Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Rose Bengal Photothrombosis von konfokalen optischen Imaging

15.6K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/52794

⸱

23. Juni 2015

 ,  ,  ,  , 
1Department of Cellular and Structural Biology, The University of Texas Health Science Center San Antonio, 2School of Medicine, The University of Texas Health Science Center San Antonio, 3Cell & Tissue Imaging Center, St. Jude Children’s Research Hospital

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier beschreiben wir einen semi-invasiven optischen Mikroskopie-Ansatz zur Induktion eines photothrombotischen Gerinnsels in der somatosensorischen Hirnrinde einer Maus in vivo. Es werden die technischen Aspekte des bildgebenden Verfahrens von der Induktion eines photothrombotischen Ereignisses über die Anwendung bis hin zur Datenerhebung beschrieben.

Zusammenfassung

In vivo Bildgebungsverfahren haben aufgrund der jüngsten Fortschritte bei bildgebenden Farbstoffen und optischen Technologien zugenommen, die die Möglichkeit ermöglichen, zelluläre Ereignisse in einem intakten Tier abzubilden. Darüber hinaus erhöht die Fähigkeit, physiologische Krankheitszustände wie Schlaganfall in vivo zu induzieren, deren Nutzen. Die hierin beschriebene Technik ermöglicht eine physiologische Beurteilung der zellulären Reaktionen innerhalb des ZNS nach einem Schlaganfall und kann für andere pathologische Zustände, die untersucht werden, angepasst werden. Die vorgestellte Technik verwendet die Laseranregung des lichtempfindlichen Farbstoffs Rose Bengal in vivo, um ein fokales ischämisches Ereignis in einem einzelnen Blutgefäß zu induzieren.

Das Videoprotokoll zeigt die Vorbereitung eines dünnschädeligen Schädelfensters über dem somatosensorischen Kortex bei einer Maus für die Induktion eines photothrombotischen Ereignisses in Rose Bengal, wodurch die Schädigung der zugrunde liegenden Dura-Materie und des Gehirns auf ein Minimum reduziert wird. Die chirurgische Vorbereitung wird zunächst unter einem Präpariermikroskop mit einer speziell angefertigten chirurgischen/bildgebenden Plattform durchgeführt, die dann auf ein konfokales Mikroskop übertragen wird, das mit einem inversen Objektivadapter ausgestattet ist. Repräsentative Bilder, die mit diesem Protokoll aufgenommen wurden, werden ebenso präsentiert wie Zeitraffersequenzen der Schlaganfallinduktion. Diese Technik ist insofern leistungsfähig, als derselbe Bereich an den folgenden Tagen wiederholt abgebildet werden kann, was longitudinale In-vivo-Studien zu pathologischen Prozessen nach einem Schlaganfall erleichtert.

Einleitung

Die beschriebene Technik ermöglicht die Visualisierung der in vivo zellulären Reaktionen unmittelbar nach der Induktion von Rose Bengal photothrombosis in einer intakten Maus. Rose Bengal (4,5,6,7-Tetrachlor-2 ', 4', 5 ', 7'-tetraiodofluorescein) ist eine lichtempfindliche Farbstoff verwendet werden, um einen ischämischen Schlaganfall bei Tiermodellen (Maus und Ratte) induzieren. Nach einer Bolus-Injektion von RB durch die Schwanzvene und anschließender Bestrahlung durch einen ausgedünnten Schädel mit einem 564 nm-Laserlicht wird ein Thrombus induzierte verursacht eine physiologische Takt 1. Das Verfahren wurde ursprünglich von Rosenblum und El-Sabban 1977 beschrieben ist, und wurde später von Watson in der Mitte der 1980er Jahre 1,2 angepasst. Kurz gesagt wird Rose Bengal mit grünen Anregungslicht (561 nm-Laser in unserem Fall), welche die Produktion von reaktiven Sauerstoffspezies, die anschließend aktiviert Gewebefaktor, einen Initiator der Gerinnungskaskade generiert bestrahlt. Die Induktion der Koagulationskaskade erzeugt eine ischämische lesIonen, die pathologisch relevanten klinischen Schlaganfall 3 ist.

