Verdünne die Zellsuspension auf eine Konzentration von 1 × 10 ⁶ lebensfähigen Zellen / ml durch Zugabe des geeigneten Strömungsvolumen Puffer oder PBS mit 0,1% BSA (wenn mit CFSE Markierungsverfahrens).
      HINWEIS: Propidiumiodid, 7-Aminoactinomycin, Annexin V und im Handel erhältliche fixierbar Lebensfähigkeit Assay-Kits stellen alternative Möglichkeiten, um die Lebensfähigkeit von Zellen zu beurteilen. Auch Apoptose-Assays unter Verwendung von Caspase-3-Fluoreszenz wie zuvor beschrieben ⁵³ verwendet werden. Fluorescent Kanäle durch diese Reagenzien, die die Optionen für den nachfolgenden Schritten begrenzen können, wenn in allen Proben enthalten "besetzt" werden.

2. Intrazelluläre Farbstoffmarkierung Verwendung CFSE (Figur 3)

1. Verdünne die CFSE zu einer gewünschten Ausgangskonzentration, die leicht verwendet werden kann.
   HINWEIS: Für diese Experimente eine Stammkonzentration von0,01 mm verwendet. Bestimmen Sie die optimale Arbeitskonzentration von CFSE empirisch.
2. Zugabe von 10 ul 0,01 mM CFSE-Lösung pro ml Zellen (Abschnitt 1.3.2, der Konzentration von 1 x 10 ⁶ Zellen / ml in PBS + 0,1% BSA) für eine Endkonzentration von 0,1 uM. Vortexen gut mischen.
   HINWEIS: hier verwendeten CFSE Konzentrationen etwa zehnfach geringer als die, die üblicherweise in Proliferationstests angewendet, damit Zelltoxizität des Farbstoffs ist minimal. Wir haben nicht zu beobachten negative Auswirkungen auf die Lebensfähigkeit der Zellen.
3. Inkubation für 5 min bei RT unter konstantem Schütteln (200 rpm). Vor Licht schützen.
4. Quenche die Farbstoff durch Zugabe von 5 Volumina Flusspuffer zu den Rohren. Zentrifugieren bei 94 × g für 5 min bei RT.
5. Überstand verwerfen Verlassen des Pellet hinter. Resuspendieren der Zellen mit 5 Volumina Flusspuffer.
6. Zentrifugieren bei 94 × g für 5 min bei RT. Verwerfen des Überstandes und Resuspendieren der Zellen in Fließpuffer bei einer Konzentration von 1 x 10 ⁶ Zellen / ml.
7. Fügen Sie die gleiche Anzahl von ungefärbten Zellen von Interesse für die Zellsuspension gefärbt. Fahren Sie mit der Oberfläche Antigen-Färbung Protokoll (Abschnitt 3).

Abbildung 3. Nachweis der Differenz CD-Oberflächen-Antigen-Expression zwischen zwei Zelllinien mittels CFSE Farbstoffmarkierung. SH-SY5Y Neuroblastomzellen sind bereits beschriftet mit CFSE zur späteren Identifizierung im Vergleich zum unmarkierten BJ Fibroblasten. Co-Färbung der Mischprobe (rechte Felder) mit Oberflächenmarker CD24 oder CD54 (beide konjugiert an APC) zeigt, dass Zelllinien sind leicht zu unterscheiden durch den CFSE-Färbung (Pfeile = SH-SY5Y, Pfeilspitzen = BJ Fibroblasten). Die Mehrheit der SH-SY5Y-Zellen exprimieren CD24 nicht aber CD54 (ICAM-1). Im Gegensatz dazu BJ Fibroblasten (CFSE-negativ) sind positiv für CD54, aber weitgehend negativ für CD24."Https://www.jove.com/files/ftp_upload/52241/52241fig3highres.jpg" target = "_ blank"> Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

3. Zelloberflächenfärbung

1. Beschriften Sie die Röhrchen mit Proben und kritische Kontrollgruppe (siehe Tabelle 1).

Rohr-Nr.	Beispielnamen	Antigen-Fluorophor	Verdünnung
1	Ungefärbte Zellen	-
2	Einzelbunt	CD24-APC	1.50
3	Einzelbunt	TuJ1-Alexa Fluor 488 nm	1: 2.000
4	Doppelbunt	CD24-APC	1.50
		TuJ1-Alexa Fluor 488 nm	1: 2.000
5	Einzelbunt	Sekundäre nur: Alexa Fluor 488 nm	1: 2.000

Tabelle 1 L ist von Rohren in einer typischen Durchflusszytometrie Experiment einbezogen werden. Die Tabelle zeigt nur eine minimale Anzahl von Probenröhrchen für eine in diesem Video-Artikel beschriebenen Co-Färbung Experiment erforderlich. Ein ideales Experiment muss alle erforderlichen Kontrollen (negativ, positiv sowie eine Entschädigung Kontrollen) für eine genaue Interpretation der erzielten Ergebnisse umfassen.

