Tracking-Maus-Knochenmark-Monozyten In-vivo-

Zusammenfassung

Monozyten sind Schlüsselregulatoren der angeborenen Immunität und spielen eine entscheidende Rolle bei der Erneuerung des peripheren mononukleären phagozytischen Systems und im Falle von Entzündungen. Dieses Manuskript beschreibt das Verfahren der Echtzeit-Bildgebung des Schädeldachknochenmarks der Maus, um den Mobilisierungsmechanismus der Monozyten zu untersuchen.

Zusammenfassung

Echtzeit-Multiphotonen-Bildgebung bietet eine großartige Möglichkeit, den Zelltransport und Zell-zu-Zell-Interaktionen in ihrer physiologischen 3-dimensionalen Umgebung zu untersuchen. Die biologische Aktivität von Immunzellen hängt hauptsächlich von ihrer Motilitätsfähigkeit ab. Blutmonozyten haben eine kurze Halbwertszeit im Blutkreislauf; Sie stammen aus dem Knochenmark und werden konstitutiv aus diesem freigesetzt. Im entzündlichen Zustand wird dieser Prozess verstärkt, was zu einer Blutmonozytose und einer anschließenden Infiltration des peripheren Entzündungsgewebes führt. Die Identifizierung der biomechanischen Ereignisse, die den Monozytentransport vom Knochenmark zum Gefäßnetz steuern, ist ein wichtiger Schritt, um die physiopathologische Relevanz der Monozyten zu verstehen. Wir führten eine in vivo Zeitraffer-Bildgebung mittels Zwei-Photonen-Mikroskopie des Schädelknochenmarks der Csf1r-Gal4VP16/UAS-ECFP (MacBlue) Maus durch. Die MacBlue-Maus exprimiert das fluoreszierende Reporter-verstärkte cyan-fluoreszierende Protein (ECFP) unter der Kontrolle eines myeloischen spezifischen Promotors ¹ in Kombination mit der Markierung des vaskulären Netzwerks. Wir beschreiben, wie dieser Ansatz die Verfolgung einzelner medullärer Monozyten in Echtzeit ermöglicht, um das Migrationsverhalten innerhalb des Knochenmarkparenchyms und des Gefäßsystems sowie die Zell-zu-Zell-Interaktionen weiter zu quantifizieren. Dieser Ansatz bietet neue Einblicke in die Biologie der Monozyten-Untergruppen des Knochenmarks und ermöglicht es, weiter zu untersuchen, wie diese Zellen unter bestimmten pathologischen Zuständen beeinflusst werden können.

Einleitung

Das Knochenmark spielt eine zentrale Rolle bei der Hämatopoese und stellt das Hauptreservoir an Monozyten dar, die konstitutiv zwischen dem Blut und dem medullären Parenchym rezirkulieren, den Pool zirkulierender Monozyten mit einer kurzen Lebensdauer erneuern ^2,3 und an der Rekonstitution der Steady-State-Gewebe-Makrophagen und dendritischen Zellen teilnehmen ⁴. Während einer Entzündung oder nach einer vorübergehenden Aplasie werden Monozyten aktiv entweder aus dem Knochenmark oder der Milz ^{mobilisiert 5, 6, 7} und besiedeln entzündete Organe. Mehrere Chemolockstoffachsen waren am Prozess der Mobilisierung myeloischer Zellen aus dem Knochenmark beteiligt ^{8, 5, 6,9}. Neben dem myeloischen Kompartiment ist das Knochenmark auch ein wichtiger Ort für das T-Lymphozyten-Priming ¹⁰ und eine Nische des immunologischen Gedächtnisses ^11,12. Damit ist dieses Gewebe zentral für zahlreiche Untersuchungen im Bereich der Hämatologie und Immunologie. Unsere Kenntnisse über die strukturelle Organisation medullärer myeloischer Zellen ergeben sich hauptsächlich aus der Analyse histologischer Schnitte von fixierten Geweben ¹³. Diese statische Sichtweise erlaubt es nicht, die Dynamik des zellulären Austauschs zwischen den verschiedenen Kompartimenten des Knochenmarks zu untersuchen, die die Grundlage seiner funktionellen Aktivität bildet.