Hub hat eine komplexe Pathophysiologie aufgrund des Zusammenspiels von vielen verschiedenen Zelltypen, einschließlich Neuronen, Glia, Endothel und das Immunsystem. Die Auswahl der besten Technik zu studieren, ein bestimmter zellulärer Prozess erfordert mehrere Überlegungen. Experimentelle Techniken fallen grob in eine von drei Kategorien: in vitro, in vivo und in silico mit mit jeweils Vor- und Nachteile In-vitro-Studien haben den Hauptnachteil Entfernung von Zellen aus ihrer natürlichen Umgebung und daher nicht Effekte in einer intakten gesehen reproduzieren. lebenden Tier. In-vivo-Techniken für eine verbesserte experimentelle Replikation von Krankheitszuständen mit erhöhter Translations Bedeutung. In silico bezieht sich allgemein auf Computermodellierung von einer Erkrankung oder eines zellulären Prozess, und während zunehmend genutzt, um potenzielle Wechselwirkungen für die Prüfung lernenweise alle Informationen zusammengetragen sind immer noch in lebenden Zellen oder Gewebe getestet werden.

Das ideale Modell für Schlaganfall in der Laborumgebung sollte ähnlich pathologischen Merkmale mit den in der menschlichen Bevölkerung gesehen zeigen. Zwar gibt es gemeinsame physiologische Eigenschaften von Schlaganfall in der menschlichen Bevölkerung, gibt es auch viele Unterschiede in Abhängigkeit von der Art der Verletzung erfahren. Stroke in der menschlichen Bevölkerung tritt als kleine oder große Gefäßverschlüssen, hämorrhagische Läsionen und Arterie zu Arterie oder Herz-Kreislauf-Embolien, die in vielfältigen Infarktvolumen als auch Unterschiede in Mechanismen, um jede Pathologie führen. Der Vorteil der Verwendung von Tiermodellen Schlaganfall ist die Erzeugung von reproduzierbaren Infarkten, die Eigenschaften des menschlichen Schlaganfall zu imitieren. Die häufigsten Tiertaktmodelle umfassen Arterienverschluss mit: A. cerebri media Okklusion (Embolie oder endovaskuläre Filament-Verfahren), welche Modelle distalen MCAO und die photothrombosis Modell. Die Vorteile einerd Nachteile der einzelnen Modelle wurden an anderer Stelle (siehe 4 und 5). Globale ischämischen Modellen (MCAO), während relativ einfach durchzuführen sind weniger relevant für die menschliche Schlaganfall sind als Brenntaktmodelle. Darüber hinaus sind diese Verfahren sehr variabel zu induzieren reproduzierbare Hirninfarkt Läsionen. Die photothrombosis Modell ist sehr gut reproduzierbar, solange der Experimentator steuert ihre Experimente gut und bietet einen klaren Vorteil gegenüber MCAO-Modelle. Aufgrund Mikrovaskulatur Beleidigung das Modell ist beschrieben worden, um eine minimale ischämischen Penumbra, das Gebiet, in dem Zellen dachte salvageable 6,7 zu sein anzuzeigen. Zusätzlich kann ein vasogenes Ödem und zytotoxische Ödembildung auch nach einer Bestrahlung der Bildfläche induziert werden. Trotz dieser Einschränkungen ist die Technik neue Einblicke in vielen physiologischen Prozessen nach Schlaganfall 8, 9, 10, 11 vorgesehen.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Hinweis: Alle tierischen Verfahren wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee der University of Texas Health Science Center in San Antonio genehmigt und wurden im Einklang mit den Leitlinien ANKOMMEN.