2. 100 l Zellsuspension (von Abschnitt 2.7 oder 1.3.2) zu jeder 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen.
   HINWEIS: Achten Sie darauf, ein Minimum von 0,1 x 10 ⁶ Zellen pro 100 ul der Zellsuspension vorhanden sind.
3. Hinzufügen Fluorophor konjugiert Antikörper an die Probe bei einer geeigneten Verdünnung.
   HINWEIS: Bestimmen Sie die Arbeitslösung für jeden Antikörper vor dem Experiment. Siehe Tabelle 2 für eine Liste of neuronalen Oberflächenantigene.

Antigen	Zelltyp	Hinweis
CD15	Neurale Stammzellen	[28, 67]
CD24	Neuronalen Zellen	[28, 68]
CD29	Neurale Stammzellen	[28, 69, 70]
CD44	Gliazellen	[25]
CD49f	Neurale Stammzellen	[38]
CD56 (NCAM)	Neuronalen Zellen	[71]
CD133	Neurale Stammzellen	[27]
CD184	Neurale Stammzellen und Gliazellen	[25]
CD200	Neuronalen Zellen	[38]
CD271	Neuralleiste Stammzellen
A2B5	Gliazellen	[31]
CORIN	Dopaminergen Vorläufer	[35, 36]
FORSE1	Neurale Stammzellen (NSC)	[72]
GLAST	Gliazellen	[33]
NG2	Gliazellen	[32]

Tabelle 2. Auswahl der neuronalen Oberflächenantigene. Diese Tabelle enthält eine Liste von Oberflächenepitopen gefunden, die von verschiedenen neuronalen Zelltypen exprimiert wird, um die wachsende Gruppe von Oberflächenantigenen verwendet werden, um die neuronale Linie kenn exemplifizieren werden. Man beachte, dass diese Auswahl ist bei weitem nicht vollständig ist und die meisten von diesen Markierungen werden auch durch eine Reihe von anderen neuronalen und nicht-neuronalen Zellen exprimiert wird. Folglich werden Kombinationen mehrerer Marker erforderlich, um besser zu definieren und zu isolieren, die die angegebenen neuronalen Subsets werden.

Inkubieren für 30 min auf einem Horizontalschüttler (200 rpm) in der Dunkelheit.
1. Flusspuffer Wasch
   1. 1 ml der Pufferströmung an den Rohren. Zentrifuge bei 380 × g für 4 min bei 4 ° C.
   2. Überstand verwerfen Verlassen des Pellet hinter.
2. Wiederholen Sie den Waschvorgang noch einmal.
3. Nach dem zweiten Waschen, Dekantieren des Überstandes und Resuspendieren der Zellen in Fließpuffer auf ein Endvolumen von 100 ul.
4. Verwenden Probe für die Durchflusszytometrie. Alternativ fahren Sie mit Abschnitt 4 und 5.
   HINWEIS: Wenn Zellen sortiert werden und wieder in Kultur nach der FACS sind (dh lebensfähige Zellsuspension ohne Fixierung oder Permeabilisierung) gelten aseptische Technik bei der Ernte, Färbung und Analyseschritte.

4. Fixierung und Permeabilisierung ³⁸

1. Fixierung mit Paraformaldehyd (PFA):
   1. Bereiten Fixierungspuffer, der 2% PFA in PBS.
      
   2. Gib 500 ul Fixierungspuffer auf 100 & mgr; l Zellsuspension.
   3. Die Röhrchen bei RT für 15 min inkubieren, auf einem Orbitalschüttler (100 Upm) im Dunkeln.
2. PBS-Wasch:
   1. 1 ml PBS, um das Rohr. Zentrifuge bei 380 × g für 3 min bei 4 ° C.
   2. Entsorgen / Dekantieren des Überstandes verlassen etwa 100 ul in die Röhre.
3. Permeabilisierung mit Tween-20:
   1. Bereiten Permeabilisierung Puffer mit 0,7% Tween-20 in PBS.
   2. Gib 500 ul Permeabilisierung Puffer auf 100 & mgr; l Zellsuspension.
   3. Die Röhrchen bei RT für 15 min inkubieren, auf einem Orbitalschüttler (100 Upm) im Dunkeln.
4. Mit PBS (wie in Abschnitt 4.2 beschrieben) Waschen Sie die Zellen einmal und Überstand aus dem Röhrchen Completely, so dass nur das Pellet hinter.

