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Methodenartikel

Zunehmende Lungenarterie Pulsatile Flow verbessert hypoxische Lungenbluthochdruck in Ferkel

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DOI:

10.3791/52571

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11. Mai 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Medicine, Pulmonary Hypertension Research Group (CRIUCPQ), Laval University, 2Institut National de la Recherche Agronomique, 3Université Diderot Paris, Sorbonne Paris Cité, 4Hôpital Lariboisière, Physiologie clinique Explorations Fonctionnelles, 5INSERM U 965, 6Service de Cardiologie, Centre Hospitalier Universitaire Tours

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Pulmonale Hypertonie ist mit einer signifikanten Verringerung der Pulsatilität, Kontraktilität und Elastizität der Lungenarterie verbunden, was zu einer Erhöhung des Lungenarteriendrucks und des Lungenwiderstands beiträgt. Unter Verwendung eines hypoxischen Ferkelmodells konnte in dieser Studie gezeigt werden, dass die Verbesserung der Plastizität der Lungenarterie mit einem neu entwickelten pulsierenden Katheter die hypoxische pulmonale Hypertonie verbessert.

Zusammenfassung

Pulmonale arterielle Hypertonie (PAH) ist eine Krankheit, die distalen Lungenarterien (PA). Diese Arterien sind deformiert, was zu Rechtsherzversagen. Aktuelle Behandlungen sind begrenzt. Physiologisch ist pulsierenden Blutstrom nachteilig auf das Gefäßsystem. Als Reaktion auf die anhaltende pulsatile Stress, Gefäße frei Stickstoffmonoxid (NO), um Vasodilatation zum Selbstschutz zu induzieren. Basierend auf dieser Beobachtung wurde in dieser Studie entwickelt ein Protokoll zu beurteilen, ob eine künstliche Lungen pulsierenden Blutstrom könnte eine NO abhängige Abnahme des Lungenarteriendrucks zu induzieren. Eine Gruppe der Ferkel wurde 3 Wochen chronischer Hypoxie ausgesetzt und im Vergleich zu einer Kontrollgruppe von Ferkeln. Einmal in der Woche, unterzog die Ferkel Echokardiographie zur PAH Schwere zu beurteilen. Am Ende der Hypoxie Belichtung wurden die Ferkel auf eine pulsatile Protokoll unter Verwendung einer pulsierenden Katheter unterzogen. Nachdem sie betäubt und für die Operation vorbereitet, die Drosselvene Ferkels isoliert und das catheter wurde durch das rechte Atrium, den rechten Ventrikel und die Lungenarterie, unter Durchleuchtungskontrolle eingebracht. Lungenarteriendruck (PAP) wurde vor (T0) unmittelbar nach (T1) und 30 Minuten nach (T2) des Pulsprotokolls gemessen. Es wurde gezeigt, dass diese pulsatile Protokoll ist ein sicheres und effizientes Verfahren zur Induktion einer signifikanten Reduktion des mittleren PAP über eine NO-abhängigen Mechanismus. Diese Daten eröffnet neue Wege für die klinische Behandlung von PAH.

Einleitung

Pulmonale arterielle Hypertonie ist eine lebensbedrohliche Erkrankung des Lungengefäßsystems. Einigkeit besteht in dem Gebiet, die ein Ungleichgewicht zwischen einer Erhöhung der Vasokonstriktoren (Endothelin, Serotonin) und eine Abnahme der Vasodilatatoren (NO, Prostazyklin) trägt zur Entwicklung der PAH. Im Laufe der Zeit entwickelt sich diese Pro-Eingrenzungs Phänotyp in einen Komplex pro-proliferative und anti-apoptotischen Phänotyp, die zur Entwicklung von vaskulären Läsionen 1.

Längerer Einwirkung von Vasokonstriktoren führt zu einer signifikanten und anhaltenden Erhöhung der [Ca 2+] i in Pulmonalarterie glatten Muskelzellen, wodurch die Aktivierung mehrerer Calcium-regulierten Transkriptionsfaktoren, wie NFAT 2-4, Förderung PASMC Proliferation und Resistenz gegen ein Apoptose Phänotyp 5. Dieser Phänotyp führt zur pulmonalen vaskulären Läsionen, was zu einer Zunahme sowohl der PA-Druck und Lungen resistance, was letztlich zu fatalen Rechtsherzinsuffizienz 6.

