Method Article

Eines mikrofluidischen Chips für ICPMS Probenaufgabe

DOI:

10.3791/52525

⸱

March 5th, 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Applied Biosciences, ETH Zurich

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wir präsentieren eine diskrete Tröpfchen Probeneinführungssystem für induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS). Es basiert auf einem günstigen und Einweg-Mikrofluidik-Chip, hochmonodispersen Tröpfchen von 90 bis 7000 Hz erzeugt in einem Größenbereich von 40 bis 60 & mgr; m bei Frequenzen basiert.

Abstract

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Dieses Protokoll beschreibt die Herstellung und Verwendung einer Einweg kostengünstige Mikrofluid-Chip als Probeneinführungssystem für induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS). Der Chip erzeugt monodisperse wässrige Probentröpfchen in Perfluorhexan (PFH). Größe und Frequenz der wässrigen Tröpfchen im Bereich von 40 bis 60 & mgr; m und von 90 bis 7000 Hz verändert werden kann, auf. Die Tröpfchen werden von dem Chip mit einem zweiten Strom von PFH ausgeworfen und während der Ausstoß intakt bleiben. Ein speziell angefertigten Desolvatation System entfernt den PFH und transportiert die Tröpfchen in den ICPMS. Dabei können sehr stabile Signale mit einem schmalen Intensitätsverteilung gemessen werden und zeigt die Monodispersität der Tröpfchen. Wir zeigen, daß das Einführungssystem kann verwendet werden, um quantitativ Eisen im einzelnen roten Rinderblutzellen. In Zukunft kann die Fähigkeiten der Einführungsvorrichtung leicht durch die Integration zusätzlicher mikrofluidische Module erweitert werden.

Introduction

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Die Elementaranalyse von flüssigen Proben durch induktiv gekoppelte Plasma-Massenspektrometrie (ICP-MS) wird üblicherweise unter Verwendung von Zerstäubern mit Sprühkammern als Einführungssystem 1 durchgeführt in Kombination. In diesem Probeneinführungssystem wird die Probe durch einen Zerstäuber gesprüht, um eine polydisperse Aerosol zu erzeugen. Ein nachgeschalteter Sprühkammer wird verwendet, um herauszufiltern, große Tropfen. Diese Methode wird mit hohem Probenverbrauch (> 0,3 ml min -1) 2 und einer unvollständigen Probentransport verbunden. Somit wird es unpraktisch für Anwendungen, bei denen nur Mikroliter Probenmengen zur Verfügung stehen, wie in biologischen, Forensik, toxikologische und klinische Studien 3. Um das Beispiel Verbrauch zu reduzieren, wurden Vernebler mit kleineren Düsenabmessungen entwickelt 3. Allerdings erhöht die reduzierte Düsengröße das Risiko von Verstopfungen, wenn die Proben von unverdauten biologischen Flüssigkeiten oder konzentrierten Salzlösungen müssen analysiert werden 3.

Ein anderer Ansatz für die Probenaufgabe wurde von Olesik et al. 4 vorgeschlagen. Die Autoren injiziert einer Flüssigkeit in ICP-MS in Form monodisperser diskrete Mikrotröpfchen, die von einer piezoelektrisch angetriebenen Mikropumpe hergestellt. Auch wenn dieses System nicht sehr breite Anwendung finden, leitete sie die Weiterentwicklung des Konzepts der diskreten Tröpfchen Einführung in ICPMS. Heute piezoelektrisch angetriebenen Abgabesysteme, die Tröpfchen in der Größe von 30, 50, 70 und 100 & mgr; m und bei Frequenzen von 100-2000 Hz erzeugen kann, können erworben werden. Die Tröpfchen können in ICP-MS mit nahezu 100% Effizienz 5 transportiert werden. Diese Mikrotröpfchen Spender haben zur quantitativen Messung einzelner Nanopartikel 5,6 sowie die Charakterisierung einzelner biologischer Zellen 7 angewendet. Ein ähnliches System, basierend auf die thermische Tintenstrahltechnologie 8 wurde für die Analyse von biologischen Proben 9 getestet. Obwohl der avaiLabel einzelnen Tröpfchens Einführung Systeme sind sehr effizient, kann für kleine Probenvolumina verwendet werden und sind vielversprechend für die Analyse von Nanopartikeln und Zellen, haben sie einige Einschränkungen. Bei einer festen Düsengröße kann die Tröpfchengröße nur geringfügig verändert werden (es sei denn, die benutzerdefinierten Einstellungen werden verwendet, 10). Veränderungen der physikalischen Eigenschaften der Flüssigkeit (pH-Wert, Salzgehalt) kann die Tröpfchen Eigenschaften (Größe, Einspritzgeschwindigkeit) zu ändern. Auch sind diese Vorrichtungen relativ teuer, anfällig für Verstopfungen und sind schwer zu reinigen.