Intravitale Bildgebung stellt einen wichtigen biologischen Input bei der Untersuchung der Zellmobilität, der Zelladhärenz und der Zell-zu-Zell-Interaktionen dar, die bisher nur von in vitro Systemen beschrieben wurden. Zu den technischen Herausforderungen für eine korrekte intravitale Bildgebung gehört die Fähigkeit, das Gewebe aus optischer Sicht zu erreichen und seine Isolierung von physiologischen (Atem-, Muskel- oder peristaltische Kontraktionen) oder mechanischen Drifts (Gewebezerstörung und -erweiterung nach einer Operation und Exposition gegenüber dem Mikroskopobjektiv sowie Temperatur- und Gefäß-/Sauerstoffstörungen) zu maximieren. Mikroskopische Drifts können die Fähigkeit, den Fokus über einen längeren Zeitraum zu halten, einschränken und Artefakte bei der Quantifizierung der Zellmotilität einführen. Eine Alternative, die für mehrere Gewebe validiert wurde, um diese technischen Schwierigkeiten zu reduzieren, besteht darin, an explantiertem Gewebe zu arbeiten, das in einem thermostatisierten und sauerstoffhaltigen Medium inkubiert wird. Problematisch kann jedoch eine vollständige Störung des Lymph- und Gefäßkreislaufs sein. Die intravitale Bildgebung des Schädelknochenmarks hat in dieser Hinsicht mehrere Vorteile. Erstens erfordert es nur minimale chirurgische Eingriffe. Zweitens ermöglicht die Dicke des Knochens in diesem Bereich die direkte Visualisierung von Knochenmarknischen ohne Abrieb, wodurch physiologische Störungen reduziert werden. Das medulläre Netzwerk kann im parasagittalen Bereich des Knochens abgebildet werden; Die Sinusoide sind jedoch im fronto-parietalen Bereich sichtbarer, wo die Knochenmatrix dünner ist ^12,14.

Intravitale Bildgebung beruht auf der Verfügbarkeit des genauesten Fluoreszenzreporters, der die interessierende Population markiert. Die In-vitro-Markierung der gereinigten Zellpopulation vor dem adoptiven Transfer führte zu einer wichtigen Charakterisierung der hämatopoetischen Stammzellnischen ¹⁵ oder der endothelialen Mikrodomänen des Knochenmarks, die die Tumortransplantation ^{begünstigen 16}, und lieferte mehrere grundlegende Beiträge zu Schlüsselkonzepten der Immunologie ¹⁷ . Dieser Ansatz erfordert jedoch in der Regel Hunderttausende von Zellen, um eine Chance zu haben, sie anschließend in vivo nachzuweisen. Dies könnte durch die hohe Mortalitätsrate nach der Färbung, die Verdünnung im ganzen Körper und die Veränderung des Aktivierungszustands erklärt werden, was zu einem verzerrten Homing führen könnte. Die endogene Markierung aus transgenen Maussystemen überwindet diese Einschränkungen erheblich und hat es ermöglicht, das Verhalten von endogenen Osteoblasten ⁸, Megakaryozyten ¹⁸ oder Untergruppen der myeloischen Linie ⁶ abzubilden. Dennoch muss man vorsichtig sein, wenn man die Spezifität des fluoreszierenden Reporters in der untersuchten Untergruppe betrachtet.

Die Csf1r-Gal4VP16/UAS-ECFP, genannt MacBlue Maus ¹, ist ein wertvolles transgenes System zur Untersuchung medullärer Monozyten mit Echtzeit-Bildgebung ⁶. Die intravenöse Injektion von Rhodamin-Dextran mit hohem Molekulargewicht unterscheidet das medulläre Parenchym vom vaskulären sinusoiden Netzwerk des Knochenmarks. Mit diesem Ansatz ist es möglich, das Verhalten der Monozyten in den verschiedenen medullären Kompartimenten in einem spezifischen physiopathologischen Kontext von Interesse zu verfolgen. Darüber hinaus schlagen wir eine zusätzliche Strategie vor, um die Dynamik von Monozyten mit der von Neutrophilen durch in vivo-Markierung mit einem spezifischen Antikörper zu vergleichen.

Protokoll

HINWEIS: Alle Experiment Protokolle wurden von der Französisch Tierversuche und Ethik-Kommission genehmigt und vom "Service Protection et Santé Animales, Environnement" mit der Nummer A-75-2065 validiert. Probengrößen werden so gewählt, um die Reproduzierbarkeit der Experimente zu gewährleisten und nach dem 3R tierischen Ethik Regulierung.

