Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Vorbereitung adhärenter Zellen für die Röntgenfluoreszenzbildgebung durch chemische Fixierung

8.9K Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/52370

⸱

12. März 2015

 , 
1X-ray Science Division, Advanced Photon Source, Argonne National Laboratory, 2Department of Physics and Astronomy, Northwestern University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Bestimmung der Menge und Verteilung von Metallen in einer Probe mittels Synchrotron-Röntgenfluoreszenz. Wir konzentrieren uns auf adhärente Zellen und beschreiben die chemische Fixierungsmethode zur Vorbereitung dieser Probe. Anschließend beschreiben wir, wie die Probe mit Synchrotron-Röntgenstrahlen eingefasst und abgebildet wird.

Zusammenfassung

Die Röntgenfluoreszenzbildgebung ermöglicht es uns, die räumliche Verteilung und Konzentration mehrerer Elemente gleichzeitig über große oder kleine Probenbereiche zerstörungsfrei zu messen. Es wurde in vielen Bereichen der Wissenschaft angewendet, darunter in den Materialwissenschaften, in den Geowissenschaften, in der Erforschung von Werken des kulturellen Erbes und in der chemischen Biologie. Im Falle der chemischen Biologie ermöglicht die Visualisierung der Metallverteilungen innerhalb von Zellen beispielsweise, sowohl natürlich vorkommende Metallionen in den Zellen als auch exogen eingeführte Metalle wie Medikamente und Nanopartikel zu untersuchen. Aufgrund der vollständig hydratisierten Natur fast aller biologischen Proben stellt die Kryofixierung mit anschließender Bildgebung unter kryogener Temperatur die ideale derzeit verfügbare Bildgebungsmodalität dar. Unter den Umständen, unter denen eine solche Kombination nicht leicht zugänglich oder praktikabel ist, bleibt die chemische Fixierung auf Aldehydbasis nützlich und manchmal unvermeidlich. Dieser Artikel beschreibt so detailliert wie möglich die Präparation von adhärenten Säugetierzellen durch chemische Fixierung für die Röntgenfluoreszenzbildgebung.

Einleitung

Röntgen-Fluoreszenz-Bildgebung ermöglicht sowohl für die Identität und Menge der in einer Probe vorhandenen Elemente räumlich aufgelöst werden. Einfallenden Röntgenstrahlen, einer größer gewählt als die Elektronenbindungsenergie der schwerste Element von Interesse zu sein, Energie, die Überwindung der Bindungsenergie von Elektronen der inneren Schale an den Kern 1. Dadurch entsteht ein "Loch" in der Elektronenhülle. Als höherenergetischen Elektronen fallen in diese Löcher werden die Röntgenfluoreszenzstrahlung emittiert, dessen Wellenlänge abhängig von der Energie Trennung dieser Orbitale. Da der Energieabstand der Orbitale ist charakteristisch für ein gegebenes Element weist die Röntgenfluoreszenzemission ebenfalls charakteristischen Wellenlängen, abhängig von dem Element. Es ist diese Emission bei einer charakteristischen Wellenlänge, welche die Identifikation der vorhandenen Elemente ermöglicht. Die Kalibrierung der Fluoreszenzintensität ermöglicht die Quantifizierung der vorhandenen Elemente.

Röntgenfluoreszenz microscopy (XFM) zunehmend genutzt, zum Teil auf die Entwicklung von sehr brillanten Röntgensynchrotronquellen, wie sie bei Spring-8 in Japan, der Europäischen Synchrotron Radiation Facility (ESRF) in Frankreich und der Advanced Photon Source ( APS) in den USA 2. Diese Quellen liefern eine sehr hohe Intensität von Röntgenstrahlen. Zur gleichen Zeit, Verbesserung der Röntgenoptik, wie Zonenplatte Technologie, erlaubt die Fokussierung dieser Strahlen auf Sub-Mikrometer-Spots, wenn auch eher ineffizient 3. Mit sehr hoher Intensität Strahlen, auch eine relativ kleine Menge an Licht, das konzentriert sein kann, ist ausreichend, um die endogenen Metallen in Zellen anzuregen, wodurch Signal, das mit den derzeit verfügbaren Detektortechnologie gemessen werden kann. So studieren die chemische Biologie der Metalle in der Zelle ist eine Anwendung insbesondere die Verwendung von vielen der jüngsten Entwicklungen in dieser Technik 4-10 macht.