Ein anderes Verfahren, um Tröpfchen zu erzeugen, ist im Bereich der Tröpfchen Mikrofluidik 11 bekannt. In den letzten Jahren hat Tröpfchen Mikrofluidik Interesse für (bio-) chemische Reaktionen 12 bis 15 und für die Einzelzellstudien 16,17 gewonnen. Zusätzlich wurde diese Technik zur Einführung Proben in Elektrospray-Ionisation Massenspektrometrie 18,19 und zur Herstellung von Proben in Matrix-unterstützte Laser-Desorption / ionizatio angewendetn Massenspektrometrie 20,21.

Vor kurzem haben wir eine mikrofluidische basiertes System für die Probenaufgabe in ICPMS 22. Die Schlüsselkomponente unserer Einführungssystem ist die Flüssigkeit unterstützt Tröpfchenausstoß (LADE) Chip. Dieser Chip ist vollständig aus Poly (dimethylsiloxan) (PDMS). In dem ersten Kanal-Sperrschicht fließen Fokussierung verwendet wird, um monodisperse Tröpfchen einer wässrigen Probelösung (Figur 1) zu erzeugen. Dazu wird die hohe Volatilität (Siedepunkt von 58-60 ° C 23) und nicht mischbare Trägerphase Perfluorhexan (PFH) verwendet (Abbildung 1). Diese PFH Eigenschaften ermöglichen eine stabile Tropfenerzeugung und schnelle Entfernung der Trägerphase. Die Eigenschaften der Probenflüssigkeit Einfluß dieser Generation Verfahren weniger, im Vergleich zu anderen Tröpfchengeneratoren. Die Tröpfchengröße ist über einen weiten Bereich einstellbar durch Veränderung der Durchsätze der wässrigen Phase und der PFH. In einem nachgeschalteten NEBENTy Kreuzung weiter PFH wird zugegeben, um die Fließgeschwindigkeit von mindestens 1 m sec -1 zu erhöhen. Bei dieser Geschwindigkeit kann die Flüssigkeit aus dem Chip in einer stabilen und geraden Strahl (1) ohne Tröpfchen Zerstörung (Abbildung 1 Einschub) ausgeworfen. Das Double-Junction-Design ermöglicht die Steuerung der Strahlstabilität unabhängig von der Tropfenerzeugung. Die Tröpfchen werden an den ICP-MS mit einem kundenTransportSystem transportiert. Dieses System besteht aus einem Fallrohr und eine Membran desolvator die PFH entfernen. Die getrockneten Rückstände der wßrigen Tröpfchen werden anschließend in dem Plasma der ICP-MS und einem Massendetektor misst die Ionen ionisiert. Der vordere Teil des Chips ist tonnenförmig, um eine enge Verbindung mit der Tröpfchentransportsystem zu gewährleisten. Das Ausstoßen der wässrigen Probe in Form von Tröpfchen in PFH ist vorteilhaft, weil der Kontakt mit der Düse vermieden wird. Dies erhöht das Risiko der Düsenverstopfung, was ein Problem beim Arbeiten mit Zellsuspensionen oder Co sein kann, senkt erheblichncentrated Salzlösungen. Die LADE-Chips, von PDMS hergestellt Softlithographie, sind billig (Materialkosten ca. $ 2 pro Chip), Einweg- und einfach zu verändern. In Verbindung mit der Herstellung, die nur einen geringen Anteil an Handarbeit erfordern, können jedes Experiment mit einem neuen Chip durchgeführt werden. Daher wird eine aufwendige Reinigung nicht erforderlich und Kreuzkontamination minimiert wird.

Hier wird die Herstellung des LADE-Chip von Softlithographie und ihre Anwendung für ICPMS beschrieben. Beispiele von Messungen mit einer wässrigen Lösung und einer Zellsuspension werden vorgestellt.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. SU-8 Master-Fabrication (Abbildung 2)

HINWEIS: Führen Sie die Fertigung der SU-8 Master-Formen in einem Reinraum, um Mängel, die durch Staubpartikel zu verhindern. Zwei Wafer für die Herstellung, ein Wafer mit mikrofluidischen Eigenschaften und eine ohne benötigt.