1. Anästhesie für Cortical Vorbereitung

  1. Platzieren Sie die Maus in eine Induktionskammer mit 2-3% Isofluran mit Sauerstoff gemischt, um Anästhesie zu induzieren. Beachten Sie die Atemfrequenz ab, wenn die Maus induziert. Klemmen Sie die Pfote der Maus, um festzustellen, ob die Maus ist bereit, an den Nasenkegel bewegen. Hinweis: Anesthesia Ebene ist ein entscheidender Schritt in einer in vivo-Erstellung und darauf zu achten, nicht auf ein Niveau, das globale Ischämie verursachen induzieren.
  2. Sobald die Maus ausreichend betäubt, übertragen Sie die Tier der Operation / Imaging-Plattform und legen Sie mit der Maus die Nase in der Nasenkegel und gelten 1-1,2% Isofluran, einen betäubten Zustand zu halten. Sicherzustellen, dass die Maus auf eine Temperatur co liegendenntrolled Heizkissen um die Körpertemperatur (37 ° C +/- 0,5 ° C) während der restlichen Verfahren, aufrechtzuerhalten. Zeigen vet Salbe über die Augen bis zur Trockenheit während der Narkose zu verhindern.
  3. Überwachen Sie die Physiologie der Maus mit einer Pulsoximetrie-System mit dem Schwanz oder Fuß-Clip mit dem System zur Verfügung gestellt. Überprüfen Sie, ob die Atemfrequenz zwischen 50-65 Atemzüge / min gehalten. Überprüfen Sie, ob die Herzfrequenz bleibt zwischen 300 bis 450 bpm und Sauerstoffsättigung wird zwischen 97-98% gehalten, um langfristige Überleben des Tieres zu gewährleisten.
  4. Wenn die Maus ausreichend betäubt, rasieren die Haare über der Schädeldecke mit elektrischen Haarschneider, entfernen Sie restlichen Haare und sauber und mit Betadin, gefolgt von einer Ethanol-Tupfer. Wiederholen Sie diesen Vorgang bis zu dreimal, um eine sterile OP-Umgebung zu gewährleisten.

2. Chirurgisches Verfahren

  1. Mit der Kopfhaut vollständig gereinigt und rasiert, einen 5 mm Einschnitt in die Kopfhaut der Maus, um die Schädel fissu zeigenres und Bregma finden.
  2. Verwenden Sie eine sterile Baumwoll-Applikator, um alle verbleibenden Faszie über dem Schädel zu entfernen.
  3. Kleben Sie eine maßgeschneiderte Edelstahlring (Abbildung 1) mit Gewebekleber auf den Knochen der über dem parietalen Kortex mit den stereotaktischen Koordinaten Bregma: -1 bis -3 mm und Quer: 2-4 mm. Hinweis: Der Leim bindet normalerweise innerhalb von 2 min nach dem Aufsetzen des Ringes auf den Knochen.
  4. Das Anbringen der Ring zu einer stereotaktischen Halter (2), um die Maus zu stabilisieren und um eine Bewegung während der Bilderzeugung zu verhindern.
  5. Unter einem chirurgischer Qualität Binokular, langsam bohren Sie ein 1-2 mm Abschnitt in der Schädeldecke mit einem drehzahlgeregelten dremel artiges Werkzeug (Meisinger 3,9 mm Bohrer) und achten Sie auf den Bereich zu halten, wie es gebohrt wird. Erreichen dies unter Verwendung eines Zick-Zack-Muster. Um Hitze zu vermeiden aufzubauen, setzen Sie den Bohrer Geschwindigkeit niedrig und machen Sie regelmäßig Pausen.
  6. Wenn der Hirnschädel wird shinny in Erscheinung, auch weiterhin die Ausdünnungdes Schädels mit einer Skalpellklinge unter Verwendung der gleichen Zickzack-Muster, um den ausgedünnten Oberflächen Niveau zu halten, um glatte Entfernung von dünnen Schichten der Hirnschädel zu erleichtern. Mit der Spitze der Skalpellklinge machen kleine lineare Hübe mit leichtem Druck, um dünne Schichten von Knochen zu einer Zeit, zu entfernen. Fahren Sie diese bis zum Gefäßsystem ist eindeutig durch das Binokular sichtbar.
  7. Wenn der Experimentator durchsticht oder brechen durch den Schädel in der Ausdünnungsverfahren, das Tier einschläfern aufgrund wahrscheinlich Beschädigung des darunterliegenden Kortex.
    Die Maus-Schädel ist etwa 300 um dick und besteht aus zwei dünnen Schichten von kompakten Knochen (eine äußere und eine innere Schicht) und eine Schicht aus Spongiosa zwischen den zwei Schichten aus kompaktem Knochen besteht, sandwichartig angeordnet. Die äußere Schicht kompakten Knochens und die meisten der Spongiosa innerhalb des 5 mm Bohrbereich was zu einer ungefähr 50 & mgr; m-Schicht kompakten Knochens verbleibenden entfernt (siehe 2B). Visualization des Gefäßsystems wird sichergestellt, dass die endgültige verdünnte intakten Schädel ist etwa 50 & mgr; m in der Dicke. Der Schädel ist also noch vorhanden ist, wenn diese Dicke ausgedünnt.