1. Herstellung der Mäuse

1. Anästhesie
   1. Für kurze Zeit der Bildgebung (weniger als 1 Stunde), betäuben die Maus mit einer intraperitonealen Injektion von 200 ul einer Kochsalzlösung mit Ketamin (100 mg / kg) und Xylazin (10 mg / kg).
   2. Alternativ kann für längere Zeitabbildung (bis zu 4 h), anaesthetize der Maus bei einer Inhalation von Isofluran 2,5% in einer 70/30 Mischung von O ₂ / N ₂ O, verdampft durch eine angepasste Maske.
   3. HINWEIS: Auf diese Weise sorgt für stabilere Bewusstlosigkeit und vermeidet Serien intraperitoneale Injektion von Drogen.
   4. Sobald die Maus betäubt, überprüfen Bewusstlosigkeit durch Stimulation der Fußsohle mit Zangen.
2. Gefäßfärbung / zusätzliche Färbung
   1. Für vaskuläre Färbung: intravenös injizieren in die Schwanzvene wurden 200 ul Rhodamin-Dextran (2 MDa, 10 mg / ml in Kochsalzpuffer).
   2. Für Neutrophilen-Färbung: injizieren 2 ug Ly6G-PE (Klon 1A8) in 100 ul Kochsalzlösung, intravenös in die Schwanzvene.
3. Immobilisierung
   1. Zur Immobilisierung, verwenden Sie eine maßgeschneiderte stereotaktischen Halterung an das Mikroskop und mit dem Narkosegas Inhalator angepasst.
      HINWEIS: Die stereotaktische Halter ist ein Metallträger mit zwei Metallplatte Klammern, von denen einer fest und der andere Wechsel und anpassungsfähig, um den Kopf des Tieres fest.
   2. Installieren Sie den Kopf der Maus zwischen den Halteplatten isoliert von Atembewegungen zu gewährleisten. Ziehen Sie die Ohren zwischen Halteplatten und den Kopf auf die sk streckenin. Prüfen Sie für die Stabilität und die Atmung Wohlbefinden der Tiere.
4. Entfernen Sie die Kopfhaut
   1. Vorsichtig mit 70% igem Ethanol, um das Haar von der Kopfhaut mit einem sterilen Applikators benetzen, Vermeidung von Kontakt mit den Augen.
   2. Schneiden Sie die Haut mit einer sterilen Schere und Zange, die Kopfhaut von der Rückwärts des Scheitelbein vollständig zu entfernen, um das Stirnbein. Fernhalten von bis zu 3 mm von Augen und Ohren, um umfangreiche Blutungen zu verhindern. Entfernen Sie die Abdeckung des Schädels (Knochenhaut) lockerem Bindegewebe. Waschen Sie die restlichen Haare mit warmem PBS getränkten Papiertuch.
5. Immersion-System einrichten
   1. Fügen Sie einen Gummiring von 18 mm Durchmesser mit chirurgischer Kleber direkt auf den Schädel mit einer kleinen Nadel zu Verteilung zu steuern. Kleben den gesamten Umfang des Gummirings, um das Auslaufen zu verhindern (30 & mgr; l ausreichend sein).
   2. Reinigen Sie den Schädel unter dem Ring ein letztes Mal mit PBS-getränkten Papiertuch und fügen Sie dann 37 ° C PBS für ein vollständiges Eintauchen derSchädel. Fügen Sie einen Tropfen 0,9% NaCl-Lösung oder bestimmte Augensalbe auf jedem Auge der Maus an Augentrockenheit zu vermeiden. Ziehen Sie den stereotaktischen Halterung im Rahmen des Ziels.
   3. Etwa positionieren Sie den Bereich mit dem Mikroskop Okular durch direkte Übertragung.