  1. Bereiten Sie die Stammformen für die Mikrofluid-Chip. Zuerst an eine Haftschicht auf dem Siliciumwafer.
    1. Dehydrieren eines Silizium-Wafers für 10 min bei 200 ° C. Kühlen Sie die Wafer auf RT und laden Sie es auf, um eine Lackschleuder und Schleuderbeschichtung mit SU-8 2002 mit dem folgenden Protokoll.
    2. Dispense ca. 3 ml wider auf den Wafer.
    3. Drehen Sie das Wafer bei 500 Upm für 10 Sekunden, um sich auszubreiten des Resists über den gesamten Wafer.
    4. Spin den Wafer bei 2000 Upm für 30 sec, um eine Resisthöhe von ungefähr 2 & mgr; m zu erzielen.
  2. Entfernen überschüssigen Resist vom Rand des Wafers mit einem Aceton getränkten Tupfer, um zu verhindern,Aufkleben des Wafers auf der heißen Platte in dem nächsten Schritt. Backen Sie den Wafer für 60 Sekunden bei 95 ° C auf einer Heizplatte.
  3. Setzen Sie den gesamten Wafer mit ultraviolettem Licht (80 mJ / cm 2 bei 365 nm). Post-Bake dem Wafer für 120 Sekunden auf 95 ° C.
  4. Kühle das Wafer nach unten und unmittelbar Schleuderbeschichtung des Wafers wieder mit dem folgenden Protokoll für SU-8 2050:
    1. Drehen Sie das Wafer bei 100 Upm für 20 s (verzichten bei diesem Schritt ca. 3 ml SU-8 wider).
    2. Drehen Sie das Wafer bei 500 Upm für 10 Sekunden, um sich auszubreiten des Resists über den gesamten Wafer.
    3. Spin der Wafer bei 3250 Upm für 30 sec, was zu einer Resistdicke von etwa 40 um.
  5. Auch überschüssiges wider vom Rand des Wafers mit einem Aceton getränkten Tupfer und Weichbacken der Wafer auf einer heißen Platte für 180 s bei 65 ° C und 360 s bei 95 ° C.
  6. Bereiten Sie die Fotomaske von sticking es zu einem Kalk-Natron-Glas. Abbildung 3 zeigt das Maskendesign. Verwenden Sie einen Mask Aligner zu entlarven mit UV-Licht (160 mJ / cm 2, gemessen bei 365 nm) durch die vorbereitete Maske des Resists. Backen der belichteten Wafer wieder auf einer Heizplatte für 60 Sekunden bei 65 ° C und 360 s bei 95 ° C.
  7. Nach dem Abkühlen des Wafers auf RT, tauchen Sie sie in einem Glaspetrischale mit Entwickler gefüllt für 5 min zur Entwicklung des Resists. Rühren Sie vorsichtig die Petrischale zu unbelichteten SU-8 zu entfernen. Mit Isopropanol spülen Wafer und blasen sie trocken mit einem Stickstoff-Pistole.
  8. Untersuchen Sie die Wafer unter dem Mikroskop. Bei unbebauten wider Überreste von den Funktionen, die Entwicklung der Wafer wieder für ein paar Minuten, wie in Schritt 1.7 beschrieben.
  9. Eventuell verbleibenden Lösungsmittel durch Backen der Waffeln für 2 Stunden bei 200 ° C. Überprüfen Sie die Höhe der Merkmale mit einem Schritt-Profiler. Falls die gemessene Höhe nicht der gewünschten Höhe beginnen mit diesem protocol wieder und passen die Schleuderdrehzahl in Schritt 1.1.4.
  10. Um ein Verkleben der PDMS zum Wafer verhindern silanisiert ist, indem es in Exsikkator zusammen mit 50 ul 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane in einem kleinen Porzellanschale. Reduzieren Sie den Druck im Exsikkator bis 100 mbar und Inkubation des Wafers 12 Stunden.
    1. Für die Blindteile PDMS silanisieren weiteres Siliziumwafer unter Verwendung des Verfahrens von Schritt 1.10. Um Zeit zu silanisieren gleichzeitig in einem einzigen Exsikkator sparen beide Wafer.