Derzeit gibt es keine Behandlung, die PAH kehrt obwohl es mehrere, die Lebensqualität der 7 Patienten zu verbessern. Unter diesen Behandlungen wurde die Wirksamkeit von inhaliertem NO-Behandlung wurde gezeigt, aber wegen seiner kurzen Halbwertszeit ist es schwierig, in der klinischen Praxis zu verwenden. Aus diesem Grund wurden mehrere stabile und dauerhafte Anwendungen bevorzugt worden, wie Prostacyclin-Analoga oder Endothelin-Rezeptor-Blocker 7. Um bessere Behandlungsmethoden zu entwickeln, ist es wichtig, zu verbessern und zu erweitern Wissen über die Pathophysiologie der PAH.

Pulsatilität ist ein bekannter Stimulus Aktivierung Scherbeanspruchung induzierte Vasodilatation, zum Schutz der nicht-elastische distale Arterie von Hochdruckströmungs Verletzungen 8,9. In einem Modell der PAH sekundäre aortopulmonale chirurgische Rangieren, Nour et al. Gezeigt, intrapulmonale Scher stress-vermittelte endotheliale Funktion Enhancement 10. Mehrere Studien haben gezeigt, dass NO, Prostacyclin und ET-1-Expression sind eng durch Änderungen pulsatile Strömung reguliert. In der Tat, ein moderater Anstieg der pulsatilen Fluss erhöht eNOS-Aktivität und Prostacyclin Ebenen, die beide in PAH reduziert. Pulsierenden Fluss Modulation wird wahrscheinlich in der Ätiologie der PAH in Verbindung gebracht und künstlich erhöht es ist eine attraktive und neuartige Weise der Erhöhung NO und Prostazyklin Produktion im Lungenkreislauf.

Die vorliegende Studie soll beurteilen die Auswirkungen einer 10 min pulsatilen Fluss mit einem neu entwickelten pulsierenden Katheter auf hämodynamische Messungen in einer pulmonalen Hypertonie (PH) Modell bei Ferkeln in denen Hypoxie induziert wurde. Es wurde vermutet, dass die Erhöhung Pulmonalarterie Pulsatilität induziert Vasorelaxation der Lungenarterien, wodurch Pulmonalarteriendrucks abnimmt.

Rechtsherz catheterization (RHC) ist eine kritische klinische Intervention für die Diagnose und Follow-up von PAH-Patienten. Tatsächlich ist es der sicherste Weg zur Diagnose von PAH und ermöglicht es Ärzten, vaskuläre Reaktivität 11,12 sowie Fortschreiten der Erkrankung zu beurteilen. In der Tat jeder PAH Patienten erfährt RHC mehrmals. In der vorliegenden Studie bei großen Tieren soll die Wirksamkeit und Sicherheit von pulsatilen Katheter bei der Beurteilung und Behandlung von PAH während einer regulären RHC Verfahren demonstrieren. Da pulsatile Katheter sind bereits verfügbar und RHC wird routinemäßig bei PAH-Patienten durchgeführt, diese Studie liefert alle erforderlich, um klinische Studien durchführen zu können schnell Informationen.

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Protokoll

HINWEIS: Diese Studie wurde vom Ethikausschuss Nummer CEEA34.PB.103.12 zugelassen.