Es gibt viele wichtige Faktoren, die in Betracht gezogen werden, während AppLiegen XFM, um die Elementverteilung und Quantifizierung von kultivierten Säugerzellen oder anderen biologischen Proben zu untersuchen. Erstens muss die Probe intakt gehalten werden soll, sowohl strukturell als auch in bezug auf die elementare Zusammensetzung, damit die Messung aussagekräftig zu sein. Zweitens muss die Probe auch in irgendeiner Weise gespeichert, dass sie hart zur Strahlungsschäden, die durch einen fokussierten Röntgenstrahl verursacht werden kann, ist. Eine Möglichkeit, dass eine Probe nur eines dieser Kriterien auf einmal zu erfüllen ist es, sich schnell zu einem glasartigen, amorphen Eis 11,12 eingefroren werden. Schockgefrieren wird oft durch verschiedene Kryokonservierung Techniken wie Tauch Einfrieren oder Hochdruckgefrier 13-16 erreicht. Es ist allgemein anerkannt, dass die Kryokonservierung bewahrt Gesamtzellarchitektur und chemischen Zusammensetzungen in biologischen Proben so nahe nativen Zustand möglich. Chemische Fixierung, auf der anderen Seite, aufgrund der langsamen und selektive Durchdringung von Fixiermittel in Zellen und Geweben als well als nachträgliche Veränderungen in der Membrandurchlässigkeit, können verschiedene zelluläre Ionen besonders die diffundierbare Ionen wie Cl, Ca und K, um ausgelaugt werden, verloren oder verlegt werden, so machen Untersuchung dieser Elemente suboptimal 17-19 ermöglichen. Trotz der klaren Vorteile der Kryo-Fixierung über chemische Fixierung im Allgemeinen, für adhärente Säugetierzellen hat insbesondere die Kryokonservierung verschiedenen Einschränkungen 20-23. Der offensichtlichste ist, dass nicht jede Forschungslabor hat leichten Zugang zu Kryokonservierung Instrumente. Für aktuelle Hochdruckgefriergeräte oder sogar stürzen Gefriergeräte sind teuer und gehören, nur eine Teilmenge der Kryo Einrichtungen, die weit von dem Zellen inkubiert werden kann. Der Vorteil der Kryokonservierung könnte zum Nachteil des Reise Stress auf die Zellen gegeben gehandelt werden. Während also die Kryokonservierung ist sicherlich die härteste Weg, um Proben für die Röntgenfluoreszenzanalyse zu erhalten, ist es sicherlich nicht die zugänglich für alle Forscher, unter allen Umständen;es ist auch nicht immer erforderlich - wenn die Metalle von Interesse sind eng fixierbar Makromoleküle gebunden sind, und die Auflösung, mit der die Probe abgebildet wird größer als die Beschädigung der ultraMikroStruktur, die während der Trocknung auftreten könnte, ist. Eingedenk der Vorbehalte 24 kann chemische Fixierung und Trocknung eine geeignete Wahl sein.

Andere Faktoren, die zu einer erfolgreichen Röntgenfluoreszenz-Bildgebung Test einbezogen korrekte Analyse. Röntgen-Fluoreszenz-Bildgebung ist grundsätzlich Röntgenfluoreszenzemissionsspektroskopie kombiniert mit Rasterabtastformat die räumliche Auflösung zu liefern. Die gesammelten Röntgenfluoreszenzemissionsspektren enthalten eine Kombination von überlappenden Emissionsspitzen, den Hintergrund und die elastischen und inelastischen Streuungspeaks des einfallenden Strahls. Software, die die Entfaltungs dieser Beiträge und der Anpassung der Emissionsspitzen ermöglicht, hat zu diesem Bereich 25 schon eine kritische Entwicklung. Auch die Entwicklung und kommerzielle distribution Dünnschicht Standards bekannter Zusammensetzung verwendet, um die Fluoreszenzintensität relativ zur Materialmenge zu kalibrieren, wurde auch sehr wichtig.

Dieses Protokoll stellt eine Beschreibung der Herstellung der haftenden Zellen durch chemische Fixierung und Lufttrocknung. Ein wichtiger Schritt in diesem Prozess ist das Wachstum der Zellen auf den Siliziumnitrid-Fenster, die oft nicht gut an, so dass sanfte Spülung in einer bestimmten Art und Weise der Schlüssel zum Erfolg.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