2. LADE Chipfertigungs

HINWEIS: Der LADE-Chip aus zwei PDMS Stücke, die miteinander durch Verklebung 24 verbunden sind, hergestellt. Der erste Teil enthält die mikrofluidische Funktionen. Der andere Teil ist flach und verwendet werden, um die Kanäle zu verschließen. Miteinander verbunden sind, die runde Form notwendig, den Chip mit der Tröpfchentransportsystem-Schnittstelle bilden sie. Hier ist die Herstellung vondie beiden Teile und deren Bindung beschrieben. Alle Verfahrensschritte sind in Abbildung 4 dargestellt.

  1. Vorbereitung 44 g PDMS, indem man 40 g des Prepolymers mit 4 g des PDMS Härter (dies führt zu bis zu 6 Chips). Entgasen Sie die PDMS im Exsikkator bis es blasenfrei ist (dies wird ca. 20 Minuten dauern).
  2. Replica Form der strukturierten Hälften.
    1. Legen Sie die Gussform auf der Oberseite des Wafers und lassen Sie sie einrasten mit den Führungsstrukturen rund um die Gestaltung (siehe Abbildung 5). Überspringen Sie das Einrasten der flachen PDMS halbieren.
    2. Gießen Sie ca. 3 bis 4 g der entgasten PDMS in der Gussform und legen Sie sie für 6 Minuten auf einer Heizplatte bei 150 ° C. Kühlen Sie sich die gehärteten PDMS in der Gussform und heben Sie die Gießform Wafer mit einem Spatel.
    3. Um jegliche Verunreinigung der mikrofluidischen Kanälen verhindern decken die Seite des Chips, die zuvor in Kontakt war with des Wafers mit Klebeband. Schneiden Sie vorsichtig das Band entlang der Kante des PDMS Teil um überschüssige PDMS zu entfernen.
  3. Zur Herstellung der flachen PDMS Hälften wiederholen Sie die oben genannten Schritte 2.2.1 bis 2.2.3 mit dem Rohling silanisierte Wafer.
  4. Peel des Bandes und Punch Fluidanschlussöffnungen in die strukturierte Hälften mit einer Biopsie Locher. Schützen Sie die Strukturen mit Klebeband während der Lagerung.
  5. Bindung der PDMS Teile zusammen durch Kleben mit den PDMS Härter 24.
    1. Nehmen Sie einen unbehandelten Siliciumwafer und Spin Mantel mit PDMS Härter für 30 sec bei 6000 Umdrehungen pro Minute. Nehmen Sie die Fladen aus dem Spin-Coater.
    2. Entfernen Sie das Klebeband von den strukturierten Hälften und legen Sie sie mit den Strukturen nach unten auf den Wafer. Drücken Sie vorsichtig oben auf den PDMS, um Luftblasen zu entfernen.
    3. Entfernen Sie das Klebeband von den leeren PDMS Hälften. Werfen Sie einen strukturierten Hälfte aus dem Wafer und von Hand auf der Oberseite des flachen PDMS Hälfte ausrichten. Drücken Sie vorsichtig dietrennen zusammen, um Luftblasen zu entfernen und lassen Sie den montierten Chip Heilung für 24 Stunden bei Raumtemperatur. Die Teile zusammen Drücken Sie nicht mit Gewalt, da dies kann dazu führen, die Kanäle zu kollabieren.
  6. Schneiden Sie die Spitze des Chips entlang der Markierungslinie orthogonal zur Düsenkanal mit einem Messer, um die Austrittsdüse öffnen. Verwenden einer Ausrichtungsvorrichtung, um einen geraden Schnitt, der für einen geraden Flüssigkeitsausstoß erforderlich ist zu gewährleisten. Untersuchen Sie den Chip unter dem Mikroskop auf Defekte in den mikrofluidischen Kanälen und Staubpartikel. Setzen eines Bandes über die Einlasslöcher, um die Chips während der Lagerung zu schützen.
  7. Schließen Sie eine Woulff'sche Flasche mit Schlauch an einem trockenen Stickstoffquelle und für alle Eingänge des LADE-Chip. Kaution 50 ul von 1 H, 1 H, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane am unteren Rand der Woulff'sche Flasche und schließen.
  8. Silanisieren die mikrofluidischen Kanälen durch Spülen aller Kanäle für 20 min mit dem Stickstoffstrom, der 1 H, 1 H- , 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane bei einer Fließgeschwindigkeit von etwa 1 ml / sec. Die Chips sind bereit für Experimente und für mindestens mehrere Wochen lang bei RT gelagert werden.