2. Zwei-Photonen-Imaging Acquisition

1. Verwenden einer Multiphotonen-Mikroskop in Verbindung mit einem Ti: Saphir-Kristall-Laser, der Impulse von 140fs NIR-Licht enthält, selektiv abstimmbar von 680 bis 1.080 nm und einen akusto-optischen Modulator für die Laserleistungssteuerung. Verwenden Sie eine Konfiguration mit 3 externen nichtdescannten Detektoren (NDD) mit einer Kombination von zwei dichroitischen Spiegel (565 nm und 690 nm), 565/610 und 500/550 Bandpassfilter (die gleichzeitige Aufnahme von 3 Fluoreszenzkanäle zu ermöglichen), und einen 485 Kurzpassfilter, mit einem Plan Achromat × 20 (NA = 1) Wasserimmersionsobjektiv.
2. Stellen Sie den Heizraum, gute homeothermy der ANAES ermöglichenthetized Maus.,
   HINWEIS: Temperatur vielleicht 1 Stunde eingestellt werden, bevor die Abbildung Sitzung für eine bessere Stabilität. In unserem Fall 32 ° C wurde gewählt, um eine optimale Körpertemperatur des anästhesierten Maus (36-37 ° C) erhalten und ist für bis zu 4 h gehalten. Diese Temperatur kann mit dem System verwendet (digital Sonde kann verwendet werden, um diesen Punkt zu überprüfen) angepasst werden. Darüber hinaus ist das verwendete Heizkammer dunkel / schwarz und deckt einen Teil des Systems (Ziele und motorisierten Platte) fremdlicht Kontamination zu vermeiden.
3. Schalten Sie das System
   1. Einschalten des Ti: Saphir-Laser, dann das gesamte Mikroskopsystem. Starten Sie die Erfassungssoftware. Stellen Sie den Laser-Wellenlängenbereich um 870 nm. Wählen Sie die entsprechende NDD für die Aufnahme.
      HINWEIS: In unserem Fall sind Erzeugung der zweiten Harmonischen (SHG) ¹⁹ und cyan fluoreszierende Protein (ECFP) durch die NDD nach 485 Kurzpassfilter detektiert. ECFP wird auch durch die NDD detektiert, nachdem die 500/550 Bandpaßfilter und Rhodamin-Dextran wird durch t detektierter NDD nach dem 565/610 Bandpassfilter.
4. Passen Akquisition Einstellungen
   1. Verwenden Sie die "Live-Akquisition" Imaging-Befehl der Software und mit dem Mikroskop Wege, stellen Sie den Fokus auf eine Region mit ECFP und Rhodamin-Signal. Eingestellt, die Laserleistung auf ein Minimum, um das beste Signal-zu-Rausch-Verhältnis bei minimalen Photoschäden zu erhalten.
      HINWEIS: Die Leistungseinstellung variiert je nach der Tiefe der Bereich von Interesse. Typischerweise werden die AOM-Einstellungen werden rund 20%, die eine Laserleistung über das Ziel um 15 mW repräsentiert gesetzt. Es ist besser, Gewinn Macht auf den PMTs erhöhen für jeden NDD an Photobleaching und Foto-Schaden zu reduzieren. Typische Erfassungseinstellungen einzigen Abtastung mit einem Pixelverweilzeit von 1,58 & mgr; s und einer Auflösung von 512 x 512 Pixeln mit einer 1,5 Vergrößerung.
5. Wählen Sie die Regionen von Interesse
   1. Sobald die Aufnahme Parameter eingestellt sind, verwenden Sie erneut die "live" Erwerb Befehl,und Erhebung des Gewebes, um eine gewünschte (x, y, z) der Wert in Echtzeit überwacht werden soll.
      HINWEIS: In der Regel haben wir uns für ein Feld sowohl vaskuläre und parenchymale Bereichen.
   2. Registrieren Sie das Feld mit der "Position" Softwarebefehl.
      ANMERKUNG: Dieser Befehl speichert x, y, z-Koordinaten der verschiedenen entfernten Bereichen.
   3. Wählen und registrieren zusätzliche Felder von Interesse (bis zu 3) nach dem gleichen Verfahren.
   4. Festlegen eines 3D-Z-Stapel mit dem "Z-Stapel" Softwarebefehl auf der ersten gespeicherten Position entsprechend der gewünschten Lautstärke mit gewählten Vergrößerung. Merken tieferen Position zuerst, und dann die höchste Position. Normalisieren Laserleistung mit der Tiefe.
      HINWEIS: Bei mehreren gleichzeitigen Feldabbildung, so erwerben wir 5 Scheiben von 3 & mgr; z-Schritte für jedes Feld getrennt werden, um ein Volumen von 12 & mgr; m Dicke zu erwerben. Diese Einstellungen werden auf die Art der Zelle untersucht angepasst werden.
6. Starten Erwerb
   1. Wählen Sie das220, Reihe "Software-Befehl und wählen Sie die Dauer des Zeitintervalls und die Anzahl der Zyklen der Zeit. Beginnen Sie Zeitraffer-Bildgebung nach dem Zeitablauf und Dauer, indem Sie die "Start-Experiment" Software-Befehl erforderlich.
      HINWEIS: In unserem Fall haben wir ein Volumen jeweils 30 s bei 60 Hz entspricht 30 min Echtzeit zu erwerben. Kleinere Zeitablauf durchgeführt, um schnelle Zellvoll in das Blutgefäß zu verfolgen. In diesem Fall dünner z-Stapels und nicht mehr als 2 verschiedenen Felder können gleichzeitig aufgezeichnet werden.
   2. Eine regelmäßige Überwachung der Einrichtung.
      1. Immer überwachen das Tier, um sicherzustellen, sie bewusstlos ist.
         HINWEIS: Schütteln der Whisker oder Beine des Tieres sind Indikatoren für die Wiederbelebung. Im Falle des Tieres Atmung ruckartig, kann die Menge von Isofluran leicht reduziert werden. Starke Gewebedrift während Akquisition ist ein Indikator für Maus Revival.
      2. Stellen Sie sicher, das Ziel richtig eingetaucht. Erneuern 37ºC PBS between zwei Akquisitionen (30 min).
         HINWEIS: Progressive Verschwinden des Signals während der Erfassung ist Indikator für die PBS Leckage.
7. Ende der Prozedur
   1. Wenn die benötigten Videos aufgezeichnet werden, das Tier einschläfern durch Genickbruch schnell vor Reanimation.
      HINWEIS: Wundheilung führt zur Bildung einer Kruste in 24 bis 48 h, was die Möglichkeit zur Längs- Bildgebung auszuführen begrenzt.