1. Herstellung des Instruments, Substrate, Kultur, Medien und Gerichte

  1. Handhabung von Siliciumnitrid (Si 3 N 4) Fenster.
    1. Öffnen der Kapsel leicht durch Zusammendrücken eines Endes, die das Fenster in solcher Weise, dass das Fenster sich nicht einklemmen, während sich das andere Ende der Kapsel mit der anderen Hand.
    2. Überprüfen Sie ein Paar umgekehrt zu spitzen Pinzette unter Stereomikroskop stellen Sie sicher, gibt es keine Haft, Lücken oder Kurven an der Spitze. Andernfalls können die Fenster durch die Pinzette oder gebrochen werden wegfliegen von ihnen während der nachfolgenden Schritte.
    3. Entfernen Sie das Fenster aus der Kapsel durch vorsichtiges Greifen der Rahmen des Fensters mit einer Pinzette unter leichtem Zusammendrücken der Kapsel in der Nähe des offenen Endes Anlegen von Druck in einer Richtung, so daß die Kapsel breiter zu machen, wo die Ränder des Fensters müssen kommen.
  2. Fenster Vorwäsche (optional).
    1. Wenn gewünscht, Vorwäsche Fenster durch leichtes Eintauchenin destilliertes Wasser für 5 Sekunden, gefolgt von 2 min waschen in 70% Ethanol und 2 min waschen in 100% Ethanol.
  3. Das Anbringen und Sterilisieren Fenster auf der Kulturschale.
    1. Um die Fenster angebracht werden kann, stellen Sie das Fenster mit der flachen Seite nach oben auf den Boden der Kulturschale, legen Sie ein Stück Klebeband auf einer sauberen Glasobjektträger. Schneiden Sie etwa ein Viertel Zoll-Streifen aus den langen Seite des Bandes. Nehmen Sie ein Stück Klebeband an der kurzen Seite (auf ⅛ "durch ¾") mit einer sauberen Rasierklinge.
    2. Verwenden einer Pinzette, um die Scheibe der Band an den Rand des Gitters oder Fenster gelten. Verwenden Sie genug, um sicher zu halten ist, ohne dabei die Fensteröffnung selbst. Manipulation der halten Band mit einer Pinzette, setzen Sie das Fenster nach unten auf den Boden der Kulturschale. Verwenden Sie die Spitze der Pinzette auf Band auf den Boden der Kulturschale fest haften.
    3. Übernehmen Sie ein anderes Band Streifen zu dem anderen Rand und halten diese auf den Boden fest mit der Spitze der Pinzette.
    4. Nachdem alle FensterKlebeband, sterilisieren Fenster in Kulturschalen mit ultraviolettem (UV) Strahlung. Erreichen dies, indem Sie das Gericht unter der UV-Lampe in einer Steril etwa 1 Stunde.
    5. (Optional) Wenn Fenster mit Poly-Lysin vorbeschichtet werden sollen, müssen so folgende Fenster Sterilisation. Bestreichen Sie die Fenster mit 10 ul sterilem 0,01% Poly-L-Lysin-Lösung für 1 h in einem 37 ° C Inkubator und dann spülen Sie die verbleibende Lösung mit dem Kulturmedium.
  4. Bereiten Puffer für letzten Waschen vor XFM.
    1. Bereiten entweder ein Tris-Glucose oder Piperazin- N, saccharose N '-bis (ethansulfonsäure) (PIPES) Puffer frei von Spurenmetallen mit Osmolalität und pH äquivalent Dulbeccos phosphatgepufferter Salzlösung (D-PBS) ohne Calcium und Magnesium. Verwenden Sie eine dieser Puffer Zellen spülen, nachdem die Zellen chemisch fixiert.
      1. Um die Tris-Glucoselösung (10 mM Tris, 260 mM Glucose, 9 mM Essigsäure) machen hinzuzufügen 1,4 g Glucose, 36 mg Tris-Base und16 ul Essigsäure und 20 ml Reinstwasser. Dann endgültige Lautstärke auf 30 ml mit Reinstwasser. Keine pH Einstellung erforderlich ist. Lagern Sie bei RT bis zu einer Woche.
      2. Um die Rohre-Saccharose (20 mM PIPES, 200 mM Saccharose) hinzufügen 0,18 g PIPES und 2,0 g Saccharose in 20 ml Reinstwasser und der pH-Wert auf 7,4 mit kleinen Mengen von konzentrierter Essigsäure. Dann endgültige Lautstärke auf 30 ml mit Reinstwasser. Lagern Sie bei RT bis zu einer Woche.
        HINWEIS: Der Grund, zu vermeiden, mit PBS in der letzten Spülung ist, dass die Konzentration von Phosphat, Chlorid und Kalium in PBS so hoch, daß sie mit XFM stören, wenn sie nicht vollständig vor dem Trocknen an der Luft entfernt werden.
  5. Bereiten Puffer für Zell Beschichtung.
    1. Bereiten Sie oder nehmen Sie alle Medien, wie RPMI-Medium 1640, 1x Trypsin-EDTA-Lösung, D-PBS, und andere Reagenzien, wie für die jeweilige adhärenten Zelllinie benötigt, wie sie normalerweise für die Passage der adhärenten o Zellen durchgeführt werdenf Interesse, und wärmen Sie sie auf 37 ° C.