1. Verwendung von Ferkel als Tiermodell

  1. Führen Sie die in zwei Gruppen (n = 6 pro Gruppe), in Bezug auf Geschlecht, Alter (15 ± 3 Monate) und Gewicht (30 ± 10 kg) (Kontrollgruppe und chronischer Hypoxie (CH) Gruppe) abgestimmt. Haus der CH-Gruppe für 3 Wochen in einer Unterdruckkammer (0,4 atm), und Haus die Kontrollgruppe in regelmäßigen normobare (1 atm) Bedingungen.
  2. Verwenden Sie eine Unterdruckkammer, bestehend aus einer Plexiglas-Box mit einem 2 Quadratmeter Grundfläche und einer Höhe von 1,6 Meter, wie in Abbildung 1 dargestellt.
  3. Kontinuierlich zu überwachen und eine Temperatur zwischen 18 ° C und einem Druck von 0,4 Atmosphären zu halten. Für ausreichende Lüftung sorgen durch eine Vakuumpumpe, so dass ein Lufterneuerungsrate von 8 m 3 pro Stunde.
  4. Legen Sie zwei Tiere in der Kammer des entsprechenden Wurf. Jede 48 Stunden, stellen Sie den Druck in der Box auf normobare Bedingungen für die Hälfteeine Stunde zu reinigen die Box, in der Gegenwart der beiden Tiere, mit der Box gehalten closedto sie verhindern zu entkommen. Dieses Verfahren zur Induzierung von pulmonaler Hypertonie wurde weithin validiert 13.
  5. Anästhesierung der Tiere
    1. Betäuben die Ferkel mit einer anfänglichen intravenösen Injektion von Natriumthiopental (10 mg / kg) und Aufrechterhaltung einer Narkose durch kontinuierliche Inhalation von Isofluran (1,5 bis 3,5%). Zwei Tropfen Carbopolgel in der Ferkel Augen Hornhaut Trockenheit zu verhindern.
    2. Legen Sie die Tiere in der linken Seitenlage mit ihren Vorderbeinen gefesselt in einer gebeugten Position, um die Brust freizulegen. Reinigen Sie die Haut mit Wasser und Seife und dann rasieren mit einem elektrischen Rasierer, jede Haar, das Eindringen der Ultraschall durch die Brust behindern könnten, zu entfernen.
  6. Echokardiogramm
  7. Überwachung der Entwicklung der PAH in Längsrichtung und nicht-invasiv durch Echokardiographie. Führen Sie ein Echo jede Woche mit einem 3 MHz-Sonde. Record ein Elektrokardiogramm, indem 3-Elektroden auf der rechten und linken Pfoten und auf der rechten Seite der Brust.
  8. Record zweidimensional und M-Modus-Bilddaten in drei verschiedene Fälle (Längs- und Nebenachse und apikalen) unter Verwendung einer Doppler-Sonde. Halten Sie die Sonde in der rechten Hand und zwischen der vierten und fünften linken Zwischenrippenräume. Bewegen Sie die Sonde langsam nach oben und unten, rechts und links drehen, bis eine gute Bildauflösung für die verschiedenen Herzstrukturen (dh das Septum) erhalten. Das akustische Fenster unterscheidet sich leicht von einem Tier zum anderen in Abhängigkeit von der Position des Herzens in der Brust.
  9. Nehmen Sie das EKG zur gleichen Zeit für jeden dieser Fälle und für mindestens 10 Herzzyklen, um Offline-Analyse zu ermöglichen. Enddiastole ist als der Punkt im Herzzyklus zusammenfällt mit dem Beginn der Q-Welle im EKG bestimmt. Ende der Systole zusammenfällt mit dem Beginn der T-Welle.
  10. Messen Sie Mitral- und Trikuspidalklappe Blutfluss durch einePical Sicht Doppler-Ultraschall. Legen Sie die-Doppler-Sonde an der Spitze des Manubrium sterni; im Entnahmebereich gerade oberhalb des Ventils angeordnet, um den Blutfluss über den Ventil aufzuzeichnen.
  11. Aufzeichnung der Strömungsgeschwindigkeit des Blutes während des Herzzyklus durch Doppler-Flussmessung, um die Geschwindigkeits-Zeit-Integral der Blutfluss durch die Mitral- und Trikuspidalklappe und die Aorten- und Pulmonalklappen erhalten. Verwenden Sie das Video Graphics Array der Echograph, um Bilder mit einer Bildrate von 25 pro Sekunde, um feste Bilder oder Bilder-Sequenz von der Echograph bereitgestellt bekommen zu speichern.
  12. Messung der Dimensionen und Oberflächenbereich der Herzkammern mit Messgeräten und die Konturen der durch das in Übereinstimmung mit den internationalen Empfehlungen 14 in den Echograph integrierte Software vorgeschlagen Flächen.
  13. Messen Sie die freie Wanddicke von der rechten Herzkammer während der Diastole und der Systole durch TM (Zeitlupe) Aufnahme in Nebenachse Inzidenz 14.
  14. Meadass der Pulmonalarterie Wurzel Durchmesser an der Spitze der Pulmonalklappe auf der Nebenachse 14 Ansicht.
  15. Messen, das Septum und die hintere Wand des linken Ventrikels während der Diastole in TM Bewegung auf der Längsansicht zu Beginn der Q-Zacken im EKG und in der Systole an der Spitze der T-Welle im EKG-14.
  16. Messen Sie die linksventrikuläre enddiastolische Durchmesser (LVEDD) und linksventrikulärer endsystolische Durchmessern (LVESD). Berechnen fractional shortening (FS) unter Verwendung der Formel FS (%) = (LVEDD-LVESD) / LVEDD. Den Durchmesser der Aorta und der Fläche der rechten und linken Vorhof.
  17. Von der Geschwindigkeits-Zeit-Integral der Mitral- und Trikuspidalklappe Blut fließt, messen Sie das folgende: maximale Amplitude des E und eine Welle, Verzögerung der Halbzeit der E-Welle, Flussdauer, Geschwindigkeits-Zeit-Index 14.
  18. Von Doppler-Messungen der Lungenarterie, messen Sie das folgende: Maximalgeschwindigkeit, Aufstieg der Halbzeit,fließen Dauer und der darin integrierten 14.
  19. Beurteilen Sie die linksventrikuläre Lautstärke mit dem Simpson 15 Verfahren.
  20. Speichern Sie die Daten für jedes Ferkel in einer Datenbank für die anschließende statistische Analyse auf die ganze Gruppe.