3. Vorbereitung Mess- / Droplet Transport System

HINWEIS: Baue die gesamte Tröpfchentransportsystem auf einer optischen Tisch, da es notwendig ist, um eine stabile Tragkonstruktion für den Aufbau zu konstruieren. Ein Schema des gesamten Tröpfchentransportsystem ist in Abbildung 6 dargestellt.

  1. Installieren einer angepaßten Zyklon-Poly (methylmethacrylat) (PMMA) Adapter mit einer 50 cm befestigt Edelstahlrohr vertikal. Schließen Sie den Adapter an eine Heliumquelle mit einem Massendurchflussregler. Bringen Sie eine (schnelle) Kamera und eine Lampe an den Adapter an den gegenüberliegenden Stellen für Tröpfchen Visualisierung.
  2. Platzieren einer Heizpatrone in der Mitte des Stahlrohrs und mit Poly (vinylchlorid) (PVC) Rohrleitung und einem Rohr LegrisVerbinder, um das Ende des Stahlrohrs mit dem Einlaß der Membran desolvator verbinden.
  3. Verbinden des Auslasses des desolvator mit weiteren PVC-Schlauch zu einer laminaren Strömung Adapter, der direkt mit dem ICP-MS Einlass verbunden ist. Verbinden der laminaren Strömung Adapter an einer Argonquelle mit einem Massendurchflussregler und später verwenden, um Argon beigemischt werden, um einen stabilen Betriebszustand zu erreichen.
  4. Richten Sie den Adapter als auch die vertikalen Stahlrohr mit einer Wasserwaage. Wenn die Ausrichtung nicht korrekt ist, kann es zu erheblichen Verlusten von Tröpfchen führt. Setzen Sie einen Stecker in den Adapter Gase austreten während des Systemaufwärmzeit zu verhindern.
  5. Starten Sie alle oben genannten Gasströme und Geräte mit den Einstellungen aus der Tabelle 1. Lassen Sie das System zum Aufwärmen 15 min. Die Heizpatrone muss 2 Stunden zur Stabilisierung der Temperatur, schalten Sie es im Voraus.
  6. Legen Sie die Spritzenpumpen auf einem Gestell auf der Höhe der Zyklon-Helium-Adapter. Halten Sie den Abstand zwischen derSpritzenpumpen und der Adapter so kurz wie möglich.

4. Messungen

HINWEIS: Das folgende Protokoll ist allgemein wegen der Vielfalt von Lösungen und Suspensionen, die verwendet werden können, geschrieben. Jedoch sollten die Zellsuspensionen in einer Konzentration von <1 x 10 7 Zellen / ml, wenn Einzelzellanalyse durchgeführt wird, verdünnt werden, um sicherzustellen, dass die Mehrheit der Tropfen zu lediglich einer Zelle. Für Messungen mit Zellen setzen die Spritzenpumpen in einem Winkel, so dass der Auslass der Spritze nach unten zeigen und die Rohrleitung zu installieren in einer Weise, dass sie nach unten weisen.