2. Überzug von Zellen

  1. Zu dem sterilisierten Kulturschale gegeben, die Fenster in der Haube mit laminarer Strömung, sanft hinzuzufügen Medien (10 ml für eine 100 mm-Kulturschale), entlang der Seite der Kulturschale in einem Winkel geneigt ist. Vermeiden Sie unnötige Oberflächenspannung oder Fallenmedien direkt auf Oberfläche des Siliziumnitrid-Fenster. Als Medium wird hinzugefügt, langsam entlasten den Neigungswinkel zu beschichten das Gitter und Fenster mit Medien.
  2. Bereiten Sie die adhärenten Zelllinie von Interesse angemessen, Trypsinierung oder Abkratzen der Zellen aus der Platten wie gewohnt für Passagieren des Zelllinie. Führen Sie alle Zellzählung oder andere Vorbereitung notwendig, bevor die Zellen an der frischen Platte.
  3. Hinzufügen von Zellen in die Kulturschale mit Fenstern mit einer Zelldichte, die benötigt wird, um normalerweise zu erreichen 50% -70% Konfluenz innerhalb 24-72 Stunden, und bei 37 ° C in einem befeuchteten Inkubator mit 5% Kohlendioxid.
  4. Wachstum der Zellen zu beobachten gelegentlich unter Verwendung eines invertierten Lichtmikroskops, bis die gewünschte Zelldichte (in der Regel 50% bis 70% Konfluenz) erreicht wird.

3. Fixierung von Zellen

  1. Ansetzen 4% Paraformaldehyd in D-PBS durch Verdünnen eines gekauft Lager (wie 25% Paraformaldehyd) und Einstellen des pH auf 7,4 mit Essigsäure (Zugabe von überschüssigem Natriumhydroxid zu der Probe zu vermeiden).
  2. Wenn Zellen erzeugt worden sind, wie gewünscht, und alle Vitalfarbstoffe (wie Hoechst) zur Anwendung, und abgebildet wird, entfernen Sie die Medien durch leichtes Ansaugen, Kippen der Schale in einem Winkel von 45 ° mit einer Hand, und Absaugen von Hand Pipette mit der anderen .
    Hinweis: Alternativ zum Pipettieren verbrauchte Medien, ist eine Alternative zu dem Fenster abholen, tauchen Sie das Fenster in Mikrozentrifugenröhrchen mit D-PBS zweimal und dann legen Sie sie in ein neues Kulturgefäß mit Fixiermittel-Lösungen für 20 Minuten, gefolgt von 2-mal PBS waschen die Rest Fixiermittel zu entfernen. Wenn dies gewählt wird, gehen direkt zu Schritt 3.5.
  3. Spülen Sie die Schale vorsichtig mit D-PBS und sofort zu ersetzen, die entfernte Flüssigkeit durch vorsichtiges Hinzufügen der frischen 4% PFA / PBS, während das Gericht in einem Winkel von 45 ° in Richtung der Seite der Schale halten, Pipettieren, und langsam entspannen den Neigungswinkel zu ermöglichen die Fixierungslösung, um die Fenster zu decken. Halten der Zellen mit dem Fixiermittel für 20 min bei RT überzogen.
  4. Entfernen Sie die Flüssigkeit durch leichtes Ansaugen, wieder wie oben, Kippen der Schale leicht und Absaugen von Hand.
  5. Bringen Sie die Flüssigkeit entfernt durch leichtes Hinzufügen von einigen der Leitungen / Saccharose-Lösung unter Verwendung der in Schritt 3.3 beschrieben Kipp- und Pipettierverfahren.
  6. Wiederholen Sie die Schritte 3.4 und 3.5.
  7. Vorbereitung der Materialien für das Trocknen.
    1. Sammeln fusselfreien Tücher wie Kimwipes, und ziehen Sie eine aus der Box, so ist es praktisch, sehr schnell und einfach.
    2. Bereiten Sie eine saubere, nicht-Ebene stelle das Fenster, um zu trocknen. Set aus einer Kautschukgittermatte der Art, in der Elektronenmikroskopie eingesetzt, die Rippen hat, sokann das Fenster an einem Ende gestützt werden, während es trocknet. Das Fenster aus immer auf die Trockenoberfläche geklebt zu halten, während er trocknet und Drain verbleibende Puffer zu der Kante der Probe.
  8. Sorgfältig tweeze das Band, um das Fenster, um das Fenster aus der Flüssigkeit halten angebracht. Rufen Sie Fenster, die aus der Band kommen, indem eine kleine Menge von Leitungen / Saccharose zu erhalten, um zu schwimmen und dann abholen mit den Reverse-Pinzette.
  9. Vorsichtig (ohne Berührung der Fenster selbst) und gründlich beschmieren überschüssige Leitungen / Saccharose aus dem Rand des Fensters mit einem Kimwipe. Auch beschmieren die Rückseite eingekerbten Bereich mit einem abgerundeten Falte eines Kimwipe.
    ANMERKUNG: Das Ziel ist es, so wenig Kristallisation von Salzen oder Puffern auf der Oberfläche des Fensters wie möglich haben.
  10. Stellen Sie das Fenster auf die Gittermatte. Stellen Sie sicher, dass das Fenster nicht auf dem Gittermatte flach, aber aufgestützt auf einer Kante (über die Kämme der Gittermatte) und berühren so wenig des Rastersmat wie möglich. Lassen Sie das Fenster trocken.