2. Rechtsherzkatheter

  1. Tier Vorbereitung
    1. Vor pulsatile Katheterplatzierung, Schwein liegt in einer Unterdruckkammer während 3 Wochen, um pulmonale Hypertonie zu induzieren platziert.
    2. Schnell die Tiere für 24 Stunden vor der Operation (24 h für feste Nahrung, 8 bis 12 h für Wasser).
    3. 24 Stunden vor der RHC, haben eine gut ausgebildete Tierarzt führen Sie eine pre-Anästhesie klinischen Prüfung zu Schleimhautfarbe, Rekapillarisierungszeit Zeit, globale Lungen- und Herzfunktionen mit einem Stethoskop und die Körpertemperatur mit Hilfe eines Rektalthermometer bewerten.
    4. Injektionen verabreichen Midazolam (intramuskulär, 0,5 mg / kg) und Morphinhydrochlorid (intramuskulär, 0,1 mg / kg) 15 bis 30 min vor der Induktion of Anästhesie. Wiederholen Injektion von Morphin-Hydrochlorid (0,05 bis 0,5 mg / kg, intramuskulär) während der Induktions alle 4 bis 6 Stunden.
    5. Verabreichen Natriumthiopental (10 mg / kg, intravenös) über eine anfängliche Bolusinjektion von 5 mg / kg, dann durch eine teilweise eingespritzt, bis es wirksam war. Folgen Sie uns das durch Beutel und Maske Belüftung bis Intubation.
    6. Piglet Intubation
      1. Schmieren Sie die Röhre mit pramocaine Gel. Legen Sie eine Metallschreibkopf in das Rohr, um es zu versteifen und die Intubation zu erleichtern.
      2. Tippen Sie auf das Augenlid zu tiefe Narkose zu gewährleisten. Führen Intubation durch direkte Visualisierung des Kehlkopfes, mit einer Laryngoskop, um die Zunge zu erhöhen und zu verhindern Verletzungen der Stimmband. Pumpen Sie den Schlauch Ballon Aufstoßen Fragen zu vermeiden.
    7. Steuern Sie die Atemfrequenz bei 10-12 Atemzüge pro Minute; Stromvolumen 7-10 ml / kg, Inhalationsdrucks von 25 bis 30 cm H 2 O und eine Inspirationsphase von 2 sec mit einem positiven End-exspiratorischen Druck von 5 cm H 2 O.
    8. Betäuben das Tier mit Isofluran in 100% Sauerstoff (Induktions 3-5% mit Sauerstofffluss von 2-3 l / min, Aufrechterhaltung der 1,5-2,5% Sauerstoffstrom bei 1 l / min). Gelten Carbopolgel an der Hornhaut, wie in Schritt 1.5.1.
    9. Legen Sie eine heparinisierten Katheter in die Schwanz A. auricularis (5 ml einer 0,9% igen Kochsalzlösung mit 5.000 IU / ml Heparin versetzt) ​​über subkutane Infusion mit grünen Kanüle an Ort und Stelle mit einer Naht Stich fixiert.
    10. Infundieren Ringer-Laktat-Lösung (10-20 ml / kg / h).
    11. Legen Sie das Tier auf einer leicht geneigten Untersuchungstisch. Halten Sie den Kopf leicht nach unten geneigt, um den Speichelfluss zu fördern.
  2. Überwachung
    1. Alle 5 min, prüfen und notieren Sie die folgenden Werte auf den einzelnen Anästhesie Fallbericht: Schleimhautfarbe und kapillare Füllungszeit, Unterkiefermuskelspannung und Augapfel Position, Miosis / Mydriasis, Augenlidreflexe.
    2. Das Herz und die respira kontinuierlich zu überwachentory Rate, Pulsoxymetrie, Körpertemperatur und Elektrokardiogramme. Legen Sie eine arterielle Einführungs in die Oberschenkelarterie. Legen Sie eine großkalibrige 10 cm langen Katheter in die Oberschenkelarterie und den systemischen Blutdruck zu überwachen.
  3. Einrichten des pulsierenden Katheter