  1. Befestigen Sie Schlauch an den Spritzen. Last zwei 5 ml Spritzen mit Perfluorhexan und eine 1 ml-Spritze mit einer Probenlösung oder Suspension. Entfernen Sie alle Luftblasen in den Spritzen und Schläuche eingeklemmt.
  2. Installieren Sie die Spritze in eine Spritzenpumpe und schließen Sie sie an den Eingängen des Chips. Starten Sie die Spritzenpumpen über die Starteinstellungen vonTabelle 1 (oder höhere Durchflussraten). Geben Sie den Ströme 3 bis 5 min zu stabilisieren.
    1. Entfernen überschüssiger Flüssigkeit von der Spitze des Chips mit einem Gewebe. Die Flüssigkeiten sollten nun von der Chip Auswerfen der Luftstrahl. Wenn ein geraden Auswurf nicht durch Abwischen mit einem Gewebe erreicht werden ersetzen Sie den Chip und von vorn beginnen zu diesem Schritt.
  3. Ziehen Sie den Stecker aus dem Adapter und den Chip in den Adapter vorsichtig einführen. Schmieren Sie den Chip mit FC-40, wenn nötig. Ein Chip kann für mindestens 2 h Experimente eingesetzt werden.
  4. Ändern Sie die Durchflussrate innerhalb der empfohlenen Messeinstellungen aus Tabelle 1 sein. Niedrigere Durchflussrate der PFH spart nicht nur PFH sondern reduziert auch Signaluntergrund, durch isobare Interferenzen verursacht.
  5. Geben Sie dem System 2-5 min zu stabilisieren (abhängig von der gewählten Durchflussmengen). Optimieren Sie die ICP-MS für die höchste Signalintensität der interessierenden Analyten.
    1. Nacheinander die Ströme von allen g einstellenAses auf den Massendurchflussregler (siehe die empfohlenen Bereiche in Tabelle 1), bis die maximale Signalintensität der Analyten erreicht. Tune die Plasmaleistung und die Fokussierlinse Spannungen (entsprechend dem vom Hersteller empfohlenen Bereiche) an den ICP-MS in der gleichen Weise.
  6. Festlegen der ICPMS um eine Verweilzeit von 10 msec (um die ICP-MS angewandt, kann aber mit anderen Instrumenten angepasst werden, um eine zeitaufgelöste Erfassung zu gewährleisten). Starten Sie die Aufnahme des Signals eines bestimmten m / z mit dem Protokoll des Herstellers.
  7. Nach der Messung übertragen die Rohdaten an Datenanalyseprogramm zur Auswertung. Bin die Daten, in Counts vorgegeben pro 10 msec, mit einem eingebauten-in-Funktion und Handlung resultierenden bin Zentrum Werte gegen zählt. Setzen Sie jede Spitze im Histogramm aufgetragen Häufigkeitsverteilung mit einer Gauss-Funktion. Der Mittelwert und die sigma der Passung stellen die mittlere Signalintensität und die Standardabweichung sind.

5. Kalibrierung Konzept

  1. Messen Sie ein Einzel- oder Mehrelementstandardlösung, die das Element oder die Elemente von Interesse an den gleichen Flussraten wie die Probe.
  2. Legen Sie eine LADE-Chip in einer Petrischale auf einem Mikroskop. Für eine bessere Bildqualität mit einem unrunden Chip. Herzustellen diesen Chip, wie in Schritt 2 beschrieben, aber unter Verwendung einer einfachen rechteckigen Gussform anstelle des teilweise runden förmigen.
  3. Führen Sie die Schritte 4.1 bis 4.2.1, um die Tropfenerzeugung zu beginnen. Stellen Sie die Durchflussmengen, um die Durchflussmengen in Schritt 5.1 verwendet.
  4. Aufzeichnung von Bildern der wässrigen Tröpfchen mit einer Hochgeschwindigkeitskamera mit einem Mikroskop (20fach-Objektiv) befestigt. Verwenden Sie eine Bildverarbeitungssoftware wie der Tröpfchen Morphometrie und Geschwindigkeitsmessung Software Basu 25, um die durchschnittliche Tröpfchendurchmesser von den Aufnahmen zu erhalten.
  5. Verwenden mittlere Tropfendurchmesser, um das Tropfenvolumen zu berechnen, vorausgesetzt, die Tröpfchen ist ein kugelförmiges Objekt.
    1. Von diesem Volumen und der kneigenen Konzentration eines Analyten in der Tröpfchen Berechnung der Anzahl der entsprechenden Atome. Dividieren der Anzahl der gemessenen Ionen pro Tröpfchen von der Anzahl der Atome, die Nachweiseffizienz zu erhalten. Verwenden dieses Detektionseffizienz, um die Anzahl von Atomen in einer unbekannten Probe zu berechnen.
      Anmerkung: Da die Schwankungen zwischen einzelnen Chips sind kleiner 22 ist es nicht erforderlich, die Messung der Tröpfchengröße für jeden Chip oder Lösung zu wiederholen, wenn die Flussraten gleich bleiben. Eine Liste der Tröpfchengrößen und Frequenzen entsprechend den spezifischen Strömungsraten durch Verboket et al. Veröffentlicht 22.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das vorgestellte System kann verwendet werden, um kleine Volumina von Lösungen oder Suspensionen, die Zellen oder Nanopartikel zu messen. Beispiele einer Messung einer Standardlösung und Charakterisierung von Einzelzellen werden hier gezeigt. Weitere Beispiele finden Sie in Verboket et al. 22 gefunden werden.