4. Proben Montage und Imaging

  1. Sobald die Probe getrocknet, überprüfen Sie die Anwesenheit von Zellen an den Fenstern mit einem Lichtmikroskop. Führen Sie diese Prüfung, bevor die Vorbereitung der Proben für den Transport in einem Synchrotron.
  2. Verpacken Sie die Fenster für den Transport zum Synchrotron-Beamline-Hosting-Experiments. Sanft Anbringung der Fenster mit Klebeband auf beiden Seiten auf einem Glasobjektträger, dann bringt die Glasträger mit Klebeband an der Unterseite eines Kunststoff-Petrischale. Kleben Sie die Petrischale geschlossen.
    HINWEIS: Vor diesem Zeitpunkt können diese Schritte in einer beliebigen typischen Labor durchgeführt werden. Die folgenden Schritte am besten an einem Synchrotron-Beamline erfolgen.
  3. Entfernen Sie das Klebeband vom Fenster vorsichtig mit einer Pinzette. Verwenden Sie Nagellack, in einer dünnen gleichmäßige Beschichtung auf dem Rand des Fensters, um die Fenster zu einem Aluminiumhalter durch die Beamline Mitarbeiter an der Synchrotron vorgesehen sichern.
  4. Legen Sie die Aluminiumhalter ineine kinematische montieren, und dann legen Sie sie in die richtige Position in der Röntgenmikroskop. Montieren Sie die Probe auf einer Konsole den Anschluss an Motortische, innerhalb der Probenkammer an der Beamline.
  5. Nach dem Verlassen der Probe Röntgenmikroskop Instrument Bereich (einen Stall von Blei gefüllten Wänden), Einrichtung der Scan. Verwendung Strahlrohr spezifische Software, wählen die entsprechende Fläche der Probe zu scannen, während der Anzeige der Position des Röntgenstrahls auf der Probe unter Verwendung einer Kamera mit einer Videofadenkreuz und ausgestattet vororientierte mit nachgeschaltetem Szintillator Kamera.
  6. Wählen Sie die geeignete Auflösung für die Probe, auf der Grundlage einer Schätzung der Größe des kleinsten interessierenden Merkmals. Zur Abbildung einzelner Säugetierzellen (~ 20-40 & mgr; m in der Größe), verwenden Sie eine Auflösung von 0,25 bis 0,5 & mgr; m. Zum Abbilden Bereiche von Geweben und Unterscheidung von Zellschichten voneinander Verwenden einer Auflösung von 2-20 um.
  7. Wählen Sie die passende Verweilzeit für die Probe, auf der Grundlage einer Schätzung der Menge des metal von Interesse vorhanden. Für einen schnellen Überblick Scan, oder wenn große Mengen an Metallen vorhanden sind, verwenden fly Scans mit Verweilzeiten von 30 bis 300 ms pro Pixel. Wenn wenig Material vorhanden ist, oder Metalle der niedrigen relativen Häufigkeit zu messen, verwenden Schritt Scans mit Haltezeiten von 1-2 Sekunden pro Pixel.
  8. Programmieren Sie die Scans in die Strahllinie spezifische Software. Erwerben Sie ein Raster-Scan-Bild. Arbeiten Sie zusammen mit den Beamline Mitarbeiter, um die Daten mit einer Software, die die charakteristischen Energiespitzen für jedes Element zu identifizieren analysieren.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Die Fähigkeit der Röntgenfluoreszenzabbildung, um Informationen über biologische Proben bereitzustellen ist abhängig wobei diese Proben in einer Weise, dass sie robust gegenüber Strahlungsschäden auf der Zeitskala des Experiments sind, hergestellt, und doch ihre chemischen und strukturellen Merkmale gut erhalten. Bei der Betrachtung des Ergebnisses einer Probe, die hergestellt wurde wie oben beschrieben und abgebildet wird, ist es möglich zu sehen, dass es eine Variation in der vorhandenen Elemente - was anzeigt, daß Fi...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Röntgenfluoreszenz-Bildgebung ist in vielen Bereichen, einschließlich der Geowissenschaften, Materialwissenschaften und der chemischen Biologie 26-34 nützlich. Fortschritte in der Synchrotron-Röntgenstrahlen und ihre Fokussierung haben sehr hoher Intensität Strahlen erzeugt. Fokussierten Röntgenstrahlen ausreichend ist, um die endogenen Metallen in Zellen existieren nun erregt, wodurch Signal, das mit den derzeit verfügbaren Silizium-Driftdetektortechnologie gemessen werden kann. Und das Studium der chemische...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken Stefan Vogt für seine Unterstützung bei der Anpassung der repräsentativen Daten, die in diesem Artikel gezeigt werden, und für hilfreiche Diskussionen. Die Autoren danken auch Chris Jacobsen für seine Unterstützung von Q. J.