3. Datenanalyse

1. Driftkorrektur
   1. Verwenden Imaris Bitplane Software für 3D-automatische Verfolgung.
   2. Öffnen Sie die 3D-Bildfolge auf Imaris. Wählen Sie "Spot" Befehl ein, und erzeugen eine manuelle Spur (Mausklick + Shift) für alle Zeitpunkte für mindestens 4 verschiedene Ankerpunkte, möglichst homogen im Feld verteilt.
   3. Übernehmen Sie die Driftkorrektur mit dem Befehl "richtigen Drift" im Register "Bearbeitungsspur".
   4. Prüfen Sie, ob ter Qualität der Korrektur in x, y und z, um vor allem in Artefakt Schwanken zu vermeiden.
      HINWEIS: Wenn die Korrektur nicht zufrieden stellend, versuchen andere Ankerpunkte oder ausschließen das Video von der Analyse.
2. Zellverfolgung
   1. Verwenden Sie "add new spots" Befehl und wählen Sie "Spur-Spots im Laufe der Zeit" Algorithmus-Einstellung. Zum nächsten Schritt.
   2. Bewerben automatischen Zelltrackingverfahren entweder auf der gesamten interessierenden Kanal mit "Quellkanal" -Befehl. Gruppenobjekte (dh Zellen) Durchmesser bis 10 um. Zum nächsten Schritt.
      HINWEIS: Die Wahl wird auf die Unterscheidung zwischen Objekten und Spezifität des Messsignals abhängen. Kurz gesagt, ist die automatische Verfolgung im ganzen Kanal nur möglich, wenn erfasste Signal spezifisch für das Objekt von Interesse ist. Da sowohl SHG und ECFP werden von der NDD nach 485 Kurzpassfilter erkannt wird, wird Tracking präziser und effizienter mit dem ECFP Signals durch die NDD nach der 5 aufgenommen sein00/550 Bandpassfilter. Gruppierten oder dichtgepackten Objekte manuelle Auswahl der ähnlich wie in Schritt 3.1.2 einzelne Objekte erfordern.
   3. Wählen Sie "Qualität" Filtertyp können Sie den Schwellwert auf Verfolgung von unspezifischen Objekte ausschließen. Zum nächsten Schritt.
   4. Wählen Sie "Brownschen Algorithmus Motion" mit genauen Parameter "Max Abstand" und "Gap Größe" zwischen zwei Punkten. Bestätigen Track Generation.
   5. Sobald Spuren werden automatisch berechnet, "Spurdauer" Filtertyp auswählen, stellen Sie den Schwellenwert auf Spuren zu beseitigen kürzer als 120 Sekunden (die 4 Zeitpunkte).
   6. Obligatorisch: Nach dem automatischen Verfolgung, prüfen Sie die Qualität der Tracks.
      1. Rollen Sie die Zeitleiste, um zu überprüfen, dass die Objekte folgen Bahnverläufe. Wenn nicht, verwenden Sie die Optionen der Spur Punktkorrektur in der Registerkarte "Bearbeiten": Löschen Sie falsche oder unsachgemäße Spuren mit "Löschen" -Befehl (löschen jede Spur point einzeln mit dem Befehl "Trennen"). Wenn Track-Pfad unterbrochen ist, fügen fehlenden Zeitpunkten (Mausklick + Shift), wählen Sie alle Punkte auf einer bestimmten Spur, und verwenden Sie den Befehl "Verbinden" auf der Registerkarte "Track bearbeiten".
3. Quantifizierung Parameter
   1. Wählen Sie die Registerkarte "Statistik" im Befehl "Einstellungen", wählen Sie die dynamischen Parameter von Interesse in der Liste. Wählen Sie "Exportieren Sie alle Statistiken in Datei" Befehl und speichern Sie die Excel-Datei erzeugt.
      HINWEIS: Mehrere dynamische Parameter werden direkt aus der Software erhalten, wie Bahnlängen, momentane Geschwindigkeit, mittlere Geschwindigkeit und verfolgen Geradheit. Motilität Koeffizienten ^{6, 20} ermittelt werden kann, ist jedoch nicht direkt durch die Software zur Verfügung gestellt.
   2. Für jede Zelle berechnet den Mittelwert der Verschiebungen für jeden Zeitraum (& dgr; t) (bei einem 30 Sek Zeitrafferfilm, wird & dgr; t 30, 60, 90 Sekunden, usw. sein).Zur Erstellung der Mittelwert der quadratischen Verschiebung als eine Funktion des Zeitintervalls. Erhalten Motilität Koeffizienten durch Berechnen der Steigung des linearen Teils der Kurve.