Typischerweise ist das Signal eines einzelnen Tröpfchen einer Lösung ist eine sehr kurze Ereignis. Es dauert in der Regel einige 100 & mgr; s 26. Mit ...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obwohl die Herstellung der Chips ist sehr zuverlässig sind einige kritische Punkte bei der Herstellung, die besondere Aufmerksamkeit erfordern. Erstens ist die Sauberkeit bei der Montage sehr wichtig, um eine Kontamination des Chips durch Staub zu verhindern. Der Staub kann die Kanäle zu blockieren und verhindern eine stabile Tropfenerzeugung. Zweitens, ist es besonders wichtig, dass die Spitze senkrecht zur Düsenkanal geschnitten wird. Der Winkel des Schnittes beeinflusst stark die Ausstoßwinkel. Wenn die Flüssigkeit i...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Arbeit wurde vom Europäischen Forschungsrat (ERC Starting Grant nμLIPIDS, Nr. 203428) und der ETH Zürich (Projektnummer: ETH-49 12-2) unterstützt. Die Autoren dieses Manuskripts danken Bodo Hattendorf für die Hilfe bei der ICP-MS und F. Kurth für die Zellzählung. Die Autoren danken auch Christoph Bärtschi und Roland Mäder für ihre Unterstützung beim Aufbau des mechanischen Aufbaus. Die Reinraumanlage FIRST an der ETH Zürich ist für ihre Unterstützung in der Mikrofabrikation anerkannt.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Siliziumwafer 100 mmSi-Mat (Kaufering, Deutschland)
SU-8 2002Microchem Corp. (Massachusetts, USA)
SU-8 2050Microchem Corp. (Massachusetts, USA)
AcetonMerk VWR (Darmstadt, Deutschland)100014
MR-Entwickler 600Microresist Technology GmbH (Berlin, Deutschland)Isopropanol
Merk VWR (Darmstadt, Deutschland)109634
1H,1H,2H2H-perfluordecyltrichlorsilanABCR-Chemicals (Karlsruhe, Deutschland)AB111155
Sylgard 184 Silikonelastomer-Kit (PDMS)Dow Corning (Michigan, USA)39100000
Perfluorhexan 99%Sigma-Aldrich (Missouri, USA)
FC-40ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Deutschland)AB103511
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung Life Technologies (Paisley, Großbritannien) 10010-015
Rote Blutkörperchen in phosphatgepufferter KochsalzlösungRockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, USA) R400-0100
Einzelelement-Standardlösungen Na, FeInorganic Ventures (Virginia, USA)
Multielement-Standardlösung Merck Millipore (Massachusetts, USA)
SalpetersäureUnterkochtes
ultrahochreines WasserMerck Millipore (Massachusetts, USA)
Heizplatte HP 160 III BMSawatec (Sax, Schweiz)für die Wafervorbereitung
Spin-Module SM 180 BMSawatec (Sax, Schweiz)für die Wafervorbereitung
Hochauflösende Film-FotomaskeMicrolitho (Essex, U.K.)
Stufenprofiler Dektak XT advancedBruker  (Massachusetts, USA)
Heizplatte MR 3002Heidolph (Schwabach, Deutschland)verwendet für Nachbau 
1,5-mm-Biopsie-StanzerMiltex (Pennsylvania, USA)33-31AA/33-31A
Spin-Coater  WS-400 BZ-6NPP/LITELaurell (Pennsylvania, USA)zum Verkleben von
Spritzenpumpe neMESYSCetoni (Korbussen, Deutschland)
1 ml Spritze Codan (Lensahn, Deutschland) 62.1002
5 ml Spritze B. Braun (Melsungen, Deutschland) 4606051V
PTFE-SchlauchPKM SA (Lyss, Schweiz) PTFE-AWG-TFT20. N
Quadrupol-basiertes ICPMS ELAN6000PerkinElmer (Massachusetts, USA) 
Membran-Desolvator CETAC6000AT+CETAC Technologies (Nebraska, USA) Es wird nur die Desolvatoreinheit verwendet
Hochgeschwindigkeitskamera Miro M110Vision Research (New Jersey, U.S.A.)
Datenanalyseprogramm Origin proOriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.)Version 8.6
MikroskopOlympus (Tokio, Japan)IX71
281042IV

References

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