Die Nutzung der Advanced Photon Source, Beamlines 2-ID-E und 8-BM-B, am Argonne National Laboratory wurde unterstützt vom U.S. Department of Energy, Office of Science, Office of Basic Energy Sciences, unter der Vertragsnummer DE-AC02-06CH11357.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Siliziumnitrid-FensterSilson Ltd/J B J Business Park/Northampton Rd, Northampton NN7 3DW, Vereinigtes KönigreichSiRN-5.0-200-2.0-200. Ordnen Sie nach Größe. Membrangröße: 1,5 mm x 1,5 mm. Dicke: 200  Nm. Rahmengröße: 5  mm x 5 mm. Dicke des Rahmens: 200 μm.Alternative Quelle: SPI Supplies / Structure Probe, Inc. West Chester, PA.
Reverse TpinezElectron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Gebührenfrei: 800-523-5874, Fax: 215-412-845078520-5XEMS 5X, NC – Ultrafeine Pinzette
GummigittermatteElektronenmikroskopie Sciences, Postfach 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, gebührenfrei: 800-523-5874, Fax: 215-412-845071170Runde Gittermatte
EssigsäureSigma-Aldrich, 3050 Spruce St., St. Louis, MO 63103, Tel: 800-325-3010, Fax: 800-325-5052338826konzentrierte Essigsäure
PIPES Pufferin SpurenmetallqualitätSigma-Aldrich, 3050 Spruce St., St. Louis, MO 63103, Tel: 800-325-3010, Fax: 800-325-5052P6757fester PIPES Puffer
Formaldehyd-StammlösungElectron Microscopy Sciences, P.O. Box 550, 1560 Industry Road, Hatfield, PA 19440, Tel: 215-412-8400, Gebührenfrei: 800-523-5874, Fax: 215-412-8450RT 1711310 x 10 ml Ampullen mit 20% wässrigem Paraformaldehyd