3. Mikroskop Set-up

  1. Verwenden Sie ein umgekehrtes Mikroskop-System (konventionelle konfokale oder Zwei-Photonen-Systeme), die eine Objektivwechselrichter. Anmerkung: Es ist auch möglich, einen Standard aufrechten Mikroskop zu verwenden. Der begrenzende Faktor wird der Raum zwischen der Stufe und den Zielen. Modifikationen an der Bühne kann notwendig sein, um diese Einstellung durchzuführen.
  2. Sichern Sie die chirurgische / Imaging-Plattform, um eine maßgeschneiderte Bühne, die abgesehen von der Basis des Mikroskops befindet. Anmerkung: Die Plattform ist mit einer Laborbuchse eine Vertikalbewegung des chirurgischen / Imaging Plattform unter dem Ziel ermöglichen gemacht. Die Laborhebebühne ist mit einer Platte, um vier zylindrische Stangen befestigt montiert. (Siehe Abbildung 2).
  3. Positionieren Sie den Ziel-Wechselrichter, die eine 20-fachZiel im Laufe des Schädelfenster. Verwenden Sie eine externe Lichtquelle, um die Schädelfenster, indem Sie durch die Okulare des Mikroskops zu finden und positionieren Sie das Ziel in der Imaging-Bereich. Hinweis: Der Abbildungsbereich wird durch die Anwesenheit des Gefäßsystems bezeichnet werden.
  4. Für wasserbasierende Ziele künstliche Cerebrospinalflüssigkeit (aCSF) (130 mM NaCl; 30 mM KCl; 12 mM KH 2 PO 4, 200 mM NaHCO 3, 30 mM HEPES und 100 mM Glucose) als das Medium durch Potential Leckage in die Schädelhöhle während der Abbildung (Abbildung 3).