Ergebnisse

Mäuseschädelstruktur bietet eine gute Gelegenheit, die Knochenmark Physiologie von Intravital Imaging studieren. Der Knochen dünn um den vorderen Scheitelbereich, ist es möglich, Zugang zur Mark Nischen ohne Abrieb des Knochens zu erhalten. 1 stellt eine breite 2D Bereich des Schädels eines MacBlue transgenen Maus. Die Knochenmatrix wird hauptsächlich aus Kollagen I leicht durch SHG ¹⁹ feststellbar. Injektion von Rhodamin-Dextran färbt die Gefäßnetz des Knochenmarks und ermöglicht die Identif...

Diskussion

Die kritischen Punkte der in vivo Bildgebung Methodik, um die Stabilität der Ausrichtung, um die Dauer der Bildgebung zu maximieren und das Risiko einer bakteriellen Kontamination und Entzündungen, die die Dynamik der entzündlichen Zellen auswirken können, zu minimieren gewährleisten. Imaging Schädelknochenmark folgt diese Ziele auf die Operation durchgeführt, um Zugang zu dem Knochenmark zu erhalten, ist minimal. Die Verwendung von sterilem Material und Antiseptika ist wichtig, um das Risiko von Infekti...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Ketamin	Merial		100 mg/ml, Anästhetikum
Xylazin	Bayer HealthCare		10 mg/ml, Anästhetikum
Isofluran	Baxter		2,5%, Anästhetikum
O2/NO2			70/30 Gemisch, Anästhetikum
Rhodamin-Dextran	Invitrogen		2 MDa, 10 mg/ml, Gefäßfärbung
Ly6G-PE	Becton-Dickinson-Klon		1A8, Neutrophilenfärbung
Stereotaktischer Halter	Hausgemachte		Chirurgie
Ethanol 70%			Chirurgie
Sterile Scheren- und Zangenchirurgie
Gummiring			18 mm Durchmesser, Chirurgie
Glubran 2	Queryo Medizin		Chirurgischer Kleber, Fixierung von Gummiringen
Kleine Nadeln	Terumo		Chirurgie
Zeiss LSM 710 NLO Multiphotonenmikroskop	Carl Zeiss		Mikroskop
Ti: Saphirkristall-Laser	Coherent Chameleon Ultra		140 fsec Pulse von NIR-Licht
Zen 2010	Carl Zeiss		Acquisition Software
Imaris Bitplane	Bitplane-Analysesoftware		, automatisches 3D-Tracking
PBS 1X	D. Dutscher-Chirurgie
Thermostatkammer	Carl Zeiss		Intravital-Bildgebung