Referenzen

  1. Thompson, A. C. Center for X-ray Optics and Advanced Light Source. , 1-53 (2009).
  2. Helliwell, J. R. Synchrotron radiation facilities. Nat. Struct. Biol. 5, 614-617 (1988).
  3. Lai, B., et al. X-ray Phase Zone Plate Fabricated by Lithographic Techniques. Appl. Phys. Lett. 61 (16), 1877-1879 (1992).
  4. Dodani, S. C., et al. Calcium-dependent copper redistributions in neuronal cells revealed by a fluorescent copper sensor and X-ray fluorescence microscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 108 (15), 5980-5985 (2011).
  5. Finney, L., et al. X-ray fluorescence microscopy reveals large-scale relocalization and extracellular translocation of cellular copper during angiogenesis. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 104 (7), 2247-2252 (2007).
  6. Kehr, S., et al. X-ray fluorescence microscopy reveals the role of selenium in spermatogenesis. J. Mol. Biol. 389 (5), 808-818 (2009).
  7. McCormick, N., Velasquez, V., Finney, L., Vogt, S., Kelleher, S. L. X-ray fluorescence microscopy reveals accumulation and secretion of discrete intracellular zinc pools in the lactating mouse mammary gland. PloS One. 5 (6), (2010).
  8. Paunesku, T., Vogt, S., Maser, J., Lai, B., Woloschak, G. X-ray fluorescence microprobe imaging in biology and medicine. J. Cell. Biochem. 99 (6), 1489-1502 (2006).
  9. Twining, B. S., et al. Quantifying trace elements in individual aquatic protist cells with a synchrotron X-ray fluorescence microprobe. Anal. Chem. 75 (15), 3806-3816 (2003).
  10. Chen, S., et al. The Bionanoprobe: hard X-ray fluorescence nanoprobe with cryogenic capabilities. J Synchrotron Radiat. 21, 66-75 (2014).
  11. Medalia, O., et al. Macromolecular architecture in eukaryotic cells visualized by cryoelectron tomography. Science. 298 (5596), 1209-1213 (2002).
  12. Forster, F., Medalia, O., Zauberman, N., Baumeister, W., Fass, D. Retrovirus envelope protein complex structure in situ studied by cryo-electron tomography. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (13), 4729-4734 (2005).
  13. Muller, M., Moor, H. Science of Biological Specimen. , SEM, Inc. 131-138 (1984).
  14. Moor, H., Riehle, U. Proceedings of the 4th Eur. Reg. Conference Electron. , 33-34 (1968).
  15. Sitte, H. Advanced instrumentation and methodology related to cryoultramicrotomy: a review. Scanning Microsc Suppl. 10, 387-463 (1996).
  16. Studer, D., Graber, W., Al-Amoudi, A., Eggli, P. A new approach for cryofixation by high-pressure freezing. J. Microsc. 203, (Pt. 3, 285-294 (2001).
  17. Matsuyama, S., et al. Elemental mapping of frozen-hydrated cells with cryo-scanning x-ray fluorescence microscopy). X-Ray Spectrom. 39, 260-266 (2010).
  18. Schrag, M., et al. The effect of formalin fixation on the levels of brain transition metals in archived samples. Biometals. 23 (6), 1123-1127 (2010).
  19. James, S. A., et al. Quantitative comparison of preparation methodologies for X-ray fluorescence microscopy of brain tissue. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 401 (3), 853-864 (2011).
  20. Al-Amoudi, A., et al. Cryo-electron microscopy of vitreous sections. EMBO J. 23 (18), 3583-3588 (2004).
  21. Bouchet-Marquis, C., Hoenger, A. Cryo-electron tomography on vitrified sections: a critical analysis of benefits and limitations for structural cell biology. Micron. 42 (2), 152-162 (2011).
  22. Bouchet-Marquis, C., Dubochet, J., Fakan, S. Cryoelectron microscopy of vitrified sections: a new challenge for the analysis of functional nuclear architecture. Histochem. Cell Biol. 125 (1-2), 1-2 (2006).
  23. Mesman, R. J. A novel method for high-pressure freezing of adherent cells for frozen hydrated sectioning and CEMOVIS. J. Struct. Biol. 183 (3), 527-530 (2013).
  24. Hackett, M. J., et al. Chemical Alterations to murine brain tissue induced by formalin fixation: implications for biospectroscopic imaging and mapping studies of disease pathogenesis. Analyst. 136 (14), 2941-2952 (2011).
  25. Vogt, S. MAPS: A set of software tools for analysis and visualization of 3D x-ray fluorescence data sets. J Phys IV France. 104, 635-638 (2003).
  26. Vantelon, D., Lanzirotti, A., Scheinost, A. C., Kretzschmar, R. Spatial distribution and speciation of lead around corroding bullets in a shooting range soil studied by micro-X-ray fluorescence and absorption spectroscopy. Environ. Sci. Technol. 39 (13), 4808-4815 (2005).
  27. Robison, G., et al. X-ray fluorescence imaging of the hippocampal formation after manganese exposure. Metallomics : Integrated Biometal Science. 5 (11), 1554-1565 (2013).