    ANMERKUNG: Diese medizinische Vorrichtung besteht aus zwei Kathetern, die Seite-an-Seite und miteinander verschweißt. Der distale Teil der ersten eine mit einem Standard-Ballon mit einem Durchmesser von 20 mm und einem maximalen Fassungsvermögen von 5 ml verbunden. Der zweite Katheter ermöglicht Einführen eines Drahtes, um die Positionierung in der Pulmonalarterie zu erleichtern. Das Gerät ist 750 mm lang mit einem Innenmesser von 0,035 und einem Außendurchmesser von 12 Fr.
    1. Für die Experimente durchzuführen Pulsation mit einer kleinen Tierbeatmungs Harvard 683, die ein aktives Vakuum auf den Ballon wirkt während der Deflation und positiven Druck beim Aufblasen mit einem Volumen von 2,5 ml für jeden Impuls. Helium verwenden als Treibgas für den Balloon zu pumpen, um die Gasembolie zu verhindern.
    2. Notieren Sie die Oberfläche EKG-Kurven ständig irgendwelche Herzrhythmusstörungen während der Protokoll zu dokumentieren. In der linken Oberschenkelarterie, schließen eine Sensoreinrichtung auf eine 20-Gauge-Katheter zu einer hämodynamischen Monitoring-System angeschlossen ist.
  4. Rechtsherzkatheter
    1. Waschen und rasieren den Hals des Tieres. Reinigen Sie die Haut mit einem Hautantiseptischen Lösung (Betadine Scrub) mit einem Gazekompresse. Um die Operationsstelle abzugrenzen, legen sterilen Tüchern um die rechte Halsschlagader zwischen der rechten Schulter und dem sterni.
    2. Machen Sie eine 4 cm Längsschnitt mit einer sterilen Schere auf halbem Weg zwischen der rechten Schulter und dem sterni.
    3. Die Haut- und Muskelschichten mit einer Pinzette vorsichtig entfernen. Dann entfernen Sie vorsichtig die rund um die Vene über eine Länge von ca. 5 cm Bindegewebe. Clip der distalen Seite, um Blutungen zu verhindern. Legen Sie ein Bindemittel Draht um die proximal Seite, um die Vene Öffnung nach hemi Schnitt zu steuern.
    4. Mit Hilfe eines speziellen kleinen sehr scharfen Meißel, schneiden Sie die Ader in die Hälfte quer. Stellen Sie sicher, dass die Kanten des Einschnitts sind ordentlich. Mit dünnen Schaumstoff, heben eine Kante des Einschnitts und drücken Sie vorsichtig den Katheter in der proximalen Seite der Vene. Steuer Blutungen mit Bindemittel Draht.
    5. Führen Sie den Katheter in die Halsschlagader und drücken Sie nacheinander durch die obere Hohlvene, rechte Vorhof, rechte Herzkammer und schließlich der Lungenarterie.
    6. Nehmen Sie den Druck über 10 stabile Herzzyklen, auf jeder Herzkammer und Lungenschlagader (T0). Messen Sie Herzblut fließt dreimal in 1-Minuten-Intervallen.
    7. Positionieren Sie den Ballonkatheter in die Lungenarterie unter Durchleuchtungskontrolle. Aufblasen und Entleeren des Ballons (Pulsation) mit 1 cm 3 Helium. Weiter Pulsation für 10 min. Nehmen Drücke über 10 stabile Herzzyklen, in jeder Herzkammer und der Lungen artery und Messung der Herzdurchblutung nach 10 min (T1).
    8. Messen Sie die Herzdurchblutung wieder 30 Minuten nach der Pulsatilität Protokoll (T2).

3. keine Messung

  1. Schließen Sie ein Douglas Tasche zu der ausgeatmeten Atemgasaustrittsrohr, bis er vollständig gefüllt ist. Legen Sie sie über die in-Rohr aus einem NO-Atem-Analysator.
  2. Langsam und ständig zwingen die ausgeatmete Luft in den Analysator durch Zusammendrücken des elastischen Douglas Tasche. Messen Sie die Tasche Abfluss durch den Durchflussmesser des Analysators einen konstanten Fluss zu halten.