5. Intrazelluläre Antigen Staining ³⁸ (Figur 4)

1. Herstellung von primären Antikörperlösungen:
   1. Verdünne die primären Antikörper in Verdünnungspuffer, der 1% Rinderserumalbumin, 10% Serum (zB normale Esel oder Ziegenserum) und 0,5% Tween-20 in PBS.
      HINWEIS: Wählen Sie das Serum je nach Art der Sekundärantikörper wurden angehoben, um verwendet werden.
   2. Alternativ verwenden Zenon Fluorescein Markierung des primären Antikörpers nach den Anweisungen des Herstellers.
      1. Herstellung von 1 & mgr; g des primären Antikörpers in PBS bei einer geeigneten Verdünnung (Gesamtvolumen ≤ 20 ul).
      2. Mit 5 ul Zenon Fluorescein IgG Markierungsreagenz (Komponente A) zu der Antikörperlösung.
      3. Inkubieren der Mischung für 5 min bei RT.
      4. Mit 5 ul Zenon Blockierungsreagenz (Komponente B) zu dem Reaktionsgemisch.
      5. Bebrütendie Mischung für 5 min bei RT. Anwenden des Antikörpers an die Probe innerhalb von 30 min.
2. Primäre Antikörper-Färbung:
   1. Füge 100 & mgr; l des primären Antikörperlösung zu dem Zellpellet und sanft verrieben zu mischen.
   2. Alternativ hinzuzufügen Zenon Fluorescein markierten Antikörper zu der Zellsuspension bei der geeigneten Verdünnung.
   3. Die Röhrchen bei Raumtemperatur 30 min Inkubieren auf einem Schüttler (200 rpm), vor Licht geschützt. Mit PBS Waschen Sie die Zellen einmal (wie beschrieben in Abschnitt 4.2) und Überstand aus den Röhrchen vollständig, so dass nur das Pellet hinter.
3. Sekundäre Antikörper-Färbung (nicht für den Zenon Fluorescein markierten Antikörpern erforderlich):
   1. Verdünne die sekundären Antikörper in PBS in einer geeigneten Konzentration.
   2. Füge 100 & mgr; l des sekundären Antikörperlösung zu dem Zellpellet und sanft verrieben zu mischen. Die Röhrchen bei Raumtemperatur 30 min auf einem Schüttler (200 rpm) im Dunkeln inkubiert.
4. Zweimal mit PBS waschen Sie die Proben (wie in Abschnitt 4.2 beschrieben).
5. Einmal mit Fließpuffer waschen (siehe Abschnitt 3.5).
6. Wieder die Zellen in ungefähr 150 & mgr; l Fließpuffer und von der Strömungs analysieren Cytometer.

Abbildung 4. Co-Färbung der Oberfläche und intrazellulären Proteinen. Durchflusszytometrie Daten veranschaulicht einen Vergleich zwischen primären + Sekundärantikörperbasis gegen Zenon Fluorescein basierende intrazelluläre Färbung in Kombination mit Oberflächenfärbung. Exclusive Positivität auf der y-Achse (obere linke Quadrant) und der x-Achse (untere rechte Quadrant) zeigt Zellen, die für MAP2 und CD24, angefärbt. Nach Co-Färbung kann geteilt MAP2 und CD24 Expression in der oberen rechten Quadranten (rechte Bilder) zu sehen. Vergleich mitAlexa Fluor 488. (Oben; AF488) gegenüber Zenon Fluorescein (unten) für MAP2-Markierungsausbeuten ähnliche Ergebnisse Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.

6. Analyse über Durchflusszytometrie

1. Zuführen durchflusszytometrische Analyse unmittelbar nach der Beendigung des Färbeprotokoll mit einem Durchflusszytometer mit entsprechenden Filtern zur Signalerkennung. Verwenden 488 nm blau und rot 640 nm Laser mit FL-1 (533/30), FL-2 (585/40) und FL-4 (675/25) Bandpassfiltern.
2. Up Haupttore auf der Grundlage der nach vorn und Seitenstreuung ohne Schmutz und abgestorbene Zellen ein.
3. Stellen Fluoreszenz Tore für Oberflächen- und intrazelluläre Antigen ≤0.5% bezogen auf den nicht markierten Proben und die Entschädigung für spektrale Überlappung mit einzelnen Bunt Kontrollen.

Results

Die hier vorgestellte Protokoll erlaubt vielseitige experimentelle Ansätze (Abbildung 2). In seiner kürzesten Ausführung (Schritte 1, 3 und 6), kann es als eine Führung für einfache Färbung von Oberflächenantigenen ist. In seiner komplexeren Form kann eine Reihe von Co-Kennzeichnung Paradigmen mit einer Reihe von intrazellulären Antigenen (optional Schritte 2 und / oder 4 bis 5) fortgesetzt. Darüber hinaus ist die CFSE-...