4. Rose Bengal Dye Vorbereitung, Verwaltung und Induktion von Stroke

  1. Eine frische 20 mg / ml Lösung von Rose Bengal in künstliche Rückenmarksflüssigkeit (aCSF); zu filtern und zu sterilisieren vor der Verabreichung. Nicht wiederverwenden oder lagern Sie das Rose Bengal, sobald sie gemischt hat. Machen Sie eine frische Lösung für jedes Experiment.
  2. Geben Sie eine 0,1 ml Schwanzveneninjektion von Rose Bengal sKonserven die Schädelfenster mit einem 561-nm-Laser, um eine ausreichende Injektion der Lösung zu gewährleisten. Anmerkung: Bengalrosa wird innerhalb von 5 Sekunden nach Injektion in das Gefäßsystem des Gehirns sichtbar gemacht werden. Der gesamte Behälter sollten mit Rose Bengal gefüllt werden.
  3. Nach ausreichender Injektion von Rose Bengal-Farbstoff wählen einen geeigneten Behälter für Thrombose basierend auf Gefäßdurchmesser (40-80 um), um die Reproduzierbarkeit einer bestimmten Läsion Volumen zu gewährleisten. Differenzieren zwischen Arterien und Venen, indem man die Richtung des Blutflusses: Arterien von größerem Durchmesser zu kleinerem Durchmesser Schiffe bewegen, bewegen Adern auf einen größeren Durchmesser Gefäße. Dies wird einfach durch Visualisierung bewerkstelligt einmal Rose Bengal eingespritzt wird.
  4. Ändern Sie den Mikroskop-Einstellung wie folgt:
    1. Erhöhen Sie die Verweildauer. Anmerkung: Diese wird in Abhängigkeit von der Mikroskopsystems ausgenutzt variieren.
    2. Erhöhung der Laserleistung auf 100%.
    3. Sammeln zeitliche Abfolge Bilder auf 1 Bild / s unter Verwendung dermaximale Scangeschwindigkeit.
  5. Scannen der Maus, bis eine stabile Gerinnsel innerhalb des Behälters gebildet wird. Hinweis: Diese Regel wird innerhalb von 5 min der kontinuierliche Abtastung erreicht (siehe Abbildung 4).
  6. Im Anschluss an die Induktion der Gerinnselbildung unter Verwendung von Bengalrosa, entfernen Sie die Maus von der Bildfläche zurück in die Binokular. Die Edelstahlring vorsichtig aus der Hirnschädel zu entfernen. Untersuchen Sie die Schädelfenster für jede Blutung. Wenn die Blutung auftritt, beenden das Experiment.
  7. Verwenden Sie 6,0 Monofilamentnahtmaterial, um den Einschnitt über den Schädel zu schließen. Zeigen antibiotische Salbe entlang der Nahtlinie, um eine Infektion zu verhindern. Injizieren Buprenex (0,05 mg / kg) subkutan alle 12 Stunden für drei Tage für die Schmerztherapie.
  8. Gibt die Maus auf eine Wiedergewinnungskammer nach der Entfernung aus der Narkose bis zum vollständigen Aufwachen und frei bewegen.
  9. Gibt die Maus auf eine saubere Käfig für weitere Untersuchungen zu einem späteren Zeitpunkt.

5. Längs Imaging an den folgenden Tagen

  1. Verwenden Sie die folgenden Methoden, um eine Längs Bildgebung bei zukünftigen Tage nach photothrombosis durchzuführen.
    1. Betäuben die Maus, wie in Abschnitt 1 der Methoden beschrieben.
    2. Auf ausreichende Betäubung wieder zu öffnen, die Kopfhaut durch Entfernen alle restlichen Nähte, um die Haut über dem zuvor gebohrten Abbildungsfeld erneut zu öffnen.
    3. Verwenden Sie eine sterile Baumwoll-Applikator, um alle verbleibenden Faszie über dem Schädel zu entfernen.
    4. Kleben Sie eine maßgeschneiderte Edelstahlring (Abbildung 1) mit Gewebekleber auf den Knochen, die über der früheren Bildfeld.
    5. Das Anbringen der Ring zu einer stereotaktischen Halter (2), um die Maus zu stabilisieren und um eine Bewegung während der Bilderzeugung zu verhindern.
    6. Suchen Sie das Gefäßsystem des zuvor ausgedünnten Schädel zugrunde. Verwenden Schwanzveneninjektion von FITC-Dextran, das Vorhandensein der vorher induzierten Gerinnsel verifizieren.
    7. Verwenden Sie 6,0 Monofilamentnahtmaterial die in zu schließenscheidung über den Schädel. Zeigen antibiotische Salbe entlang der Nahtlinie, um eine Infektion zu verhindern. Injizieren Buprenex (0,05 mg / kg) subkutan alle 12 Stunden für drei Tage für die Schmerztherapie.
    8. Gibt die Maus auf eine Wiedergewinnungskammer nach der Entfernung aus der Narkose bis zum vollständigen Aufwachen und frei bewegen.