  28. Hard Kemner, K. M. X-ray micro(spectro)scopy: a powerful tool for the geomicrobiologists. Geobiology. 6 (3), 270-277 (2008).
  29. Walsh, W. Scientific Testing of Beethoven's Hair. 17, José State University San José, CA. Naperville, Illinois, Beethoven Center, San. (2000).
  30. Casadio, F., Rose, V. High-resolution fluorescence mapping of impurities in historical zinc oxide pigments: hard X-ray nanoprobe applications to the paints of Pablo Picasso. Applied Physics A: Materials Science and Processing. 111 (1), 1-8 (2013).
  31. Leonardo, T., et al. Determination of elemental distribution in green micro-algae using synchrotron radiation nano X-ray fluorescence (SR-nXRF) and electron microscopy techniques--subcellular localization and quantitative imaging of silver and cobalt uptake by Coccomyxa actinabiotis. Metallomics : Integrated Biometal Science. 6 (2), 316-329 (2014).
  32. Wang, P., et al. Quantitative determination of metal and metalloid spatial distribution in hydrated and fresh roots of cowpea using synchrotron-based X-ray fluorescence microscopy. Sci. Total Environ. , 463-464 (2013).
  33. Ducic, T., et al. X-ray fluorescence analysis of iron and manganese distribution in primary dopaminergic neurons. J. Neurochem. 124 (2), 250-261 (2013).
  34. Kim, A. M., Vogt, S., O'Halloran, T. V., Woodruff, T. K. Zinc availability regulates exit from meiosis in maturing mammalian oocytes. Nature Chemical Biology. 6 (9), 674-681 (2010).
  35. Ortega, R., Cloetens, P., Deves, G., Carmona, A., Bohic, S. Iron storage within dopamine neurovesicles revealed by chemical nano-imaging. PloS One. 2 (9), (2007).
  36. Bohic, S., et al. Synchrotron hard X-ray microprobe: fluorescence imaging of single cells. Appl. Phys. Lett. 78 (22), 3544-3546 (2001).
  37. Kosior, E., et al. Combined use of hard X-ray phase contrast imaging and X-ray fluorescence microscopy for sub-cellular metal quantification. J. Struct. Biol. 177 (2), 239-247 (2012).
  38. Glesne, D., Vogt, S., Maser, J., Legnini, D., Huberman, E. Regulatory properties and cellular redistribution of zinc during macrophage differentiation of human leukemia cells. J. Struct. Biol. 155 (1), 2-11 (2006).
  39. McRae, R., Lai, B., Vogt, S., Fahrni, C. J. Correlative microXRF and optical immunofluorescence microscopy of adherent cells labeled with ultrasmall gold particles. J. Struct. Biol. 155 (1), 22-29 (2006).
  40. Yang, L., et al. Imaging of the intracellular topography of copper with a fluorescent sensor and by synchrotron x-ray fluorescence microscopy. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 102 (32), 11179-11184 (2005).
  41. Wagner, D., et al. Elemental analysis of Mycobacterium avium-, Mycobacterium tuberculosis-, and Mycobacterium smegmatis-containing phagosomes indicates pathogen-induced microenvironments within the host cell's endosomal system. J. Immunol. 174 (3), 1491-1500 (2005).
  42. Harris, H. H., et al. Time-dependent uptake, distribution and biotransformation of chromium(VI) in individual and bulk human lung cells: application of synchrotron radiation techniques. Journal Of Biological Inorganic Chemistry : JBIC : a publication of the Society of Biological Inorganic Chemistry. 10 (2), 105-118 (2005).
  43. Corezzi, S., et al. Synchrotron-based X-ray fluorescence imaging of human cells labeled with CdSe quantum dots. Anal. Biochem. 388 (1), 33-39 (2009).
  44. Marmorato, P., et al. Cellular distribution and degradation of cobalt ferrite nanoparticles in Balb/3T3 mouse fibroblasts. Toxicol. Lett. 207 (2), 128-136 (2011).
  45. Weekley, C. M., et al. distribution, and speciation of selenoamino acids by human cancer cells: X-ray absorption and fluorescence methods. Biochemistry. 50 (10), 1641-1650 (2011).
  46. Yuan, Y., et al. Epidermal growth factor receptor targeted nuclear delivery and high-resolution whole cell X-ray imaging of Fe3O4@TiO2 nanoparticles in cancer cells. ACS Nano. 7 (12), 10502-10517 (2013).
  47. McRae, R., Bagchi, P., Sumalekshmy, S., Fahrni, C. J. In situ imaging of metals in cells and tissues. Chem. Rev. 109 (10), 4780-4827 (2009).
  48. Carter, E. A., et al. Silicon nitride as a versatile growth substrate for microspectroscopic imaging and mapping of individual cells. Molecular Biosystems. 6 (7), 1316-1322 (2010).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

Sterile SiliziumnitridfensterZellwachstumFixierungsl sungSaccharose WaschungTrocknungsverfahrenBeamline ImagingMetallverteilung
Vorbereitung adhärenter Zellen für die Röntgenfluoreszenzbildgebung durch chemische Fixierung
Kontakt
Rückmeldung an Ihre Bibliothek

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.