Discussion

Die hier vorgestellte Protokoll ist für neuronale Zellkulturen aus menschlichen Stammzellen gegründet, kann aber auch für andere neurale Zellquellen angewendet werden, einschließlich primärer Gewebe oder neuronalen Zelllinien. Neben embryonalen Quellen kann neuralen Stamm- oder Vorläuferzellen aus den neurogenen Regionen des erwachsenen Gehirns ²⁷ extrahiert werden. Außerdem Durchflusszytometrie und FACS kann genutzt werden, um zu quantifizieren, zu analysieren und zu isolieren verschiedenen Zellpopulationen ...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
DMEM/F12 (1:1) (Dulbeccos modifiziertes Eagle Medium/Nährstoffgemisch F-12)	Life Technologies	11330057
DPBS ohne Ca2+ Mg2+	Life Technologies
Fötales Rinderserum, qualifiziert, EU-zugelassen, Herkunft aus Südamerika (FBS)	Life Technologies	10270-106
MEM Nicht-essentielle Aminosäuren (100x)	Life Technologies	11140035
TrypLE Express	Life Technologies	12604013
Trypanblau-Lösung, 0,4	% Life Technologies	15250061
Paraformaldehyd	Carl Roth	335.3
Rinderserumalbumin (BSA) Fraktion V	PAA Laboratories, Coelbe	K41-001
Tween-20 Detergent	Calbiochem	655205
Carboxyfluorescein-Succinimidylester (CFSE)	eBioscience	65-0850-84
DMSO	AppliChem	A1584
Flaschenaufsatzfilter express plus 0,22 µ m, 250 ml	Millipore	SCGPU02RE
Mit Zellkulturen behandelte Kolben (T 25)	NUNC	156367
Mit Zellkulturen behandelte Kolben (T 75)	NUNC
Konische Röhrchen (15 ml)	Greiner Bio-One	188271
konische Röhrchen (50 ml)	Greiner Bio-One	227261
Pasteurpipette, Glas (150 mm)	STEIN Labortechnik, Remchingen
Pipettenspitzen (0,1-10 & Mikro; l)	Corning	4125
Pipettenspitzen (1-200 µ l)	Corning	4126
Pipettenspitzen (100-1000 µ l)	Corning	4129
Serologische Pipetten, 5 ml	Corning	4051
Serologische Pipetten, 10 ml	Corning	4101
Serologische Pipetten, 25 ml	Corning	4251
Mikrozentrifugenröhrchen (0,5 ml)	Sarstedt	72.699
Mikrozentrifugenröhrchen (1,5 ml)	Greiner Bio-One	616201
Mikrozentrifugenröhrchen (2,0 ml)	Sarstedt	72.695.500
Monoklonaler Anti-Human-CD24-APC-Antikörper	eBioscience	17-0247-42	Arbeitsverdünnung 1:50
Monoklonaler Anti-Human-CD54-PE-Antikörper	eBioscience	12-0549-42	Arbeitsverdünnung 1:50
Neuronaler Klasse III β-Tubulin (Tuj1) polyklonaler Antikörper	Covance	PRB-435P	Arbeitsverdünnung 1:2.000
Alexa Fluor 488 Esel Anti Kaninchen	Life Technologies	A21206	Arbeitsverdünnung 1:2.000
Zenon® Fluorescein Kaninchen IgG Markierungskit	Life Technologies	Z-25342
Neubauer-Verbesserte Zählkammer	Marienfeld	0640010
Vortex	Wissenschaftliche Industrie	G560E
Thermomixer comfort	Eppendorf	5355 000.001
Accuri C6 Durchflusszytometer	Becton Dickinson (BD)	653118
Mikrozentrifugen, gekühlt, PerfectSpin 24 R	Peqlab	91-PSPIN-24R
Orbitalschüttler, Unimax 1010	Heidolph	543-12310-00
Zentrifuge gekühlt, Rotanta 96 RC	a href="http://www.hettichlab.com" target="_blank"> Hettich	4480-50
Biologische Sicherheitswerkbank der Klasse II Safe 2020	Thermo Scientific	51026640
CO2 Inkubator, Heracell 240i	Thermo Scientific	51026331
Vakuumsystem, Vacusafe comfort	Integra Biosciences	158320
Mikroskop, Axiovert 40 CFL	Zeiss	451212
Pipettiersteuerung, accu-jet pro	Marke	26303
Mikropipette, Pipetman neo P20N (2-20 & Mikro; l)	Gilson	F144563
Mikropipette, Pipetman neo P200N (20-200 µ l)	Gilson	F144565
Mikropipette, Pipetman neo P1000N (100-1000 µ l)	Gilson	F144566