6. Prüfung von Stroke Induction (Post-mortem)

  1. Am Ende der Studie, überprüfen Schlagvolumen mit 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) Färbung wie in Abbildung 5 dargestellt. Die vollständige Methode kann in 12 gefunden werden.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Das Ziel dieses Verfahrens war es, ein Schlaganfall in Tiermodellen (Maus und Ratte) nach einer Bolus-Injektion von RB durch die Schwanzvene und anschließende Beleuchtung einer dünnt Schädel mit einem 561 nm Laserlicht zu induzieren. Die Bilder in Figur 4 zeigen den Verlauf der Gerinnselbildung in einem einzigen Gefäß nach Bestrahlung des Bereichs auf 0, 1, 1,5 und 2 min. Vor der Gerinnselbildung der gesamte Behälter ist weiß aufgrund fließt Rose Bengal zu befreien. Nach der Induktion der Bestrahlung de...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Die Fähigkeit, experimentellem Schlaganfall Pathophysiologie vom Tier zum Menschen Anwendung übersetzen mit Ausfall geplagt. Jedoch ist die Verwendung von Tiermodellen, wie dem photothrombosis Modell ermöglicht ein besseres Verständnis der Pathophysiologie und der Hub der Erforschung neuer Therapieansätze für die Neuroprotektion bereitzustellen nach einem Schlaganfall. Kleine Schlaganfällen und kortikaler Mikroinfarkten durch die photothrombotic Modell produziert werden, sind klinisch relevant subklinischer oder "s...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.

Danksagungen

Die Finanzierung für diese Arbeit wurde bereitgestellt von: AG007218 und NIH F32 AG031606.

Bilder wurden in der Core Optical Imaging Facility erzeugt, die von UTHSCSA, NIH-NCI P30 CA54174 (CTRC an UTHSCSA) und NIH-NIA P01AG19316 unterstützt wird.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Reagenzien
Rose BengalSigma 330000
Isofluran AnästhetikumMWI Veterinary Supply088-076
Vetbond1469SB1469SB
aCSF 126 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1,25 mM NaH2PO4, 2 mM MgCl2, 2 mM CaCl2, 10 mM Glukose und 26 mM NaHCO3 (pH 7,4).
[header]
Ausrüstung
PräparierschereBioindustrial Products500-410
Operationsschere 14 cmBioindustrial Products12-055
Pinzette Dumont High Tech #5 Style, geradeBioindustrial ProductsTWZ-301.22
LabJack 132X80Optosigma Co123-6670
Plattform für Labjack 8X 8Optosigma Co145-1110
Ohrstangenhalter aus stereotaktischem SetupStoelting/Cyborg51654
Dispomed Labvent Nagetier-AnästhesiegerätDRE, Inc.15001
Tech IV Isofluran-VerdampferDRE, Inc.34001
F LuftbehälterDRE, Inc80120
Beatmungsschlauch für den WasserkreislaufDRE, Inc86111B
Nagetieradapter für WannenschlauchDRE, Inc891000
O2 Regler für SauerstofftanksDRE, IncCE001E
Induktionskammer für NagetiereDRE, Inc15004C
Ethicon Silk 6-0; 18 Zoll mit P-3 NadelNaht Express1639G
Objektiv Wechselrichter Optischer AdapterLSM Technologien
Vorlaufbohrer Dual voltage 110/120Foredom134.53
Meisinger 3.9 mm BohrerMeisinger(Ref#310 104 001 001 009)