4. Histologie Messungen

  1. Narkose, injizieren 30 ml Dolethal (injizierbare Lösung nach Sterbehilfe) in die pulsatile Katheter im Herzen platziert.
  2. Unmittelbar nach der Euthanasie, öffnen Sie die Brust durch Sägen der Hammergriff in Längsrichtung, leicht bewegen das Herz und halten Sie die rechte Lunge. Dann mit Präparierscheren, schneiden Sie zwei 2 oder 3 cm 3 Proben aus dem miDDLE Lungenlappen.
  3. Schnellfrost einer Probe in flüssigem Stickstoff und bei -80 ° C gelagert. Befestigen Sie die zweite Probe in 3,7% Paraformaldehyd für 24 h und dann in Paraffin die anschließende histologische Untersuchung zu verankern.
  4. Zuführen Histologie Messungen wie zuvor beschrieben 16. Messen Sie die PA Wandstärke wie folgt: 2 Messungen / Arterie in 10 Arterien / Ferkel und Ferkel in 6 / Gruppe.
  5. Statistische Analysen. Werte wurden als fache Veränderung ± SEM ausgedrückt.
    1. So vergleichen Sie zwei Mittel, verwenden Sie einen ungepaarten Student t-Test. Vergleichen Sie mehr als zwei Mittel, mit einem Einweg-ANOVA, gefolgt von einem Dunn-Test. A p <0,05 wurde als statistisch signifikant (*).

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Ergebnisse

Zunehmende Lungenarterie Pulsatile Flow verbessert induzierten chronischen Hypoxic Pulmonary Hypertension in Ferkel

Vor dem Aussetzen Tieren zu einem Anstieg des pulsatilen Flusses, Ultraschall wurde nicht-invasiv zu werden, ob die Ferkel waren pulmonalen Hypertonie entwickelt. Wie in 2 gezeigt, drei Wochen chronischer Hypoxie die Entwicklung von Lungenhochdruck bei Ferkeln, gekennzeichnet durch eine signifikante Reduktion der Lungenarterie Beschleunigungszeit (Doppler) und ...

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Diskussion

Zum ersten Mal wurde gezeigt, dass Veränderungen der Lungen pulsatile Fluss kausal mit der Entwicklung von PAH der chronischen hypoxischen Exposition. Diese translationalen Ansatz belegt, dass die Induktion einer künstlichen Erhöhung der Lungen pulsatilen Fluss mit einem speziell Katheter verbessert Lungenhochdruck, wahrscheinlich durch die Erhöhung keine Generation.

Diese Erkenntnisse sind nicht nur originell, sie sind auch von großem therapeutischem Interesse, die zeigen, dass endogene NO-...

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Offenlegungen

Die Autoren danken dem INRA-Institut, das die Ferkel untergebracht hat, und Cardio Innovating systems für die Finanzierung.

Danksagungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Medikamente für die Anästhesie
Natriumthiopental, THIOPENTAL SODIUMAbbott, Frankreich0000071-73-8Pulver
3 Platz Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.
  isofluran, FORANEAbbott, Frankreich05260-05Glasflasche 250 ml
3 Platz Gustave Eiffe 94518 RUNGIS CEDEX.
Midazolam, HypnovelAccord Healthcare Vidalinjizierbare Ampullen 1mg/ml
45 Rue du Faubourg de Roubaix 59000 Lille Frankreich
Pramocain,TRONOTHANE 1% Laboratoires LISAPHARMVidal Gelappl locale T/30g
3, rue Scheffer. 75016 Paris.
Morphin-Chlohydrat LavoisierCMD Lavoisier Laboratoires CHAIX et DU MARAISVidalinjizierbare Ampullen 
7, rue Labie -75017 Paris - Frankreich
Acrylate Copolymer-Carbopol® Aqua SF-1 PolymerLubrizolGel appl local
Elysé es La Dé fense 19 le Parvis 92073 Paris la dé fense
Material 
Ventilateur Harvard 683Harvard apparatusHarvard apparatusDRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine    
Echographe Voluson E8 mit einer 3,5 MHz SondeGeneral ElectricGEHealthcareDRIM 75 rue des Anglais - 78700 Conflans Ste Honorine    
Pulsatil KatheterCardio innovating systemCardio innovative systems, 33 rue Vivienne, Paris, France 75002
NO breath AnalyseurRespurRespur26 rue Felix Rouget 95490 Vaureal France

Referenzen

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