Referenzen

  1. Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis. Annals of Neurology. 17, 497-504 (1985).
  2. Rosenblum, W. I., El-Sabban, F. Platelet aggregation in the cerebral microcirculation: effect of aspirin and other agents. Circulation Research. 40, 320-328 (1977).
  3. Owens, A. P. 3rd, Mackman, N. Sources of tissue factor that contribute to thrombosis after rupture of an atherosclerotic plaque. Thrombosis Research. 129, Suppl 2. S30-S33 (2012).
  4. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx : the journal of the American Society for Experimental NeuroTherapeutics. 2, 396-409 (2005).
  5. Manual of stroke models in rats. , 332 CRC Press. (2009).
  6. Herz, R. C., Kasbergen, C. M., Hillen, B., Versteeg, D. H., de Wildt, D. J. Rat middle cerebral artery occlusion by an intraluminal thread compromises collateral blood flow. Brain Research. 791, 223-228 (1998).
  7. Brint, S., Jacewicz, M., Kiessling, M., Tanabe, J., Pulsinelli, W. Focal brain ischemia in the rat: methods for reproducible neocortical infarction using tandem occlusion of the distal middle cerebral and ipsilateral common carotid arteries. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism : Official Journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 8, 474-485 (1988).
  8. Zheng, W., et al. Purinergic receptor stimulation reduces cytotoxic edema and brain infarcts in mouse induced by photothrombosis by energizing glial mitochondria. PloS One. 5, e14401(2010).
  9. Zheng, D. M., Wewer, J., Lechleiter, J. P. 2Y. 1R. -initiated IP3R-dependent stimulation of astrocyte mitochondrial metabolism reduces and partially reverses ischemic neuronal damage in mouse. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 33, 600-611 (2013).
  10. Witte, O. W., Stoll, G. Delayed and remote effects of focal cortical infarctions: secondary damage and reactive plasticity. Advances in Neurology. 73, 207-227 (1997).
  11. Hagemann, G., Redecker, C., Neumann-Haefelin, T., Freund, H. J., Witte, O. W. Increased long-term potentiation in the surround of experimentally induced focal cortical infarction. Annals of Neurology. 44, 255-258 (1998).
  12. Kramer, M., et al. TTC staining of damaged brain areas after MCA occlusion in the rat does not constrict quantitative gene and protein analyses. Journal of Neuroscience Methods. 187, 84-89 (2010).
  13. Blinder, P., Shih, A. Y., Rafie, C., Kleinfeld, D. Topological basis for the robust distribution of blood to rodent neocortex. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 12670-12675 (2010).
  14. Nishimura, N., Rosidi, N. L., Iadecola, C., Schaffer, C. B. Limitations of collateral flow after occlusion of a single cortical penetrating arteriole. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 30, 1914-1927 (2010).
  15. Nishimura, N., Schaffer, C. B., Friedman, B., Lyden, P. D., Kleinfeld, D. Penetrating arterioles are a bottleneck in the perfusion of neocortex. Proceedings of the National Academy of Sciences. 104, 365(2007).
  16. Blum, S., et al. Memory after silent stroke: Hippocampus and infarcts both matter. Neurology. 78, 38-46 (2012).
  17. Heinsius, T., Bogousslavsky, J., Van Melle, G. Large infarcts in the middle cerebral artery territory Etiology and outcome patterns. Neurology. 50, 341-350 (1998).
  18. Wardlaw, J. What causes lacunar stroke. Journal of Neurology, Neurosurgery & Psychiatry. 76, 617-619 (2005).
  19. Inoue, Y., et al. Ischemic stroke under anticoagulant therapy]. Rinsho shinkeigaku. Clinical Neurology. 50, 455-460 (2010).
  20. Tiannan Wang, W. C., Xie, Y., Zhang, W., Ding, S. Controlling the Volume of the Focal Cerebral Ischemic Lesion through Photothrombosis. American Journal of Biomedical Sciences. 2, 33-42 (2009).
  21. Head, B. P., Patel, P. Anesthetics and brain protection. Current Opinion in Anaesthesiology. 20, 395-399 (2007).
  22. Kirsch, J. R., Traystman, R. J., Hurn, P. D. Anesthetics and cerebroprotection: experimental aspects. International Anesthesiology Clinics. 34, 73-93 (1996).
  23. Koerner, I. P., Brambrink, A. M. Brain protection by anesthetic agents. Current Opinion in Anaesthesiology. 19, 481-486 (2006).
  24. Gelb, A. W., Bayona, N. A., Wilson, J. X., Cechetto, D. F. Propofol anesthesia compared to awake reduces infarct size in rats. Anesthesiology. 96, 1183-1190 (2002).
  25. Bhardwaj, A., Castro, I. A., Alkayed, N. J., Hurn, P. D., Kirsch, J. R. Anesthetic choice of halothane versus propofol: impact on experimental perioperative stroke. Stroke; A Journal Of Cerebral Circulation. 32, 1920-1925 (2001).
  26. Barretto, R. P., Messerschmidt, B., Schnitzer, M. J. In vivo fluorescence imaging with high-resolution microlenses. Nature Methods. 6, 511-512 (2009).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

Dünnes Schädelkranzfenstersomatosensorischer KortexLaserexzitationInduktion von PhotothrombosenTTC-FärbungNachweis zerebraler Infarktelongitudinale In-vivo-BildgebungMaus-Schlaganfallmodell
Rose Bengal Photothrombosis von konfokalen optischen Imaging
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.